Здесь мы представляем внутричерепное введение вектора AAV для флуоресцентной маркировки нейронов и глии в зрительной коре.
Abstract
Внутричерепное инъекции вирусных векторов спроектирован, чтобы выразить флуоресцентный белок является универсальный метод маркировки для визуализации конкретных подмножеств клеток в разных областях мозга, как в естественных условиях и в мозгу разделов. В отличие от введения флуоресцентных красителей, вирусные маркировки предлагает нападения на отдельных типов клеток и является менее дорогостоящим и трудоемким, чем создание трансгенных линий мышей. В этой технике, адено-ассоциированные вирусные (AAV) вектор вводится интракраниально использованием стереотаксической координаты, микропипетки и автоматизированные насос для точной доставки AAV в нужную область с минимальным повреждением окружающих тканей. Инъекция параметры могут быть адаптированы для отдельных экспериментов, регулируя животных возрастом в месте инъекции, инъекции место, объем впрыска, скорость впрыска, AAV серотипа и промоутер вождения экспрессии генов. В зависимости от выбранных условиях, вирусно-индуцированной экспрессии трансгена может позволить визуализации группы клеток, отдельные клетки или тонкого клеточные процессы, вплоть до уровня дендритных шипиков. Эксперимент показал здесь изображен инъекции двухцепочечной AAV выражения зеленого флуоресцентного белка для маркировки нейронов и глии в мышь первичной зрительной коры.
Protocol
1. Обработка от вирусов и хранения Правильная защита и методов обработки следует выбирать в зависимости от уровня биобезопасности вирус, который будет использоваться. Эти практики могут быть найдены в Биобезопасность в микробиологических и биомедицинских лабораторий 5-е и…
Discussion
Вирусно-опосредованной доставки генов имеет большой потенциал для изучения неврологических процессов и лечения заболеваний мозга 1,2,3. Большую универсальность этой методики может быть также использована для флуоресцентно этикетке клетки для работы с изображениями, как в про?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Эта работа стала возможной за счет субсидий из NIH (EY012977), Карьера премии в области биомедицинских наук от Burroughs Wellcome фонд, Фонд Уайтхолл, и Sloan Foundation (АКМ).
Materials
Material Name
Type
Company
Catalogue Number
Comment
Stoelting Mouse and Neonatal Rat Adaptor
Stoelting
51625
Regular stereotax for securing animals for surgery may be substituted
Extra Fine Bonn Scissors, 8.5cm, straight tip, cutting edge 13mm
Fine Science Tools
14084-08
Eye Dressing Forceps, 10cm, tip width 0.5mm, curved
Fine Science Tools
11152-10
Dumont #5/45 Forceps- Dumoxel Standard Tip, 11cm, angled
Fine Science Tools
11251-35
Extra-fine tipped forceps for performing craniotomy
Standard Pattern Forceps, straight, 2.5mmx1.35mmtip, 12cm
Fine Science Tools
11000-12
Microtorque Control Box and Tech2000 handpiece
Ram Products, Inc.
TECH2000ON/OFF
Dental drill
Micro Drill Stainless Steel Burrs 1.4mm tip diameter
Fine Science Tools
19008-14
Wiretrol micropipettes, to deliver 1-5 Ul
VWR International/ Drummond
5-000-1001 or 53480-287
Mineral oil
VWR International
29447-338
Manual Micromanipulator and Tilting Base (right-handed)
World Precision Instruments, Inc.
M3301-M3-R
Used for determining stereotaxic co-ordinates
UltraMicroPump (UMP3) (one) with SYS-Micro4 Controller
World Precision Instruments, Inc.
UMP3-1
Sutures
VWR International
95056-952
P-97 Flaming/Brown Micropipette Puller
Sutter Instruments
P-97
Tobradex
Available from your institution’s veterinary services