A 3D Human Lung Tissue Model for Functional Studies on Mycobacterium tuberculosis Infection

Clara Braian; Mattias Svensson; Susanna Brighenti; Maria Lerm; Venkata R. Parasa

doi:10.3791/53084

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Immunology and Infection

Un modelo de tejido 3D Pulmón humano de Estudios funcionales en Mycobacterium tuberculosis Infección

Published: October 05, 2015

doi:

10.3791/53084

Clara Braian¹, Mattias Svensson², Susanna Brighenti², Maria Lerm¹, Venkata R. Parasa^1,2

¹Department of Clinical and Experimental Medicine,Linköping University, ²Department of Medicine,Karolinska Institute

Summary

Human tuberculosis infection is a complex process, which is difficult to model in vitro. Here we describe a novel 3D human lung tissue model that recapitulates the dynamics that occur during infection, including the migration of immune cells and early granuloma formation in a physiological environment.

Abstract

La tuberculosis (TB) sigue teniendo una gran amenaza para la salud de las personas en todo el mundo, y hay una necesidad de modelos rentables, pero fiables para ayudarnos a entender los mecanismos de la enfermedad y promover los descubrimientos de nuevas opciones de tratamiento. Cultivos celulares in vitro de las monocapas o co-cultivos carecen de la tridimensional medio ambiente (3D) y las respuestas de los tejidos. En este documento, se describe un innovador modelo in vitro de un tejido pulmonar humano, que promete ser una herramienta eficaz para el estudio de los complejos acontecimientos que ocurren durante la infección por Mycobacterium tuberculosis (M. tuberculosis). El modelo de tejido 3D consiste en células epiteliales y fibroblastos específicos de tejido, que son cultivadas en una matriz de colágeno en la parte superior de una membrana porosa. Tras la exposición de aire, las células epiteliales estratificar y secretar moco en la parte apical. Mediante la introducción de los macrófagos primarios humanos infectados con M. tuberculosis al modo de tejidol, hemos demostrado que las células inmunitarias migran al tejido infectado y forman primeras etapas de granuloma TB. Estas estructuras recapitulan la característica distintiva de la tuberculosis humana, el granuloma, que es fundamentalmente diferente o no se observa comúnmente en modelos animales experimentales utilizados. Este método de cultivo organotípico permite la visualización en 3D y el análisis cuantitativo robusto que proporciona información fundamental sobre las características espaciales y temporales de las interacciones célula-patógeno de acogida. En conjunto, el modelo de tejido pulmonar proporciona un tejido microambiente fisiológicamente relevante para los estudios sobre la tuberculosis. Por lo tanto, el modelo de tejido pulmonar tiene implicaciones potenciales para ambos estudios mecanicistas y aplicados básicos. Es importante destacar que el modelo permite la adición o manipulación de tipos de células individuales, que de este modo amplía su uso para modelar una variedad de enfermedades infecciosas que afectan a los pulmones.

Introduction

En los seres humanos, las respuestas a la infección, la inflamación del tejido, el reclutamiento celular, la remodelación tisular y la regulación de la homeostasis del tejido son eventos complejos que implican diferentes tipos de células. Por lo tanto, estos procesos son los más estudiados en el entorno del tejido local. Anteriormente, esto ha sido principalmente posible utilizando modelos animales experimentales. Sin embargo, los animales experimentales utilizados tienen muchos límites ya que a menudo responden a los patógenos de una manera diferente que los humanos y también muestran un curso diferente de la enfermedad ^1. Un humano en el modelo de tejido pulmonar vitro tiene las posibilidades para estudiar las respuestas inmunes específicas en el pulmón humano.

Infección de tuberculosis humana (TB) es una enfermedad que afecta principalmente a los pulmones. Mycobacterium tuberculosis (M. tuberculosis), el agente causante de la TB, alcanza el pulmón a través de gotitas de aerosol que son transportados al espacio alveolar, donde las bacterias son engullidas por dendri pulmonarcélulas de tics y macrófagos alveolares como parte de la respuesta inmune innata a la infección ^2,3. La fagocitosis del patógeno conduce a la compartimentación del error dentro de un fagosoma e idealmente como resultado la neutralización y el asesinato del agente patógeno por el fagocito. Hasta 50% de los individuos expuestos a M. la tuberculosis se cree que son capaces de eliminar la infección a través de la respuesta inmune innata ^4. Otros resultados de la infección son un despeje de la adaptación del sistema inmunológico en una etapa posterior, la infección latente o en el peor de los casos la enfermedad activa crónica ^5.

Anteriormente no se han presentado los modelos de tejidos in vitro para el estudio de la tuberculosis humana. Cultivos de células individuales de los macrófagos humanos u otras células de sangre periférica a menudo se han utilizado ^6,7. La desventaja de este enfoque es que no pueden reflejar la dinámica de los diferentes tipos de células que operan juntos en un tejido pulmonar expuesto a M. tuberculosis . Por lo tanto, hay una necesidad de un modelo in vitro para ser capaz de realizar estudios funcionales y mecanicistas sobre la tuberculosis. El modelo en el tejido pulmonar humano in vitro descrito aquí basada en células fue establecida originalmente por nuestro grupo de estudios sobre las funciones celulares dendríticas ^8. Hemos adaptado este método para el estudio de la tuberculosis.

El modelo de tejido pulmonar humano que aquí se presenta se compone de células epiteliales y fibroblastos ⁸ específicos de tejido. Estas células se cultivan en una matriz de colágeno en la parte superior de una membrana porosa en un inserto de transwell y las estructuras de forma que se asemeje tejido pulmonar humano normal (Figura 1). Cuando se expone al aire las células comienzan a secretar moco en la parte apical ^8. Mediante la implantación de los macrófagos primarios humanos infectados con M. tuberculosis al modelo, hemos observado cómo las células inmunes migran en el tejido y forman primeras etapas de granulomas TB ^9. Este es el primer modelo de tejido descr humanaibed para la tuberculosis y plantea una herramienta prometedora para el estudio de la respuesta inmune innata a la tuberculosis y otras enfermedades del pulmón. Hasta la fecha, hemos utilizado sólo monocitos y macrófagos como células inmunes en el modelo, pero el nivel de complejidad se puede aumentar mediante la inclusión de tipos de células relevantes adicionales.

Figura 1. Esquema Esquema del modelo de tejido pulmonar. (A) El modelo se compone de células epiteliales pulmonares-específica humanos, M. tuberculosis infectados con macrófagos primarios y tinte rojo monocitos marcados sembró en colágeno incrustado fibroblastos preparados en un filtro transwell. La exposición de la modelo de tejido al aire inicia la producción de proteínas de la matriz extra-celular, la secreción de moco y la estratificación por el epitelio. El modelo de tejido 3D así desarrollada es una herramienta útil para estudiar M. infección de tuberculosis en un entorno que closely se asemeja a un pulmón humano. (B) imágenes microscópicas representativas de los diferentes pasos en la preparación del modelo de tejido. (C) estructura completa de la sección de tejido modelo de pulmón. Escala -. 100 m Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Protocol

Nota: sangre periférica humana de donantes de sangre sanos anónimos comprados en el banco de sangre del Hospital Universitario de Linköping, Suecia fue usada como la fuente de las células inmunes para este estudio. Este protocolo está diseñado para insertos de placas de 24 mm de 6 pocillos. Adaptación directa a otros formatos, así no se recomienda ya que los contratos tipo de tejido, tanto vertical como horizontalmente durante el desarrollo. 1. Preparación de Materiales, Medios de Comunicación y Cultura de las bacterias / Líneas Celulares Cultura de las bacterias: Crece la tensión por micobacterias M. tuberculosis H37Rv que lleva el plásmido pFPV2 para expresar constitutivamente la proteína fluorescente verde (GFP), en medio 7H9 Middlebrook que contiene 0,05% de Tween-80, 0,5% de glicerol, kanamicina (20 mg / ml), y suplementado con albúmina de Middlebrook, dextrosa y enriquecimiento catalasa ( Middlebrook ADC Enriquecimiento), a 37 ° C con 5% de CO 2 durante 7-10 días. Nota: Todas paso experimentals que implica vivo virulenta M. cepas de tuberculosis se deben realizar en una instalación BSL-3. Preparar el medio completo de 1x Dulbecco medio de Eagle modificado (DMEM) (suplementado con piruvato 1 mM de sodio, 2 mM L-glutamina, 100 U / ml de penicilina, / ml de estreptomicina, HEPES 10 mM, 0,1 mM aminoácidos no esenciales 100 mg y 10 % inactivado por calor suero bovino fetal (FBS)). Prepara también un medio completo DMEM libre de antibióticos. Preparar Medium (MEM) medio esencial mínimo 1x completa (piruvato de sodio 1 mM, 2 mM L-glutamina, 100 U / ml de penicilina, 100 mg / ml de estreptomicina, HEPES 10 mM, 0,1 mM aminoácidos no esenciales y 10% al calor suero bovino fetal inactivado (FBS)). Preparación de fibronectina / matraces recubiertos con colágeno (total 10 ml): Pipetear 8,8 ml de fosfato 1x solución salina estéril tamponada (PBS) en un tubo limpio. Añadir 1 ml de albúmina de suero bovino (1 mg / ml), 100 l tipo I colágeno bovino (3 mg / ml) y 100 l recombinante huhombre fibronectina (1 mg / ml). Mezclar la solución girando el tubo boca abajo 5 veces. Los matraces se recubren con una solución de fibronectina / colágeno (1 ml para un T-25 y 2 ml para un matraz T-75). Déjelo O / N a 37 ° C. Después de la incubación, se retira la solución y almacenar los matraces recubiertos a TA. Nota: La solución recogida se puede almacenar a 4 ° C y se reutiliza por tres veces. Almacenamiento durante más de 2 semanas puede provocar que el líquido a tomar color (formación de cristales), donde sobre él debe ser desechado. Cultura de los fibroblastos: Crecer y mantener MRC-5, (una línea celular de fibroblastos de pulmón humano derivado de tejido pulmonar normal de un niño de 14 semanas de edad feto masculino), en DMEM completo en 5% de CO 2 a 37 ° C. Utilice los fibroblastos en pasajes 24-26 y crecer hasta 70-80% de confluencia. Nota: MRC-5 línea celular en el paso> 30 tienden a perder la morfología y no se recomienda para su uso en el modelo de tejido. Cultura de las células epiteliales: Obtener 16HBE14o- (16HBE), una línea bronquial humana inmortalizada de células epiteliales que conserva la morfología diferenciada y la función del epitelio normal de la vía aérea humana, (esto fue un regalo del doctor Dieter Gruenert, Centro de Cáncer Sión Monte de la Universidad de California en San Francisco , EE.UU. 10.). Células 16HBE Cultura en frascos de fibronectina / recubiertos con colágeno y mantienen las células en MEM completo en 5% de CO 2 a 37 ° C. Preparación de 5x DMEM Preparar 5x DMEM disolviendo 13,4 g de polvo de DMEM y 3,7 g de bicarbonato de sodio en 150 ml de agua destilada estéril. Ajustar el pH del medio a 7,3, completar el volumen de 200 ml y filtrarla usando 0,22 micras filtro de membrana. Recoger el medio filtrado en un recipiente estéril y se almacenó hasta su uso a RT. 2. Preparación de los fibroblastos embebidos-colágeno Alícuotas Descongele de FBS y L-glutamina en un 37 ° C baño de agua.Después de la descongelación mantener las muestras en hielo. Coloque bicarbonato de sodio (71,2 mg / ml) y gentamicina (50 mg / ml) a 4 ° C. Pre-cool 50 ml tubos de centrífuga y 10 ml pipetas estériles a 4 ° C. Nota: Todos los materiales utilizados (excepto el 5x DMEM) se enfrían en hielo antes de su uso y todos los pasos se llevan a cabo en el hielo. El colágeno de tipo I bovino (1,1 mg / ml) se debe mantener frío, ya que esto impide la solidificación de colágeno. Preparar las células de fibroblastos: Tripsina caliente en un baño de agua ° C 37 e incubar cantidad suficiente con fibroblastos pulmonares (MRC-5) las células durante 10 min a 5% de CO2 a 37 ° C. Neutralizar la tripsina mediante la adición de 1x DMEM completo. Aspirar la suspensión de células y se centrifuga a 300 xg durante 5 min. Aspirar el sobrenadante y resuspender las células en 2,3 x 10 5 células / ml en DMEM completo. Colocar las células en hielo hasta que esté listo para su uso. Preparar la premezcla: Agregue lo siguiente a un tubo rotulado "premezcla"; 395l de 5x DMEM, 40 l L-glutamina, 120 l de NaHCO3 (71,2 mg / ml), 440 mu l de FBS, 5 l de gentamicina (50 mg / ml), Total volumen de 1.000 l, a continuación, haga girar la pre-mezclar bien y poner en hielo. Nota: Los volúmenes indicados se refieren a un solo 24 mm de 6 pocillos inserto de cultivo. Calcular las cantidades específicas que se requieren para el número total de inserciones pero agrega uno más para estar seguro, se prepara lo suficiente premezcla. Preparar la mezcla de colágeno acelular: Para cada cultura añadir 1 ml de mezcla de colágeno acelular. Agregue lo siguiente a un tubo cónico de 50 ml en el hielo en el orden dado; 686 l de 1,1 mg / ml de colágeno, 250 l Pre-mix y 64 mu l 1x DMEM completo a un volumen total de 1.000 l. Mezclar la solución así garantizar no hay burbujas de aire. Trabajo rápido y añadir el colágeno en la pared del tubo para evitar burbujas de aire. Añadir 1 ml de la mezcla de la capa acelular para el inserto colocado en la placa de 6 pocillos. No agregue cualquier medio al pozo fuera de la inserción. EnCubate durante 30 min en una incubadora a 37 °. Asegúrese de que la mezcla acelular cubre todo el inserto sin burbujas de aire. Preparar la mezcla de colágeno celular: Mezclar los componentes de la capa celular en un tubo cónico de 50 ml se mantuvieron en hielo en el siguiente orden; 2 ml de colágeno, 615 l Pre-mix, 58 l de 1x DMEM completo y 327 en suspensión de células fibroblastos pulmonares l (MRC-5) para compensar el volumen total a 3.000 l. Cada cultura requiere 3 ml de mezcla de colágeno celular. PASO CRÍTICO: Asegúrese de mezclar el colágeno y la premezcla cuidadosamente antes de la adición de la suspensión celular. Esto neutralizar el pH del colágeno para evitar efectos tóxicos sobre los fibroblastos. Añadir la capa celular (3 ml) en la parte superior de la capa de colágeno acelular y se incuba durante 2 horas en una incubadora a 37 °. Trabajo rápido y añadir el colágeno en la pared del tubo para evitar burbujas de aire. Después de la polimerización, añadir 2 ml de DMEM completo a tél parte inferior de la placa de 6 pocillos (bajo el inserto) e incubar durante 24 hr. NOTA: Si no se produce la polimerización, deseche los insertos de placas que contienen la matriz de fibroblastos-colágeno y puesta de nuevo. La causa más probable es un error en la adición o volumen incorrecto de uno de los reactivos enumerados anteriormente. 3. Cultura continua de la Matriz-fibroblastos colágeno Cuidadosamente levante el inserto usando un fórceps limpios y aspirar el medio de cultivo desde el fondo del pozo. Añadir 2 ml de DMEM completo a la parte inferior del pozo seguido de 2 ml de DMEM completo dentro del inserto. Evitar la introducción de burbujas de aire debajo de la inserción, ya que esto evitará la difusión de nutrientes entre las cámaras interior y exterior. Quite las burbujas de aire con una punta de micropipeta. Cambie el medio de cultivo (por dentro y por debajo de la inserción) cada dos días y la cultura durante aproximadamente 5-7 días. Tenga cuidado en la eliminación de los medios de comunicación de la inserción. Para evitar contact con la matriz de fibroblastos colágeno, incline ligeramente el inserto usando unas pinzas limpias y aspirar los medios de comunicación de las paredes de inserción. PASO CRÍTICO: Los fibroblastos en la matriz de colágeno deben recibir un fenotipo alargado, y la remodelación del colágeno, que luego los contratos. En alrededor de 5-7 días, la matriz se ha contraído para formar una plataforma (10-14 mm de diámetro) en el centro de la pieza de inserción. La matriz contraído está listo para su uso en el siguiente paso. Para obtener una contracción uniforme de la matriz es crítico que los fibroblastos son bien mezclado con el colágeno antes de sembrar (Paso 2.6.1). 4. La siembra de las células inmunes (infectados / no infectadas monocitos-macrófagos Mezcla) Nota: Los siguientes pasos experimentales implican micobacterias virulentas y por lo tanto se deben realizar en una instalación BSL-3. Preparación de los monocitos y macrófagos primarios: Aislar los monocitos de sangre periférica de la sangre del donante utilizando un establiarrojar protocolo. Aislar los monocitos en el mismo día como la creación del modelo y cultivo de tejidos y diferenciarlos en macrófagos durante aproximadamente 7 días antes de la infección con M. tuberculosis. NOTA: Esto asegurará tanto los macrófagos y la matriz de fibroblastos colágeno contraído están disponibles después de 7 días. También aislar monocitos frescas que se añadirán junto con los macrófagos infectados. Preparación de M. tuberculosis con infección por macrófagos Cosecha de las bacterias cultivadas, lavar con 1x PBS que contenía 0,05% de Tween-80, resuspender en DMEM completo libre de antibióticos, pasar a través de un truncada estéril 27 G aguja para dispersar aglomeraciones bacterianas y medir la densidad óptica. Nota: Pre-determinar la M. colonia tuberculosis formación de equivalentes de unidades de densidad óptica en el laboratorio. Esto le dará una estimación del número de bacterias que se utilizará para la infección. Incubar los macrófagos durante 4 horas con M. tuberculosis en la multiplicidad de infección (MOI) 10). Después de la infección, se lava 3 veces con 1x PBS para eliminar las bacterias extracelulares. Utilice macrófagos no infectados cultivadas de la misma manera pero sin M. tuberculosis, como controles. Separar los macrófagos de la placa de cultivo mediante tratamiento con EDTA 2 mM durante 10 min a 37 ° C y se resuspendieron las células en DMEM libre de antibióticos completa. Etiquetado de los monocitos Nota: El aislamiento y el etiquetado de los monocitos se pueden realizar en el banco BSL-2 y, a continuación tenidos en instalación BSL-3 para su posterior procesamiento. Tinción de monocitos recién preparado (2 x 10 7 células) con una concentración final de 2 mM PKH26 colorante rojo durante 5 min, de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Lavar 3x y resuspender las células con DMEM libre de antibióticos completa a una densidad de 1 x 10 7 células / ml. La adición de las células inmunes para fibroblastos-colágeno de la matriz LAespués de 5-7 días de la cultura de la matriz-fibroblastos colágeno, aspirar el medio de cultivo de las cámaras exteriores e interiores y añadir 1,5 ml de DMEM libre de antibióticos fresca completa a la cámara exterior. Preparar un monocito-macrófago marcado (infectados no infectada /) mezcla con una proporción de MO: MQ (5: 1) en 50 l DMEM completo. Por 50.000 macrófagos, tome 250.000 monocitos etiquetados. Añadir 50 l MO: mezcla de MQ a la matriz de colágeno de los fibroblastos y se incuba durante 1 h en 5% de CO 2 a 37 ° C. Después de la incubación, añadir con cuidado 2 ml de medio de cultivo en el inserto y se incuba durante 24 hr un adicional en 5% de CO2 a 37 ° C. Nota: A medida que las células añadidas están débilmente unidos, además de los medios de comunicación debe ser lento añadiendo suavemente sobre las paredes de la inserción. 5. La siembra de las células epiteliales de pulmón (16HBE) Nota: Los siguientes pasos se deben realizar en una instalación BSL-3. Semilla de pulmón ecélulas pithelial (16HBE) en la parte superior de la MO: MQ-fibroblastos-colágeno capa. Para llevar a cabo esto, primero disociar 16HBE células del matraz mediante el tratamiento con tripsina (como en 2.2.1.) Y resuspender en 4 x 10 6 células / ml en DMEM libre de antibióticos. Aspirar los medios de cultivo dentro y fuera de la inserción. A continuación, añadir 1,5 ml de DMEM completo en la parte inferior del pozo fuera de la inserción libre de antibióticos. Añadir 50 l de 16HBE en la parte superior de la matriz de colágeno-celular de fibroblastos inmune. Deja durante 2 minutos en el capó y se incuba durante 1 hora en 37 ° C incubadora con 5% de CO 2. Después de la incubación, añadir suavemente 2 ml de DMEM completo dentro de la inserción y la cultura libre de antibióticos a 37 ° C durante 3 días. La etapa de cultivo facilita la proliferación de células epiteliales en el modelo de tejido. Nota: A medida que las células añadidas están débilmente unidos, además de los medios de comunicación debe ser lento y suave deslizando a través de las paredes de la inserción. 6. Aire exposición del pulmón 3DModelo Nota: Después de 5 días después de la adición de los macrófagos infectados, los modelos de tejidos tienen aire expuesto y los siguientes pasos se deben realizar en una instalación BSL-3. Aspirar los medios de cultivo dentro y fuera de la inserción. Nota: En este paso sobrenadantes se pueden recoger para la detección de factores secretados. Centrífuga, de filtro estéril y almacenar sobrenadantes a -70 ° C. Añadir 1,8 ml de DMEM libre de antibióticos completos en la cámara exterior y se incuban en 5% de CO 2 a 37 ° C incubadora durante 2 días. No agregue medios de cultivo dentro del inserto. NOTA: Air-levantamiento del modelo de tejido facilita la formación de epitelio estratificado y la secreción de moco, que proporciona la fuerza para el tejido y la semejanza fisiológica al tejido pulmonar humano. 7. Recolección y Montaje del Tejido modelo 3D de pulmón Nota: Los siguientes pasos se deben realizar en una instalación BSL-3. En el día 7 después de la implantación de los macrófagos infectados, los modelos de tejidos están listos para la cosecha. Retire los medios de cultivo por completo del modelo de tejido. Fijar el modelo de tejido con paraformaldehído al 4% durante 30 minutos en la oscuridad a temperatura ambiente. Este paso mata a las bacterias y fija la morfología del tejido / célula para su posterior procesamiento. El uso de un bisturí, separar la membrana del inserto así. La transferencia de la membrana que contiene el tejido a un pocillo que contiene PBS 1x. Corte y retire los lados del modelo de tejido utilizando un escalpelo limpio. Luego cortar el modelo de tejido en 4 trozos cuadrados aproximadamente iguales. Transferir una porción de tejido en un portaobjetos de vidrio SuperFrost. Guarde las piezas de tejido en 1x PBS a 4 ° C. Se seca el tejido durante 5 min y montar usando prolongar Oro antifade con DAPI y cubreobjetos. Deja las diapositivas sin molestar en la oscuridad a temperatura ambiente hasta que se seque. Nota: El espesor del tejido puede variar entre el centro y la periferia, causando una ligera tilting del cubreobjetos. Para evitar esto, un espaciador (por ejemplo parafina) se puede colocar en la esquina de la hoja de la cubierta. Aplicar el esmalte de uñas de los bordes del cubreobjetos y deje que se seque. Sumergir los portaobjetos en etanol al 70% para que sean seguros para llevar a cabo de la instalación BSL-3. 8. Visualización, Adquisición y Análisis Cuantitativo 3D Visualizar las diapositivas de tejido utilizando un sistema de microscopio confocal con láser que emite a 488 nm para la excitación de GFP (canal verde), 420 nm para DAPI (azul) y 555 nm para los monocitos marcados con PKH26 (rojo), respectivamente. Adquirir imágenes en 3D con una resolución de 512×512 con Z-pilas que cubre a un mínimo de 20 micras de espesor y que tiene 1 – 1.5 m de separación entre las pilas. Adquirir 5-10 campos diferentes que cubren todo el pedazo de tejido. Nota: Utilice la configuración como Nyqvist para los ajustes óptimos de resolución óptica (longitud de onda, láser de potencia / exposición, tamaño de píxel y zoom). Evite la ONUder o más de saturación de píxeles. Analizar las imágenes confocal con el software de procesamiento de imágenes en 3D. Para la cuantificación 3D de grupos de células, se recomiendan los siguientes pasos para el análisis óptimo. Abra el software de procesamiento de imágenes 3D y cargar la imagen. Medir las dimensiones de los objetos que deben ser analizadas en la imagen, por ejemplo, del tamaño de un núcleo, monocitos individual y bacterias individuales. Estas observaciones son útiles para definir o filtrar los objetos. Con una herramienta de ajuste de pantalla, optimizar la representación de volumen mediante el ajuste de cada canal para contraste de la imagen, el brillo y mezclar opacidad. Este paso es reducir al mínimo la interferencia de ruido en representación de volumen. Nota: La corrección gamma puede conducir a la manipulación de las imágenes y por lo tanto debe evitarse. Crear superficies seleccionando el canal rojo (monocitos) y establecer el umbral (selección automática o manual). Si es necesario, utilice filtros para restringir la selección de los monocitos rojas o excluir la bANTECEDENTES. Del mismo modo, para crear superficies verde (M. tuberculosis) y azul (núcleos) canales como se ha descrito anteriormente. Exportación de los datos en los archivos de MS-Excel. Es posible exportar un parámetro en particular o todos los datos. Los parámetros que son relevantes para el análisis de agrupación de células son el volumen, la intensidad, el número de objetos, el número de voxels y esfericidad. Guardar y exportar las imágenes en un formato de imagen adecuado preferentemente TIFF. NOTA: Las animaciones también se puede hacer mediante el menú de animación y se guarda como un archivo multimedia. Guarde la configuración de análisis de cada canal utilizando la opción de añadir parámetros y se pueden recuperar posteriormente utilizando la función Reconstruir. Analizar simultáneamente varios archivos utilizando la herramienta de procesamiento por lotes. Nota: Todas las imágenes que se comparan deben ser adquiridos, procesados y analizados de la misma manera. Por ejemplo, una imagen de 8 bits (256 entero) no debe compararse una imagen de 12 bits (4096 entero) con.

Representative Results

Un modelo de tejido pulmonar 3D para la tuberculosis humana puede ser utilizado eficazmente para estudiar las interacciones huésped-patógeno en M. infección por tuberculosis. Los pasos básicos de este método, las imágenes microscópicas representativas de diferentes pasos y una estructura microscópica general de una sección de tejido se indica en la Figura 1. El modelo tiene varios componentes del tejido pulmonar humano, incluyendo fibroblastos de pulmón, células epiteliales bronquiales y monocitos primarios / macrófagos incrustado en el entorno del tejido 3D. Además de la incorporación de componentes de tejido de pulmón humano, el modelo se asemeja a condiciones fisiológicas a saber, la estratificación de los epitelios y la secreción de moco. Un ejemplo para el uso del modelo de tejido pulmonar en el seguimiento de una infección de TB se presenta en la Figura 2. Para visualizar la M. tuberculosis migración celular -immune e interacción, que introdujeron los macrófagos infectados con M. tuberculosis que expresan GFP(verde) junto con los monocitos PKH26 marcado recién aisladas (rojo) en el modelo de tejido (azul, manchado DAPI para los núcleos). En el día 7 después de la adición de M. tuberculosis células infectadas en el modelo de tejido, microscopía confocal revela la agrupación de los monocitos de color rojo en el sitio de infección (verde) (Figura 2), que imita las lesiones característicos de la TB humana 9. Una serie de imágenes representativas para la visualización 3D de M. tuberculosis infectados con modelo de tejido y la cuantificación de los grupos de células se muestra en la Figura 3. La visualización en 3D da la flexibilidad para el usuario para interactuar, examinar y cuantificar varias características en una imagen en 3D. La disposición espacial de las bacterias verdes y rojos racimos de monocitos se puede ver desde la vista apical, rotacional y lateral como se ilustra en la figura 3B, lo que revela la agrupación de los monocitos en el sitio de M. Los racimos de tuberculosis. no se observido en los tejidos no infectados (Figura 3A). Hemos cuantificado el tamaño y el número de grupos de células de monocitos y encontramos que el tamaño (volumen) de grupos de células se ha mejorado (p <0,001), mientras que el número de monocitos individuales disminuyó (p <0,01) en M. tuberculosis tejidos infectados en comparación con los modelos de tejido no infectadas (Figura 3C y 3D). Estos datos valida nuestra anterior conclusión de la formación de granulomas a principios de M. infección tuberculosa observa en los modelos de tejido pulmonar analizados en secciones de tejido 2D 9. Nuestros datos sugieren que el modelo de tejido proporciona un hábitat natural 3D para investigar el complejo de acogida por células M. red de comunicación tuberculosis. También se encontró que la visualización en 3D y el análisis cuantitativo son mejores herramientas para el estudio de las características del modelo de tejido (Figura 3). La cuantificación de un grupo de células (granuloma por ejemplo) a menudo stretch hes a varias capas de células y pueden ser capturados por completo por un análisis cuantitativo 3D. Además, la visualización de las características espaciales y temporales exactas de las células individuales o bacterias en el modelo permite estudios de imagen en vivo, de migración y de seguimiento en un laboratorio designado. Figura 2. monocitos en el clúster modelo tejido alrededor virulenta M. tuberculosis. confocal de imágenes representativas de los no infectados y M. se presenta la tuberculosis modelo de tejido infectado. Paneles de verde (M. tuberculosis- GFP), rojo (monocitos PKH26 marcado), azul (núcleos teñidos con DAPI) y canales fusionadas muestran el reclutamiento de monocitos en el tejido infectado en comparación con los tejidos infectados. Scale – 100 micras.large.jpg "style =" font-size: 14px; line-height: 28px; "target =" _ blank "> Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 3. Visualización 3D y el análisis cuantitativo de modelo de tejido proporcionan información útil. Imágenes representativas de visualización en 3D de todo el modelo de tejido (A) del tejido infectado, (B) infectados con M. tuberculosis, a través de seccionamiento óptico Zeiss LSM700 usando microscopio confocal y análisis cuantitativo por el software de procesamiento de imágenes Imaris (versión 7.6.8). Estas imágenes fueron adquiridas a 20X aumentos, 14 z-pilas que cubren un espesor de tejido de 19,5 m con 1,5 micras intervalo, permitiendo la visualización de la posición horizontal apical, de rotación, vista vertical y lateral de rotación (A y B). (C) Quaanálisis ntitative de grupos de células de monocitos revelan mejorada (p <0,0001) tamaño de los clusters granuloma primeros después M. infección de tuberculosis cuando se compara con la ausencia de infección. (D) Cuantificación de número de monocitos mostró una disminución (p <0,01) en el tejido infectado en comparación con el tejido no infectado, reiterando más grupos en el tejido infectado. Verde – M. GFP tuberculosis, Red – monocitos marcados PKH26, Azul – núcleos celulares, Escala -. 100 m Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Discussion

The ability to recruit and form organized cell clusters at the site of infection is the hallmark of human TB ¹¹. These dynamic structures known as tubercle granulomas primarily consist of immune cells (macrophages, monocytes, T-cells and B-cells) and multi-nucleated giant cells surrounding M. tuberculosis. The role of the granuloma has long been considered to wall off the infection, preventing local spread of bacteria. However, more recent studies show that granuloma formation is critical for early bacterial survival, growth and dissemination ¹². A strategy of new studies is to identify molecules or pathways that could efficiently be targeted to inhibit the cellular migration in granuloma formation and/or TB dissemination.

A caveat for novel studies on TB is the lack of models that recapitulate human TB. The most widely used experimental animals do not form true granuloma upon M. tuberculosis infection, and are therefore not appropriate choices for studies of TB ^13-16. Non-human primates have the closest resemblance to human TB ¹⁷, but are not the preferred choice owing to high operational costs and ethical issues. Human TB is a complex immunological process and is difficult to model in vitro. Cell cultures of monolayers or co-cultures lack the 3D environment and tissue responses. Therefore, we have developed an innovative lung tissue model based on human primary immune cells and human lung-specific cell lines ^8,9. The model displays characteristic features of human lung tissue, including epithelia with evenly integrated macrophages, formation of extracellular matrix, stratified epithelia and mucus secretion ⁹.

The 3D human lung tissue model has several benefits over the in vitro single or co-cultures seeded on tissue culture plates or transwell inserts. First, the human lung-specific cells (fibroblasts and epithelial cells) are not commonly included in the in vitro single or co-cultures. Second, the immune cells and lung-specific cells are embedded in a 3D physiological context (collagen rich extra-cellular matrix products). The response of cells to a stimulus/infection and the migratory behaviour of cells, for instance formation of a granuloma, differ significantly between a 2D and 3D environment. Furthermore, the described method enables the 3D visualization and robust 3D quantitative analysis that provides pivotal information on spatial distribution and intricate cellular interactions.

Experimental infection in the model tissue with M. tuberculosis resulted in clustering of macrophages at the site of infection, reminiscent of early TB granuloma (Figure 2 and 3). We have recently demonstrated that mutant strains defective in the ability to secrete the virulence factor ESAT-6 or Mycobacterium bovis BCG that lacks ESAT-6 did not induce the clustering of monocytes (no early granuloma), in contrast to the virulent M. tuberculosis ⁹. These data are consistent with the observations made from Mycobacterium marinum-infected zebrafish embryos, whose transparency allows for elegant live imaging of granuloma formation ¹². As there is no gold-standard model for TB, we took advantage of the surgically resected tissue biopsies from TB patients for validation of the method ⁹. Our in vitro tissue model shares several characteristics with the lung and lymph node biopsies from TB patients, including the aggregation of macrophages in granuloma, the presence of both intra- and extracellular bacteria ¹⁸ and induction of necrosis ¹¹.

Although the described model has physiological relevance to human TB and has several advantages over other in vitro models, it has some limitations. For instance, out of more than 20 collagen proteins identified in humans, only type I is included to the model to mimic the extra-cellular matrix. However, type I collagen is a complex mixture of extra-cellular matrix products and is the most abundant collagen in the human body. Further, we have demonstrated the presence of collagen IV and several extra-cellular matrix proteins such as tropoelastin, vimentin and laminin, which are produced by the epithelial cells and fibroblasts in the tissue model, indicating the synthesis of new collagen ⁸. Presently, the lung tissue model only has monocytes and macrophages, besides lung-specific cells. It lacks neutrophils and lymphocytes that are also known to be present in the granuloma. Remarkably the model is not limited to the introduction of additional immune cells and is of interest to explore how they contribute to the complex cellular interactions in human TB. Implantation of primary alveolar macrophages, skin-specific cells and lung carcinoma cells has already been tested in the model. Since our objective was to use a model that closely resembles human TB, introduction of mouse cells have not been attempted.

In summary, the lung tissue model has implications for both basic mechanistic and applied studies. Potential applications of the lung model include the study of innate immunity, investigating mechanistic aspects of host defences such as phagosomal maturation, autophagy, production of cytokines, chemokines and anti-microbial peptides, and functional characterization of individual cell types. Strikingly, the in vitro tissue model allows manipulation of one or more cells types and provides a relevant tissue micro-environment, not only for studies on TB, but for a variety of infectious and non-infectious diseases that affect the lungs.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors acknowledge the Microscopy core facility at the Faculty of Health Sciences, Linköping University for providing access to advanced imaging systems; Karl-Eric Magnusson (Emeritus Scientist) at the Dept. of Clinical and Experimental Medicine, Linköping University for providing access to Imaris 3D/4D image processing software (Bitplane, Switzerland); and S. Braian for his help with the lung model cartoon. This work was supported by funds from the Swedish Research Council (Alternatives to animal research, 2012-1951) and Swedish Research Council (2012-3349) to M.L. and Swedish Foundation for Strategic Research to S.B. S.B. receive grants from the Karolinska Institutet, Swedish Research Council, the Swedish International Development Cooperation Agency (Sida) and the Swedish Civil Contingencies Agency (MSB), and the Swedish Heart and Lung Foundation (HLF). M.S. received grants from the Karolinska Institutet and Stockholm County Council.

Materials

Cell culture inserts	BD Falcon	353092
6-well culture plates	BD Falcon	353046
MRC-5 cells, lung fibroblasts			ATCC#CCL-171
16HBE cells, lung epithelial cells			Gift from Dr. Dieter Gruenert, Mt. Zion Cancer Center, University of California, San Fransisco, USA
5 x Dulbecco’s modified Eagle’s medium (5 x DMEM)	Gibco	12800-082	Made from powder but add 5 times less water. Adjust pH to 7.3 and filter it using a 0.2 µm filter.
Dulbecco’s modified Eagle’s medium with glucose (DMEM) 1x	Gibco	41965-039
Minimum Essential Medium (MEM) 1x with Earle’s salts	Sigma	M4655
Non-Essential Amino Acids Solution, 100x	Life Technologies	11140-035
L-glutamine 200 mM (100x)	Gibco	25030-024
Sodium Pyruvate	Life Technologies	11360-039
NaHCO3 (71.2 mg/ml)			Prepared in house
Heat inactivated Fetal Bovine Serum (FBS)	Gibco	10270-106	Heat inactivated for 30 min, 56 °C
Gentamicin (50 mg/ml)	Gibco	15750-060
Hepes buffer solution 1M	Gibco	15630-056
Penicillin Streptomycin (Pen Strep)	Gibco	15140-122
Lymphoprep	Axis-Shield	7801
Ultrapure 0.5 M EDTA	Gibco	15575
Bovine Collagen PA treated (500 ml)	Organogenesis	200-055
Pure col purified Bovine Collagen solution (100 ml)	Advanced biomatrix	5005-B
Extracellular matrix protein, Fibronectin (1 mg)	BD	354008
Primary human monocytes/macrophages			Isolated from human whole blood or buffy coats.
PKH26 Red fluorescent cell linker	Sigma	MINI26
Mycobacterium tuberculosis H37Rv expressing green fluorescent protein			M. tuberculosis H37Rv wild type was transformed with the pFPV2 plasmid constitutively expressing GFP.
Middlebrook 7H9 medium	Difco	271310
BBL Middlebrook ADC Enrichment	BBL	211887
Tween-80
Glycerol
Kanamycin B sulfate (20 µg/ml)	Sigma	B5264
Prolong Gold anti=-fade reagent with DAPI	Invitrogen	P36935
Trypsin -EDTA
Bovine serum albumin
Paraformaldehyde
DAPI
LSM700 Confocal microscope	Zeiss
iMaris Scientific 3D/4D image processing software, version 7.6.8	Bitplane AG

References

Sakamoto, K. The pathology of Mycobacterium tuberculosis infection. Veterinary pathology. 49, 423-439 (2012).
Saunders, B. M., Britton, W. J. Life and death in the granuloma: immunopathology of tuberculosis. Immunol Cell Biol. 85, 103-111 (2007).
Kaufmann, S. H. New issues in tuberculosis. Ann Rheum Dis. Ann Rheum Dis. 63, ii50-ii56 (2004).
Morrison, J., Pai, M., Hopewell, P. C. Tuberculosis and latent tuberculosis infection in close contacts of people with pulmonary tuberculosis in low-income and middle-income countries: a systematic review and meta-analysis. Lancet Infect Dis. 8, 359-368 (2008).
Barry 3rd, C. E., et al. The spectrum of latent tuberculosis: rethinking the biology and intervention strategies. Nat Rev Microbiol. 7, 845-855 (2009).
Puissegur, M. P., et al. An in vitro dual model of mycobacterial granulomas to investigate the molecular interactions between mycobacteria and human host cells. Cell Microbiol. 6, 423-433 (2004).
Kapoor, N., et al. Human Granuloma In Vitro Model, for TB Dormancy and Resuscitation. PLoS One. 8, e53657 (2013).
Nguyen Hoang, ., T, A., et al. Dendritic cell functional properties in a three-dimensional tissue model of human lung mucosa. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302, L226-L237 (2012).
Parasa, V. R., et al. Modeling Mycobacterium tuberculosis early granuloma formation in experimental human lung tissue. Dis Model Mech. 7, 281-288 (2014).
Cozens, A. L., et al. CFTR expression and chloride secretion in polarized immortal human bronchial epithelial cells. Am J Respir Cell Mol Biol. 10, 38-47 (1994).
Brighenti, S., Andersson, J. Local immune responses in human tuberculosis: learning from the site of infection. J Infect Dis. 205, S316-S324 (2012).
Davis, J. M., Ramakrishnan, L. The role of the granuloma in expansion and dissemination of early tuberculous infection. Cell. 136, 37-49 (2009).
Gupta, U. D., Katoch, V. M. Animal models of tuberculosis. Tuberculosis (Edinb). 85, 277-293 (2005).
Kashino, S. S., Napolitano, D. R., Skobe, Z., Campos-Neto, A. Guinea pig model of Mycobacterium tuberculosis latent/dormant infection. Microbes Infect. 10, 1469-1476 (2008).
Singhal, A., et al. Experimental tuberculosis in the Wistar rat: a model for protective immunity and control of infection. PLoS One. 6, e18632 (2011).
Subbian, S., et al. Phosphodiesterase-4 inhibition alters gene expression and improves isoniazid-mediated clearance of Mycobacterium tuberculosis in rabbit lungs. PLoS Pathog. 7, e1002262 (2011).
Lin, P. L., et al. Tumor necrosis factor neutralization results in disseminated disease in acute and latent Mycobacterium tuberculosis infection with normal granuloma structure in a cynomolgus macaque model. Arthritis Rheum. 62, 340-350 (2010).
Rahman, S., et al. Compartmentalization of immune responses in human tuberculosis: few CD8+ effector T cells but elevated levels of FoxP3+ regulatory t cells in the granulomatous lesions. Am J Pathol. 174, 2211-2224 (2009).

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Cite This Article

Braian, C., Svensson, M., Brighenti, S., Lerm, M., Parasa, V. R. A 3D Human Lung Tissue Model for Functional Studies on Mycobacterium tuberculosis Infection. J. Vis. Exp. (104), e53084, doi:10.3791/53084 (2015).

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