Fabrication et fonctionnement d'un insert d'oxygène pour les adhérents des cultures cellulaires

1. Fonctionnement de l'appareil Le dispositif d'insertion hypoxiques contient 6 piliers qui nichent dans une norme de 6 puits assiette. Flux de gaz dans le pilier, à travers un réseau microfluidique à la base du pilier, et reflue hors de l'appareil. A la base du pilier formant la paroi du fond du microcanal est un 100 um d'épaisseur perméable aux gaz membrane de PDMS qui permet la diffusion d'oxygène entre le gaz microcanaux et des médias de la culture. Ainsi, le dispositif fonctionne en créant un gradient de concentration qui anime la concentration en oxygène des médias vers une valeur souhaitée. L'appareil offre un certain nombre d'avantages sur la chambre hypoxique et d'autres systèmes d'oxygénation cellulaire: 1) minimise le chemin diffusion de l'oxygène permettant un contrôle plus rapide temporelle, 2) améliore le contrôle spatial de plus d'oxygénation, comme dépendant de la conception des piliers de microcanaux, 3) possède une plus petite empreinte de laboratoire et un débit plus élevé pour augmenter l'efficacité expérimentale, et 4) s'adapte à des outils communs de culture cellulaire (par exemple la plaque multipuits) sans l'exigence de connaissances et d'équipements spécialisés. 2. Fabrication de dispositifs D'abord le tableau pilier est moulé avec PDMS réplique dans un moule préalablement usinées Delran. Suivant le gaz microcanaux au bas de chaque pilier est fabriqué en utilisant la norme SU-8 photolithographie et de moulage de PDMS réplique. Le gaz membrane perméable est fabriqué en faisant tourner défini de PDMS sur un wafer de silicium pour obtenir l'épaisseur désirée. Dans cet exemple nous utilisons une membrane 100 um d'épaisseur qui a été fabriquée en faisant tourner 500 rpm pendant 10 secondes, puis 900 rpm pendant 30 secondes. Tous les composants sont collés ensemble après le traitement par plasma d'oxygène avec un appareil de poche de plasma (modèle BD-20, Produits Electro-Technic). 3. Configuration des périphériques Insérez doucement appareil dans la plaque, en veillant à éviter les bulles. Pêche du périphérique lors de l'insertion aide à expulser les bulles d'un côté. Pour réelles basées sur les cellules expériences, cette étape doit être fait à l'intérieur d'une hotte à flux laminaire stérile. Les chances de contamination sont considérablement réduits une fois que le dispositif est inséré, de sorte que le montage peut être reporté sur l'incubateur dans un environnement non stérile. Relier les tubes du réservoir de gaz source pour les ports d'entrée et de sortie du dispositif. À base de cellules expériences, l'incubateur de culture doit avoir un trou pour permettre l'entrée des tubes et les tuyaux doivent être connectés après la réalisation de l'appareil et de le placer dans l'incubateur. Soyez prudent pour éviter de mettre une pression excessive sur l'appareil, ce qui pourrait déformer le PDMS suffisante pour écraser les cellules sous-jacentes. Assurez-vous que le régulateur de débit de précision est fermé avant d'ouvrir le régulateur débardeur pour éviter tout débordement de l'appareil. Démarrer le flux de gaz. Régulateur de débit doucement ouverte de précision pour le débit souhaité (50-100 mL / min). Regardez la valeur de près au cours de la prochaine heure et faire les ajustements nécessaires, depuis la chute de pression va changer tout le système s'équilibre, en modifiant le débit. Pour éviter la formation de bulles dans les médias, de réduire le débit d'entre 10-20 ml / min après une durée d'équilibration initiale de 15 minutes avec le débit plus élevé. Après une durée expérimentale voulue, arrêter le débit de gaz, enlever la plaque, et les cellules traiter en conséquence (par exemple, Lyse, teinture, compter, etc.) 4. Validation de périphérique Calibration Sélectionnez le nombre et l'emplacement des postes de l'oxygène fluorescentes Faire glisser le capteur (Foxy) (selon les exigences de validation) qui sera utilisé pour la mesure de l'oxygène. La diapositive contient un revêtement ruthénium colorant fluorescent qui est trempé par l'oxygène. Exposer glisser directement à 0, 10 et 21% d'oxygène du réservoir de gaz et de capturer des images après 5 minutes pour atteindre l'équilibre approprié. Exporter l'intensité de l'image moyenne pour chaque position et la concentration d'oxygénation parcelle dépend de l'intensité fluorescente. Générer courbe d'étalonnage en ajustant les courbes linéaires à la ligne de 0-10% et 10-21% en ligne. Hétérogénéité Établir des points multiples couvrant la largeur de la voie à un intervalle défini (par exemple tous les 1 mm). Notez qu'il peut y avoir un chevauchement d'images en fonction de l'espacement. Mesurer la concentration d'oxygène à la surface du puits à travers le dispositif Equilibration Choisir trois points sur la diapositive dans laquelle FOXY pour mesurer la concentration d'oxygène. Immédiatement après la capture d'une première image à des niveaux d'oxygène ambiant, ouvrez le régulateur de débit de précision pour commencer écoulement du gaz dans le dispositif. Capture d'images à un intervalle approprié pour évaluer la durée et l'étendue de l'oxygène concentréquilibration tion (par exemple toutes les 10 secondes pendant 30 min.) 5. Applications Cicatrisation Un jour avant l'expérience, faire tremper l'insert stérilisés PDMS dans un milieu sans sérum pour réduire les inhiber la formation de bulles de gaz dans le puits. Cellules en culture à 100% de confluence dans une plaque à 6 puits. Créer rayures droites dans les monocouches avec une pointe de pipette P200 pour simuler des blessures. Aspirer le milieu cellulaire, rincez avec les médias de 5 ml, et aspirer à nouveau. Il est important de ne pas perturber la monocouche de cellules. Remplir le puits avec 4 ml milieu sans sérum pour réduire la prolifération cellulaire. Placez l'insérer dans le puits et relier chaque puits à une concentration d'oxygène correspondant. Placer la plaque de 6 puits avec insert sur scène chauffée à 37 ° C. Capture d'images laps de temps des cellules à l'intervalle désiré et la durée totale. T_Scratch MATLAB, un algorithme de mesure des plaies, peut être utilisé pour analyser la surface cicatrisée. 6. Les résultats représentatifs Dispositif de validation Le dispositif d'insertion hypoxiques expositions de grandes améliorations sur la chambre hypoxique en termes de temps d'équilibrage de l'oxygène et l'étendue, nécessitant moins de 2 minutes pour se stabiliser à l'oxygène de 0,5%. La membrane ainsi dispositif de taille de l'espace en bas a été le facteur déterminant de l'efficacité d'équilibration, avec des tailles plus grandes lacunes nécessitant plus de temps pour atteindre l'état stationnaire des valeurs de concentration en oxygène. Le dispositif permet également beaucoup de contrôle sur l'oxygénation spatiale dans un seul puits, permettant la formation de plusieurs conditions, et même générer un profil d'oxygène cycliques à travers la surface du puits. Cicatrisation des plaies Monocouches de cellules ont été exposées à 10% ou 21% d'oxygène et la surface de la plaie a été analysé au cours du temps. Scratches exposés à l'oxygène 21% fermés le plus lent et 10% plus rapide. La figure 1 montre des images d'une égratignure au cours des 17 heures. Les graphiques de la figure 5 montrent le pour cent de surface de la plaie ouverte pour les deux concentrations d'oxygène pour la durée de l'expérience. Figure 1. Schéma et diagrammes illustrant les fonctions du périphérique. Le dispositif d'insertion d'oxygène est fabriqué par photolithographie classique (réseau microfluidique), le moulage réplique (microfluidique réseau et insérez échafaudage), et défini filature de PDMS (perméables aux gaz par membrane). A) Le dispositif de l'oxygène imbriquées dans une plaque à 6 puits. B) Exemples de 24 et de 96 puits tableaux pilier. C) Une coupe transversale schématique d'un pilier. L'oxygène se jette dans l'appareil grâce à l'entrée et se déplace à travers un réseau microfluidique au bas de la colonne. L'oxygène peut diffuser librement à travers la membrane perméable aux gaz PDMS au bas de la colonne et se dissolvent dans les milieux de culture. D) Une image au microscope montrant les différentes fonctionnalités d'un pilier à canal unique d'en haut, avec des messages de verre collé pour les études d'équilibration. Figure 2. Validation de l'appareil avec des capteurs d'oxygène. Tension d'oxygène au sein de chaque puits a été caractérisée en utilisant un capteur d'oxygène planaires ruthénium. Tous les mélanges d'azote oxygène contenu équilibré et 5% de CO 2 pour mise en mémoire tampon des médias. A) Terrain illustrant l'effet de la hauteur de la poste, et la distance de diffusion ainsi l'oxygène entre la membrane et des cellules, sur le temps d'équilibrage et d'efficacité. Heights ont été établis par verre taillé messages liés au fond de l'appareil. Tous les trois tailles après des temps d'équilibrage rendement beaucoup améliorée au cours de la chambre hypoxique. Notez que le temps est sur une échelle logarithmique. B) Terrain dépeignant le temps d'équilibration rapide de l'oxygène de réponse du dispositif de 0,2 mm écart. C) multi-positions linescans ont également été prises à travers le bien sous le microcanal pour assurer l'homogénéité de la concentration d'oxygène introduite par le dispositif. Graphique représente la concentration d'oxygène mesurée après infusion de 0%, 10% et 21% d'oxygène pendant 10 min. D) Dispositif maintient efficacement l'oxygène de 10% sur 5 jours. Figure 3. Expérimentation avec des dessins plus complexes d'oxygène microcanal. A) configuration double-condition à microcanaux rendements stables 0% et le profil de 21% d'oxygène de plus de 14 jours. B) Un motif interdigitées et sinueuses de 500 um de largeur microcanaux s'étendant à travers erésultats du pilier e dans un profil d'oxygène cycliques. Notez que les données représente un seul essai représentatif que l'alignement a été difficile à microcanaux. Figure 4. Timelapse images de 0 fermeture de la plaie, 7 et 17 heures après zéro initial. Les cellules ont été livrées en oxygène de 21% pendant toute la durée de l'expérience. Figure 5. Effet de la concentration en oxygène sur le taux de cicatrisation dans un essai de zéro.