Summary

마우스 도파민 뉴런의 차 문화

Published: September 08, 2014
doi:

Summary

Dopaminergic neurons play a vital regulatory role in the brain. Their loss is associated with Parkinson’s disease. In this video, we show how to generate primary cultures of central dopaminergic neurons from embryonic mouse mesencephalon. Such cultures are useful to study the extreme vulnerability of these neurons to various stresses.

Abstract

도파민 뉴런은 뇌 신경 세포의 총 수의 1 % 미만을 나타낸다. 신경이 적은 양의은 모터 제어, 동기 부여, 및 작업 메모리 중요 뇌 기능을 조절한다. 흑질 선조체 도파민 뉴런 선택적 파킨슨 병 (PD)에 퇴화. 이 진보적 인 신경 세포의 손실은 명백하게 병리의 모터 증상 (운동 완만, 휴식 진전, 근육 강도)와 연결되어 있습니다. 도파민 신경 세포의 변성을 담당하는 주요 에이전트는 아직 알 수 없습니다. 그러나 이러한 신경 세포는 다양한 조건에서 매우 취약한 것으로 나타납니다. 차 문화는 속성과 도파민 신경 세포의 특성을 조사하기 위해 가장 중요한 모델 중 하나를 구성한다. 이러한 문화는 중지하거나 신경 세포의 변성을 느리게하기 위해 PD 병리를 모방 다양한 스트레스 에이전트 및 신경 보호 화합물을 제공 할 수 있습니다. GENER왔다 PD의 수많은 형질 전환 마우스 모델지난 10 년간 나타나는데 더 도파민 신경 세포 배양에 대한 연구자들의 관심이 증가했다. 여기서, 비디오 프로토콜은 배아 마우스 뇌의 섬세한 절개에 초점을 맞추고있다. 복부 중뇌의 정확한 절제 후속 연구를 할 수 있도록 도파민 세포에서 충분히 풍부한 신경의 문화를 얻기 위해 매우 중요합니다. 이 프로토콜은 배아 형질 전환 마우스 실현 면역 형광 염색, 정량 PCR, 둘째 메신저 정량화, 또는 신경 세포의 죽음 / 생존 평가에 적합하다 할 수 있습니다.

Introduction

도파민, 필수적인 뇌의 신경 전달 물질 1,2 중 하나는, 주로 중뇌 도파민 (DA) 신경 세포에 의해 방출된다. DA 신경 세포의 대부분은 중뇌 2-6의 복부 부분에 상주. mesostriatal, mesolimbic 및 mesocortical 경로 2,5 : 도식적으로, 중뇌 DA 뉴런은 해부학 적 및 기능적으로 세에서 별개의 프로젝션 시스템을 나눌 수 있습니다. 전두엽 피질에 투사 도파민 경로는 인식이 연루되는 반면, 흑질 선조체 경로는 mesolimbic 경로 보강, 동기 부여, 학습에 중요한 역할을, 모터 동작에 참여하고있다.

DA 뉴런은 정신 분열증, 주의력 결핍, 하이퍼 활동 장애, 파킨슨 병 (PD) 2,4 등 여러 가지 인간의 신경 질환에 참여하고 있습니다. PD는 흑질 접속 DA 신경 세포의 진행성 및 퇴행성 선택적 특징선조체에 갈 거예요의 compacta (SNC). PD의 운동 증상의 책임이있는 선조체 (striatum)에서 심각한 도파민 고갈에 nigro – 선조체 DA 뉴런 결과의 손실 (운동 완만, 휴식 진동, 강성) 7. 특발성 PD의 초기 원인은 확립되지 않았으며, 현재 치료 선조체 도파민 수준을 복원하는 목표 만 증상이다. 대부분의 처방 약은 L-도파 (레보도파), 도파민의 자연 전구 물질이다. 레보도파의 투여가 일정 시간 동안 도파민 손실을 보상하지만, 모터 후 합병증 (운동 이상증의 온 / 오프 상태) 장기간 치료 8,9 일어난다.

도파민 뉴런과 PD에 대한 연구가 진행되어 일정 강렬한 노력은 세포 이식, 유전자 치료, 또는 신경 보호제 10,11에 기반 치료법을 개발하기 위해 이루어지고있다. 단, 중요한 문제가 아닌 해명 남아 극단적 vulnerab의 원인이 무엇DA 뉴런의 ility? 답변의 일부는 DA 신경의 활성에서 찾을 수있다. 전기적 활동 및 DA 신경 세포의 흥분성의 감소는 12 퇴화하는 그들의 성향을 확대 할 것으로 보인다. 그럼에도 불구하고, PD의 병인의 복잡성 DA에 관여하는 메커니즘 신경 세포가 13 ~ 15 변성을 식별하기 위해 추가 연구가 필요합니다.

차 문화는 DA 신경 세포의 특성 16 ~ 19을 공부하고 신경 보호제 20-24의 평가를 위해 다양한 스트레스에 이러한 뉴런에 도전 특히 적합하다. 쥐 배양 모델은 대부분 쥐 배아 중뇌의 박리가 용이​​ 한, 마우스와 비교하고, 뉴런의 더 많은 양이 쥐에서 얻을 수있다 사용된다. 그러나, 병 (25)의 형질 전환 마우스 모델의 생성은 마우스에서 26-29 차 배양 용 신경학 커뮤니티의 관심을 상당히 증가하고있다. 홍보 문화 있지만신생아 동물로부터 epared은 뉴런 분화하는 능력을 유지 한 경우, 포스트 – 유사 분열 단계 (중뇌 신경 용 E13.5)에서 배아을 준비하는 것이 좋다, 사용될 수있다. 다음 프로토콜은 준비하기가 가장 어려운 마우스 배아 (E13.5)에서 차 문화에 고립 된 중뇌의 신경 세포를 제공합니다. 특히, 우리는 더 나은 재현성 위해 무 혈청 배지를 사용하는 프로토콜을 제공한다. 배양 제제 (해부 및 기계적 해리)에 두 개의 가장 중요한 단계는 신중 연관된 비디오에 설명 될 것이다.

Protocol

이 작품에 사용 된 마우스는 보살핌과 유럽 연합위원회의 가이드 라인을 실험 동물의 사용에 대한 (609분의 86 / EU)에 따라 처리 하였다. 필요 솔루션의 1 준비 주식 솔루션 10 배 폴리-L 오르니 틴 (PLO) 해결책 : PLO 브롬화 수소 산염 10 ㎎을 무게 (분자량 = 30,000-70,000) 및 멸균 물 70 ㎖에 녹인다. -20 ° C에서 0.2 μm의 주사기 필터, 나누어지는 솔루션을 사용하고, 가게?…

Representative Results

중뇌 문화 단계의 그림 흐름도 그림 1에 나타나있다. 간단히, 임신 스위스 마우스에서 E13.5 배아를 수집 한 후, 복부 중뇌가 전체 배아 해부한다. 고립 된 뇌 조각이 연속적으로 소화 효소 및 기계적 분리에 제출됩니다. 해리 된 세포를 미리 코팅 된 12 – 또는 24 – 웰 플레이트에서 배양 배지에 재현 탁시키고, 도금, 원심 분리에 의해 펠렛 화한다. 세포는 중간 교체없이 십오일까지 유지?…

Discussion

이 프로토콜은 마우스 배아 도파민 성 신경 세포를 검출하는 면역 형광 절차에서 중간 뇌 신경 세포의 일차 배양을 준비하기 위해 필요한 절차 및 시약을 제공한다. 절차의 중요한 단계는 배아의 박리 및 회수 뇌 절편 기계적 해리이다. 고품질 해부 악기 해부 기술을 마스터하는 데 도움이됩니다. DA 뉴런 중뇌의 작은 부분을 구성한다. 따라서, 복부 중뇌의 오른쪽 부분을 수집하는 DA 뉴런 2-4 % 함?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Supported by grants from CNRS and INSERM. PM acknowledges support from the Fondation pour la Recherche Médicale en France (Equipe FRM 2009). SC acknowledges support from the Fondation de France.

Materials

Fetal Bovine Serum Lonza 14-801F
DMEM 4.5g/L Glucose with L-Glutamine Lonza BE12-604F
0.05% Trypsin-EDTA (1X), Phenol Red  Life Technologies 25300-054
Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL) Life Technologies 15140122
L-glutamine, 200 mM Solution Life Technologies 25030123
Dulbecco’s Phosphate Buffered Saline Sigma-Aldrich  D8537
Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium/Nutrient Mixture F-12 Ham Sigma-Aldrich  D0547 Powder
Laminin – 1 mg/mL in Tris buffered NaCl Sigma-Aldrich  L2020
Poly-L-Ornithine hydrobromide Sigma-Aldrich  P3655
Insulin from porcine pancreas Sigma-Aldrich  I5523
apo-Transferrin human Sigma-Aldrich  T1147
Putrescine dihydrochloride Sigma-Aldrich  P5780
Progesterone Sigma-Aldrich  P8783
Sodium selenite Sigma-Aldrich  S5261
HEPES Sigma-Aldrich  H4034 
Glycine Sigma-Aldrich  G7126 Stock solution 1M in water
Gelatin Sigma-Aldrich  G9391 Stock solution 2% (w/v) in water
Triton X-100 Sigma-Aldrich  T8532
Paraformaldehyde 16% in water Electron Microscopy Sciences RT 15710-S
Sodium hydrogen carbonate (NaHCO3) Merck Millipore 106329
D(+)-Glucose, Monohydrate Merck Millipore 4074-2
Hydrochloric acid – c(HCl) = 1 mol/l (1 N) Titripur Merck Millipore 109057
Sterile water – Aqua B. Braun Braun
Ethanol absolute NORMAPUR analytical reagent VWR 20821.321
Sterile Petri Dishes VWR 82050-566
Pasteur pipettes plain glass – Wilhem Ulbrich GdbR. VWR 612-2297
Counting chamber Malassez VWR 631-0975
Serum Acrodisc Syringe Filter with Supor Membrane, Sterile, GF/0.2 µm, 37 mm PALL Life science 4525
Surgical Scissors – Straight, sharp-sharp, 14.5 cm long Fine Science Tools 14002-14 To open the abdominal wall
Scissors – Straight, pointed, delicate, 10 cm long MORIA 4877A To open the uterine wall
Forceps – Curved, usual, serrated jaws 1 mm MORIA 2183 To manipulate embryos
Vannas Scissors – Curved, pointed, 7 mm blades MORIA MC50 To take out the mesencephalon
Ultra Fine Forceps – Curved, delicate, 13 cm long MORIA 9987 To remove meninges
BD BioCoat Poly-D-Lysine 24-well Multiwell Plates BD Bioscience 356414
BD Falcon 12-well Cell Culture Plate, flat-bottom with lid BD Bioscience 353043
SuperFrost Microscope Slides, Ground edges 90º MENZEL-GLÄSER AG00008032E
Precision cover glasses thickness No. 1.5H circular 18 mm Ø MARIENFELD 117580
Polyclonal Rabbit Anti-Microtubule-Associated Protein 2 (MAP2) Antibody Chemicon Millipore AB5622 1/200
Monoclonal Mouse Anti-Glutamate Decarboxylase (GAD67) Antibody, clone 1G10.2 Chemicon Millipore MAB5406 1/400
Monoclonal Rat Anti-Dopamine Transporter (DAT) Antibody, clone DAT-Nt  Chemicon Millipore MAB369 1/500
Monoclonal Mouse Anti-5-HT Antibody 1/8,000 – Generous gift from Yves Charnay (Swizerland, Yves.Charnay@hcuge.ch)
Goat Serum, New Zealand Origin Life Technologies 16210-064
Alexa Fluor 405 Goat Anti-Rabbit IgG (H+L) Antibody Life Technologies A-31556 1/200
Alexa Fluor 488 Goat Anti-Mouse IgG (H+L) Antibody Life Technologies A-11001 1/1000
Alexa Fluor 594 Goat Anti-Rat IgG (H+L) Antibody Life Technologies A-11007 1/1000
VECTASHIELD HardSet Mounting Medium Vector Laboratories H-1400
Stereomicroscope Carl Zeiss microscopy Stemi-2000C
Bunsen Burner FIREBOY VWR 451-0136

References

  1. Glowinski, J., Cheramy, A., Romo, R., Barbeito, L. Presynaptic regulation of dopaminergic transmission in the striatum. Cell Mol Neurobiol. 8, 7-17 (1988).
  2. Iversen, S. D., Iversen, L. L. Dopamine: 50 years in perspective. Trends Neurosci. 30, 188-193 (2007).
  3. Dahlstroem, A., Fuxe, K. Evidence for the Existence of Monoamine-Containing Neurons in the Central Nervous System I. Demonstration of Monoamines in the Cell Bodies of Brain Stem Neurons. Acta Physiol Scand Suppl. SUPPL. , 231-255 (1964).
  4. Chinta, S. J., Andersen, J. K. Dopaminergic neurons. Int J Biochem Cell Biol. 37, 942-946 (2005).
  5. Bjorklund, A., Dunnett, S. B. Dopamine neuron systems in the brain: an update. Trends Neurosci. 30, 194-202 (2007).
  6. Hegarty, S. V., Sullivan, A. M., O’Keeffe, G. W. Midbrain dopaminergic neurons: a review of the molecular circuitry that regulates their development. Dev Biol. 379, 123-138 (2013).
  7. Samii, A., Nutt, J. G., Ransom, B. R. Parkinson’s disease. Lancet. 363, 1783-1793 (2004).
  8. Santini, E., Heiman, M., Greengard, P., Valjent, E., Fisone, G. Inhibition of mTOR signaling in Parkinson’s disease prevents L-DOPA-induced dyskinesia. Sci Signal. 2, (2009).
  9. Ohlin, K. E., et al. Vascular endothelial growth factor is upregulated by L-dopa in the parkinsonian brain: implications for the development of dyskinesia. Brain. 134, 2339-2357 (2011).
  10. Obeso, J. A., et al. Missing pieces in the Parkinson’s disease puzzle. Nat Med. 16, 653-661 (2010).
  11. Cooper, O., et al. Pharmacological rescue of mitochondrial deficits in iPSC-derived neural cells from patients with familial Parkinson’s disease. Sci Transl Med. 4, (2012).
  12. Michel, P. P., Toulorge, D., Guerreiro, S., Hirsch, E. C. Specific needs of dopamine neurons for stimulation in order to survive: implication for Parkinson disease. FASEB J. 27, 3414-3423 (2013).
  13. Decressac, M., Volakakis, N., Bjorklund, A., Perlmann, T. NURR1 in Parkinson disease-from pathogenesis to therapeutic potential. Nat Rev Neurol. , (2013).
  14. Jouve, L., Salin, P., Melon, C., Le Goff, L. K. e. r. k. e. r. i. a. n. -. Deep brain stimulation of the center median-parafascicular complex of the thalamus has efficient anti-parkinsonian action associated with widespread cellular responses in the basal ganglia network in a rat model of Parkinson’s disease. J Neurosci. 30, 9919-9928 (2010).
  15. Hirsch, E. C., Jenner, P., Przedborski, S. Pathogenesis of Parkinson’s disease. Mov Disord. 28, 24-30 (2013).
  16. di Porzio, U., Daguet, M. C., Glowinski, J., Prochiantz, A. Effect of striatal cells on in vitro maturation of mesencephalic dopaminergic neurones grown in serum-free conditions. Nature. 288, 370-373 (1980).
  17. Denis-Donini, S., Glowinski, J., Prochiantz, A. Glial heterogeneity may define the three-dimensional shape of mouse mesencephalic dopaminergic neurones. Nature. 307, 641-643 (1984).
  18. Barbin, G., Mallat, M., Prochiantz, A. In vitro studies on the maturation of mesencephalic dopaminergic neurons. Dev Neurosci. 7, 296-307 (1985).
  19. Marey-Semper, I., Gelman, M., Levi-Strauss, M. A selective toxicity toward cultured mesencephalic dopaminergic neurons is induced by the synergistic effects of energetic metabolism impairment and NMDA receptor activation. J Neurosci. 15, 5912-5918 (1995).
  20. Salthun-Lassalle, B., Hirsch, E. C., Wolfart, J., Ruberg, M., Michel, P. P. Rescue of mesencephalic dopaminergic neurons in culture by low-level stimulation of voltage-gated sodium channels. J Neurosci. 24, 5922-5930 (2004).
  21. Toulorge, D., et al. Neuroprotection of midbrain dopamine neurons by nicotine is gated by cytoplasmic Ca2. FASEB J. 25, 2563-2573 (2011).
  22. Rousseau, E., Michel, P. P., Hirsch, E. C. The Iron-Binding Protein Lactoferrin Protects Vulnerable Dopamine Neurons from Degeneration by Preserving Mitochondrial Calcium Homeostasis. Mol Pharmacol. 84, (2013).
  23. Orme, R. P., Bhangal, M. S., Fricker, R. A. Calcitriol imparts neuroprotection in vitro to midbrain dopaminergic neurons by upregulating GDNF expression. PLoS One. 8 (e62040), (2013).
  24. Choi, W. S., Kruse, S. E., Palmiter, R. D., Xia, Z. Mitochondrial complex I inhibition is not required for dopaminergic neuron death induced by rotenone, MPP+, or paraquat. Proc Natl Acad Sci U S A. 105, 15136-15141 (2008).
  25. Trancikova, A., Ramonet, D., Moore, D. J. Genetic mouse models of neurodegenerative diseases. Prog Mol Biol Transl Sci. 100, 419-482 (2011).
  26. Gao, H. M., Liu, B., Zhang, W., Hong, J. S. Critical role of microglial NADPH oxidase-derived free radicals in the in vitro MPTP model of Parkinson’s disease. FASEB J. 17, 1954-1956 (2003).
  27. Lin, X., et al. Conditional expression of Parkinson’s disease-related mutant alpha-synuclein in the midbrain dopaminergic neurons causes progressive neurodegeneration and degradation of transcription factor nuclear receptor related 1. J Neurosci. 32, 9248-9264 (2012).
  28. Bye, C. R., Thompson, L. H., Parish, C. L. Birth dating of midbrain dopamine neurons identifies A9 enriched tissue for transplantation into parkinsonian mice. Exp Neurol. 236, 58-68 (2012).
  29. Ramonet, D., et al. Dopaminergic neuronal loss, reduced neurite complexity and autophagic abnormalities in transgenic mice expressing G2019S mutant LRRK2. PLoS One. 6 (e18568), (2011).
  30. Prestoz, L., Jaber, M., Gaillard, A. Dopaminergic axon guidance: which makes what. Front Cell Neurosci. 6, (2012).
  31. Nunes, I., Tovmasian, L. T., Silva, R. M., Burke, R. E., Goff, S. P. Pitx3 is required for development of substantia nigra dopaminergic neurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 100, 4245-4250 (1073).
  32. Ferri, A. L., et al. Foxa1 and Foxa2 regulate multiple phases of midbrain dopaminergic neuron development in a dosage-dependent manner. Development. 134, 2761-2769 (2007).
  33. Rayport, S., et al. Identified postnatal mesolimbic dopamine neurons in culture: morphology and electrophysiology. J Neurosci. 12, 4264-4280 (1992).
  34. Kim, K. M., Nakajima, S., Nakajima, Y. Dopamine and GABA receptors in cultured substantia nigra neurons: correlation of electrophysiology and immunocytochemistry. Neuroscience. 78, 759-769 (1997).
  35. Nefzger, C. M., et al. Lmx1a allows context-specific isolation of progenitors of GABAergic or dopaminergic neurons during neural differentiation of embryonic stem cells. Stem Cells. 30, 1349-1361 (2012).
  36. Su, H., et al. Immediate expression of Cdh2 is essential for efficient neural differentiation of mouse induced pluripotent stem cells. Stem Cell Res. 10, 338-348 (2013).

Play Video

Cite This Article
Gaven, F., Marin, P., Claeysen, S. Primary Culture of Mouse Dopaminergic Neurons. J. Vis. Exp. (91), e51751, doi:10.3791/51751 (2014).

View Video