Summary

Didermique co-culture de neurones de rat corticale primaire et des cellules gliales

Published: November 12, 2011
doi:

Summary

Ici nous fournissons un protocole de neurones de rat en culture corticaux, en présence d'une couche nourricière gliales. Les neurones cultivés en place de polarité et de créer des synapses, et peut être séparée de la glie pour une utilisation dans diverses applications, telles que l'électrophysiologie, imagerie calcique, tests de survie cellulaire, immunocytochimie, et de l'ARN / ADN / isolement des protéines.

Abstract

Cette vidéo va vous guider dans le processus de neurones de rat en culture corticaux, en présence d'une couche nourricière gliales, un système connu comme un bilaminaire ou co-culture de modèle. Ce système est approprié pour une variété de besoins expérimentaux nécessitant soit un verre ou de plastique et substrat de croissance peut également être utilisé pour la culture des autres types de neurones.

Neurones corticaux de rat obtenu à partir de la phase tardive embryonnaires (E17) sont étalées sur des lamelles de verre ou de boîtes de culture tissulaire face à une couche nourricière de cellules gliales cultivées sur des lamelles en plastique ou des plats (connu sous le nom Thermanox), respectivement. Le choix entre les deux configurations dépend de la technique expérimentale utilisée spécifiques, qui peuvent exiger, ou non, que les neurones sont cultivés sur le verre (par exemple l'imagerie calcique par rapport Western blot). La couche nourricière gliales, les astrocytes une culture enrichie de cellules gliales secondaires mixtes, est préparé séparément à partir du cortex des ratons nouveau-nés (P2-4) avant le neuronaledissection.

Un avantage majeur de ce système de culture par rapport à une culture de neurones est seulement le soutien de la croissance neuronale, la survie et la différenciation fournies par des facteurs trophiques sécrétés de la couche nourricière gliales, qui ressemble plus précisément l'environnement du cerveau in vivo. Par ailleurs, la co-culture peut être utilisée pour étudier les interactions neuronales-gliales 1.

Dans le même temps, la contamination glie dans la couche de neurones est empêchée par des moyens différents (culture à faible densité, l'ajout d'inhibiteurs mitotiques, le manque de sérum et de l'utilisation de milieu de culture optimisé) conduisant à une couche pratiquement pure neuronale, comparable à d'autres méthodes établies 1 -3. Les neurones peuvent être facilement séparées de la couche gliales à tout moment pendant la culture et utilisés pour différentes applications allant de l'électrophysiologie expérimentale 4, biologie cellulaire et moléculaire 5-8, 5 biochimie, l'imagerie et le microroscopy 4,6,7,9,10. Les neurones primaires s'étendent axones et dendrites de former des synapses fonctionnelles 11, un processus qui n'est pas observée dans les lignées cellulaires neuronales, même si certaines lignées cellulaires ne s'étendent processus.

Un protocole détaillé de neurones de rat en culture hippocampe en utilisant ce système de co-culture a été décrit précédemment 4,12,13. Ici, nous détaillons un protocole modifié adapté pour les neurones corticaux. Comme environ 20×10 6 cellules sont récupérées à partir de chaque embryon de rat, cette méthode est particulièrement utile pour des expériences nécessitant un grand nombre de neurones (mais pas préoccupé par une population très homogène neuronale). La préparation des neurones et cellules gliales doit être planifiée dans des délais spécifiques. Nous allons fournir le protocole étape par étape pour la culture de neurones de rat corticale ainsi que la culture de cellules gliales pour soutenir les neurones.

Protocol

1. Dissection GLIA (~ 2 semaines avant neurones placage) Pour se préparer à la place des outils de dissection stériles dans 70% d'éthanol, ajouter 4 ml de dissection moyennes froide pour boîtes de 60 mm (un seul plat par cerveau), et au lieu de 2,5% de trypsine et de DNase sur la glace à dégeler (voir détails sur les outils chirurgicaux dans le tableau VI ). Utilisez des ciseaux grande pour décapiter 2-4 jours chiots anciens et les chefs placer dans un plat de 100 mm stérile. …

Discussion

Ce protocole prévoit un procédé de culture primaires de rat neurones corticaux, en présence de cellules gliales, tout en permettant aux neurones pour être facilement isolé pour analyse expérimentale. L'appui au développement d'un phénotype glie santé neuronale, tout en modulant les réponses neuronales à des traitements expérimentaux de manière physiologiquement pertinents. De plus, par passage de la glie primaire avant la culture avec les neurones de cette population cellulaire devient sélective e…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Les auteurs remercient les membres de laboratoire antérieurs qui ont contribué au raffinement de ce protocole et le NIH pour le soutien au fil des ans (et DA19808 DA15014 à l'OM). Anna Abt 1 est un membre de la "formation à la recherche interdisciplinaire et translationnelle NeuroSIDA" (T32-MH078795); donc, ce travail a été soutenu en partie par les Instituts nationaux de santé en vertu de Ruth L. Kirschstein National Research Service Award 5T32MH079785.

Materials

Reagent Concentration
Glucose 16 mM
Sucrose 22 mM
NaCl 135 mM
KCl 5 mM
Na2HPO4 1 mM
KH2PO4 0.22 mM
HEPES 10 mM
pH 7.4
Osmolarity 310±10 mOsm

Table 1. Dissection Medium.

Reagent Concentration
DMEM 90%
FBS 10%
Gentamicin 50 μg/mL

Tabe 2. Glia Plating Medium.

Reagent Concentration
DMEM 90%
Horse Serum 10%

Table 3. Neuron Plating Medium.

Reagent Concentration
DMEM 98%
N2 Supplement 1%
1M HEPES 1%
Ovalbumin 50 mg/100mL

Table 4. N2 Medium.

Reagent Concentration
Boric Acid 50 mM
Sodium Borate 12.5 mM

Table 5. Borate Buffer (for poly-lysine).

Reagent Company Catalogue number
High glucose Dulbecco’s Modified Eagle
Medium (DMEM)
Invitrogen 11995-073
Fetal Bovine Serum (FBS), Heat-inactivated Hyclone 26400-044
Horse Serum, Heat-inactivated Hyclone H1138
Gentamicin (50mg/mL) Invitrogen 15750-060
N2 Supplement (100x) Invitrogen 17502-048
HEPES buffer solution Invitrogen 15630-080
Albumin from chicken egg white, Grade VI
(Ovalbumin)
Sigma-Aldrich A2512
2.5% Trypsin Invitrogen 15090-046
0.5% Trypsin-EDTA (10X) Invitrogen 15400-054
Deoxyribonuclease I from bovine pancreas
(DNase)
Sigma-Aldrich D-5025
Paraplast Fisher 12-646-106
Poly-L-lysine Sigma-Aldrich P1274
Cytosine-β-D-arabinofuranoside hydrochloride Sigma-Aldrich C6645
Stereomicroscope Leica Leica ZOOM 2000
Cover glasses, Circles, 15 mm, Thickness
0.13-0.17 mm
Carolina 633031
Thermanox sheets Grace BioLabs HS4550
Large forceps Biomedical
Research
Instruments
70-4000
Fine-tipped No.5 forceps Fine Science
Tools
91150-20
Pattern No.1 forceps Biomedical
Research
10-1400
  Instruments  
Scissors, straight, sharp-blunt Biomedical
Research
Instruments
28-1435
Micro Dissecting scissors Biomedical
Research
Instruments
11-2070
Micro Dissecting Curved scissors Biomedical
Research
Instruments
11-1395

References

  1. Cook, A. Interactions between chemokines: regulation of fractalkine/CX3CL1 homeostasis by SDF/CXCL12 in cortical neurons. J. Biol. Chem. 285, 10563-10563 (2010).
  2. Nicolai, J., Burbassi, S., Rubin, J., Meucci, O. CXCL12 inhibits expression of the NMDA receptor’s NR2B subunit through a histone deacetylase-dependent pathway contributing to neuronal survival. Cell. Death. Dis. 1, e33-e33 (2010).
  3. Sengupta, R. Morphine increases brain levels of ferritin heavy chain leading to inhibition of CXCR4-mediated survival signaling in neurons. J. Neurosci. 29, 2534-2544 (2009).
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  5. Khan, M. Z. Regulation of neuronal P53 activity by CXCR 4. Mol. Cell. Neurosci. 30, 58-66 (2005).
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  8. Khan, M. Z. The chemokine receptor CXCR4 regulates cell-cycle proteins in neurons. J. Neurovirol. 9, 300-314 (2003).
  9. Khan, M. Z. The chemokine CXCL12 promotes survival of postmitotic neurons by regulating Rb protein. Cell. Death. Differ. 15, 1663-1672 (2008).
  10. Khan, M. Z., Vaidya, A., Meucci, O. CXCL12-mediated regulation of ANP32A/Lanp, a component of the inhibitor of histone acetyl transferase (INHAT) complex, in cortical neurons. J. Neuroimmune. Pharmacol. 6, 163-170 (2011).
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Cite This Article
Shimizu, S., Abt, A., Meucci, O. Bilaminar Co-culture of Primary Rat Cortical Neurons and Glia. J. Vis. Exp. (57), e3257, doi:10.3791/3257 (2011).

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