Summary

Стекловаты фильтры для концентрирования водной основе вирусов и сельскохозяйственной зоонозных патогенов

Published: March 03, 2012
doi:

Summary

Фильтры из стекловаты были использованы для концентрации водных вирусов, ряд научно-исследовательских групп по всему миру. Здесь мы показываем, простой подход к построению фильтров стекловаты и продемонстрировать фильтры также эффективны в воде концентрации вирусных, бактериальных и протозойных патогенов.

Abstract

Важным первым шагом в оценке уровня возбудителя при подозрении на загрязненной воды концентрация. Концентрация методы, как правило, специфичные для определенного возбудителя группы, например, охране окружающей среды США Метод 1623 для Giardia и Cryptosporidium 1, что означает несколько методов требуется, если выборка программа ориентирована на более чем одним возбудителем группы. Другим недостатком существующих методов является оборудование может быть сложным и дорогим, например, VIRADEL метод 1MDS фильтра для концентрирования вирусов 2. В этой статье мы расскажем, как построить фильтры стекловаты для концентрирования водных патогенов. После того, как фильтр элюирования, концентрат поддается второй этап концентрации, таких как центрифугирования, после чего возбудитель обнаружения и подсчета культурной или молекулярных методов. Фильтры имеют ряд преимуществ. Строительство легко и фильтры могут быть построены дляНью-Йорк размер для удовлетворения специфических требований отбора. Фильтр части стоят недорого, что позволяет собрать большое количество образцов, не сильно влияет бюджета проекта. Большие объемы выборки (100s до 1000 с L) может быть сосредоточено в зависимости от скорости засорения от образца мутности. Фильтры портативный и с минимальным оборудованием, таким как насоса и расходомера, они могут быть реализованы в области отбора проб готовой питьевой воды, поверхностных вод, подземных вод и сельскохозяйственных стоков. Наконец, стекловата фильтрации является эффективным для концентрации различных типов возбудителей это только один из методов не требуется. Здесь мы сообщаем о фильтре эффективность в концентрации водных человека энтеровирусы, S almonella enterica, Cryptosporidium parvum и вируса птичьего гриппа.

Protocol

1. Подготовка стекловаты До и после выполнения каждой серии фильтров, стерилизация рабочей зоны с 10% гипохлоритом натрия. Наденьте перчатки и халат. Стерилизовать ведро в автоклаве при 121 ° C и 15 фунтов на квадратный дюйм, по крайней мере 20 минут. Поместите стекловаты в стериль?…

Discussion

Фильтры из стекловаты были использованы несколько исследовательских групп 3,5,6 сосредоточиться человека кишечными вирусами из различных водных источников, таких как питьевая вода закончила 7, 8,9 подземные, поверхностные воды 10, морской воды 11, сточные воды 12</s…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Мы благодарим Уильям Т. Эккерта для повествующая видео. Разработка протокола стекловолокна была частью водного Висконсин и здоровье судебных для кишечных риски (WAHTER исследований), финансируемого США EPA ЗВЕЗДА Грант R831630. Аляска образцы, собранные А. Ривз, А. Реми, Б. Meixell при финансовой поддержке Геологической службы США. Любое использование торговых, продуктов и фирменных наименований для описательный характер и не означает одобрения со стороны правительства США.

Materials

Name of reagent or item Company Catalogue number
Hydrochloric acid Fisher Scientific A144-500
Sodium hydroxide Fisher Scientific BP359-212
Phosphate Buffered Saline
Sodium chloride
Potassium phosphate-dibasic
Potassium phosphate-monobasic

Fisher Scientific
Fisher Scientific
Fisher Scientific

BP358-212
BP363-500
BP362-500
Sodium hypochlorite i.e., household bleach The Clorox Co.  
Sodium thiosulfate, anhydrous Fisher Scientific S 475-212
Beef extract, desiccated Becton, Dickinson and Company 211520
Glycine Fisher Scientific G46-500
Oiled sodocalcic glass wool
Or
R-11 unfaced fiberglass insulation
Isover

Johns Manville
Bourre 725 QN


Polypropylene mesh Industrial Netting xN4510
2″x4″ Sch 80 PVC threaded pipe nipple Grainger 6MW35
2″ Sch 40 PVC cap Grainger 5WDW3
Male adapter nylon fitting (1/2″x1/2″) US Plastic Corp. 62178
Sample bottles for eluate- 1 liter Fisher Scientific 03-313-4F
60 mL syringe Fisher Scientific NC9661991
pH strips Whatman 2614 991
Prefilter, Polypropylene, 10 inch cartridge, 10 μm McMaster-Carr 4411K75
Prefilter housing Cole-Parmer S-29820-10

References

  1. US Environmental Protection Agency. Method 1623: Cryptosporidium and Giardia in Water by Filtration/IMS/FA. EPA 815-R-05-002. , (2012).
  2. Cashdollar, J. L., Dahling, D. R. Evaluation of a method to re-use electropositive cartridge filters for concentrating viruses from tap and river water. J. Virol. Methods. 132, 13-17 (2006).
  3. Lambertini, E. Concentration of enteroviruses, adenoviruses, and noroviruses from drinking water by use of glass wool filters. Appl. Environ. Microbiol. 74, 2990-2996 (2008).
  4. Spackman, E. Development of a real-time reverse transcription PCR assay for Type A influenza virus and the avian H5 and H7 hemagglutinin subtypes. J. Clin. Microbiol. 40, 3256-3260 (2002).
  5. Environment Agency. Optimisation of a new method for detection of viruses in groundwater. Report No. NC/99/40. , (2000).
  6. Vilaginés, P., Sarrette, B., Husson, G., Vilaginés, R. Glass wool for virus concentration at ambient water pH level. Water Sci. Technol. 27, 299-306 (1993).
  7. Vivier, J. C., Ehlers, M. M., Grabow, W. O. Detection of enteroviruses in treated drinking water. Water Res. 38, 2699-2705 (2004).
  8. Powell, K. L., Sililo, O. . Enteric virus detection in groundwater using a glass wool trap. In: Groundwater: Past Achievements and Future Challenges. , 813-816 (2000).
  9. Hunt, R. J., Borchardt, M. A., Richards, K. D., Spencer, S. K. Assessment of sewer source contamination of drinking water wells using tracers and human enteric viruses. Environ. Sci. Technol. 44, 7956-7963 (2010).
  10. van Heerden, J., Ehlers, M. M., Heim, A., Grabow, W. O. Prevalence, quantification and typing of adenoviruses detected in river and treated drinking water in South Africa. J. Appl. Microbiol. 99, 234-242 (2005).
  11. Vilaginés, P. Round robin investigation of glass wool method for poliovirus recovery from drinking water and sea water. Water Sci. Technol. 35, 445-449 (1997).
  12. Gantzer, C., Senouci, S., Maul, A., Levi, Y., Schwartzbrod, L. Enterovirus genomes in wastewater: concentration on glass wool and glass powder and detection by RT-PCR. J. Virol. Methods. 65, 265-271 (1997).
  13. Borchardt, M. A., Jokela, W. E., Spencer, S. K. Pathogen losses in surface water runoff from dairy manure applied to corn fields. , (2011).
  14. Deboosere, N. Development and validation of a concentration method for the detection of influenza A viruses from large volumes of surface water. Appl. Environ. Microbiol. 77, 3802-3808 (2011).
  15. Lambertini, E. Virus contamination from operation and maintenance practices in small drinking water distribution systems. J. Water Health. 9, 799-812 (2011).

Play Video

Cite This Article
Millen, H. T., Gonnering, J. C., Berg, R. K., Spencer, S. K., Jokela, W. E., Pearce, J. M., Borchardt, J. S., Borchardt, M. A. Glass Wool Filters for Concentrating Waterborne Viruses and Agricultural Zoonotic Pathogens. J. Vis. Exp. (61), e3930, doi:10.3791/3930 (2012).

View Video