Summary

Udførelse af humane skeletmuskulatur Xenografts i immundefekt mus

Published: September 16, 2019
doi:

Summary

Komplekse sygdomme hos mennesker kan være udfordrende at modellere i traditionelle laboratoriemodel systemer. Her beskriver vi en kirurgisk tilgang til model af menneskelig muskelsygdom gennem transplantation af humane skeletmuskulatur biopsier i immundefekt mus.

Abstract

De behandlingseffekter, der er observeret i dyreforsøg, gentages ofte ikke i kliniske forsøg. Selv om dette problem er mangesidet, er en af grundene til denne fiasko brugen af utilstrækkelige laboratorie modeller. Det er udfordrende at modellere komplekse sygdomme hos mennesker i traditionelle laboratorie organismer, men dette problem kan omgås gennem studiet af humane xenografter. Den kirurgiske metode, vi beskriver her, giver mulighed for at oprette humane skeletmuskulatur xenografts, som kan bruges til at modellere muskelsygdomme og til at udføre præklinisk terapeutisk testning. Under en IRB-godkendt protokol, er skeletmuskulatur prøver erhvervet fra patienter og derefter transplanteret i NOD-Rag1NullIL2rγNull (NRG) Host mus. Disse mus er ideelle værter for transplantation undersøgelser på grund af deres manglende evne til at gøre modne lymfocytter og er derfor ude af stand til at udvikle celle-medierede og humorale adaptive immunrespons. Host mus er bedøvet med isofluran, og musen tibias forreste og extensor digitorum longus muskler fjernes. Et stykke menneskelig muskel placeres derefter i det tomme tibiale rum og sutureres til den proksimale og distale sener af peroneus longus muskel. Den xenograferede muskel er spontant vaskulariseret og innerveret af musen vært, hvilket resulterer i robust regenereret menneskelige muskler, der kan tjene som en model for prækliniske undersøgelser.

Introduction

Det er blevet rapporteret, at kun 13,8% af alle narkotika udviklingsprogrammer undergår kliniske forsøg er vellykket og føre til godkendte terapier1. Selv om denne succesrate er højere end de 10,4% tidligere rapporterede2, er der stadig betydelige plads til forbedringer. En metode til at øge succesraten for kliniske forsøg er at forbedre laboratorie modeller, der anvendes i præklinisk forskning. Food and Drug Administration (FDA) kræver dyreforsøg for at vise behandlingens virkning og vurdere toksicitet før fase 1 kliniske forsøg. Der er dog ofte begrænset overensstemmelse i behandlingsresultaterne mellem dyreforsøg og kliniske forsøg3. Desuden kan behovet for prækliniske dyreforsøg være en uovervindelig barriere for terapeutisk udvikling i sygdomme, der mangler en accepteret dyremodel, hvilket ofte er tilfældet for sjældne eller sporadiske sygdomme.

En måde at modellere sygdomme hos mennesker på er ved at Trans planterer humant væv til immundefekt mus for at generere xenografts. Der er tre vigtige fordele ved xenograft-modeller: for det første kan de rekapitulere de komplekse genetiske og epigenetiske abnormiteter, der findes i sygdomme hos mennesker, som aldrig kan reproducerbare i andre dyremodeller. For det andet kan xenografter bruges til at modellere sjældne eller sporadiske sygdomme, hvis der er tilgængelige patientprøver. For det tredje modellere xenografter sygdommen inden for et komplet in vivo-system. Af disse grunde har vi en hypotese om, at behandlingseffekt resultater i xenograft-modeller er mere tilbøjelige til at oversætte til forsøg hos patienter. Humane tumor xenografter er allerede blevet udnyttet med succes til at udvikle behandlinger for almindelige kræftformer, herunder multipelt Myeloma, samt personligt tilpassede terapier for individuelle patienter4,5,6, 7.

For nylig, xenografter er blevet brugt til at udvikle en model af human muskelsygdom8. I denne model, humane muskel biopsiprøver er transplanteres i bagbenene af immunodedygtige NRG mus til dannelse af xenografts. De transplanterede humane myofibers dør, men humane muskel stamceller, der er til stede i xenograft, udvider og differentierer efterfølgende til nye humane myofibers, som genbefolker den enpodede humane basal lamina. Derfor er de regenererede myofibers i disse xenografter helt menneskelige og er spontant revaskulariseret og innerveret af musen vært. Vigtigere, fascioscapulohumeral muskuløs dystrofi (FSHD) patient muskelvæv transplanterede i mus rekapitulerer centrale elementer i den menneskelige sygdom, nemlig udtryk for DUX4 transkriptionen faktor8. Fshd er forårsaget af overekspression af DUX4, som er epigenetisk lyddæmpet i normale muskelvæv9,10. I FSHD xenograft-modellen har behandling med en DUX4-specifik morpholino vist sig at undertrykke DUX4 ekspression og funktion med succes og kan være en potentiel terapeutisk mulighed for fshd-patienter11. Disse resultater viser, at humane muskel xenografter er en ny tilgang til model Human muskelsygdom og teste potentielle terapier i mus. Her beskriver vi i detaljer den kirurgiske metode til at skabe humane skeletmuskulatur xenografter i immundefekt mus.

Protocol

Al brug af forskningsenheder fra forsøgspersoner blev godkendt af Johns Hopkins institutions Review Board (IRB) for at beskytte deltagernes rettigheder og velfærd. Alle dyreforsøg blev godkendt af Johns Hopkins University institutionel Animal Care og brug Committee (IACUC) i overensstemmelse med National Institutes of Health (NIH) guide til pleje og brug af forsøgsdyr. Mandlige NOD-Rag1NullIL2rγNull (NRG) Host-mus (8-12 uger gamle) bruges til at udføre xenog…

Representative Results

Som påvist af yuanfan Zhang et al., denne kirurgiske protokol er en ligetil metode til at producere menneskelige skeletmuskulatur xenografter8. Regenereret xenografter bliver spontant innerveret og udviser funktionel kontraktilitet. Desuden sammenfattende muskel xenograferet fra FSHD patienter ændringer i genekspression observeret i FSHD patienter8. I vores erfaring, vil ca 7 ud af 8 xenografter udført fra kontrol patientprøver vise vellykket…

Discussion

Patient afledte xenografter er en innovativ måde at modellere muskelsygdomme og udføre prækliniske undersøgelser. Den beskrevne metode til at skabe skeletmuskulatur xenografter er hurtig, ligetil og reproducerbar. Ensidige operationer kan udføres i 15 til 25 minutter, eller bilateralt i 30 til 40 minutter. Bilaterale xenografter kan give yderligere eksperimentel fleksibilitet. For eksempel, forskere kan udføre lokaliseret behandling af en xenograft, med den anden venstre som en kontrol. NRG-musene er modstandsdygti…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbejde blev støttet af Myositis Association og Peter Buck Foundation. Vi vil gerne takke Dr. Yuanfan Zhang for at dele sin ekspertise og træning i xenograft Operations teknik.

Materials

100 mm x 15 mm Petri dish Fisher Scientific FB0875712
2-Methylbutane Fisher O3551-4
20 x 30 mm micro cover glass VWR 48393-151
Animal Weighing Scale Kent Scientific SCL- 1015
Antibiotic-Antimycotic Solution Corning, Cellgro 30-004-CI
AutoClip System F.S.T 12020-00
Castroviejo Needle Holder F.S.T 12565-14
Chick embryo extract Accurate CE650TL
CM1860 UV cryostat Leica Biosystems CM1860UV
Coplin staining jar Thermo Scientific 19-4
Dissection Pins Fisher Scientific S13976
Dry Ice – pellet Fisher Scientific NC9584462
Embryonic Myosin antibody DSHB F1.652 recommended concentration 1:10
Ethanol Fisher Scientific 459836
Fetal Bovine Serum GE Healthcare Life Sciences SH30071.01
Fiber-Lite MI-150 Dolan-Jenner Mi-150
Forceps F.S.T 11295-20
Goat anti-mouse IgG1, Alexa Fluor 488 Invitrogen A-21121 recommended concentration 1:500
Goat anti-mouse IgG2b, AlexaFluor 594 Invitrogen A-21145 recommended concentration 1:500
Gum tragacanth Sigma G1128
Hams F-10 Medium Corning 10-070-CV
Histoacryl Blue Topical Skin Adhesive Tissue seal TS1050044FP
Human specific lamin A/C antibody Abcam ab40567 recommended concentration 1:50-1:100
Human specific spectrin antibody Leica Biosystems NCLSPEC1 recommended concentration 1:20-1:100
Induction Chamber VetEquip 941444
Iris Forceps F.S.T 11066-07
Irradiated Global 2018 (Uniprim 4100 ppm) Envigo TD.06596 Antibiotic rodent diet to protect again respiratory infections
Isoflurane MWI Veterinary Supply 502017
Kimwipes Kimberly-Clark 34155 surgical wipes
Mapleson E Breathing Circuit VetEquip 921412
Methanol Fisher Scientific A412
Mobile Anesthesia Machine VetEquip 901805
Mouse on Mouse Basic Kit Vector Laboratories BMK-2202 mouse IgG blocking reagent
Nail Polish Electron Microscopy Sciences 72180
NAIR Hair remover lotion/oil Fisher Scientific NC0132811
NOD-Rag1null IL2rg null (NRG) mice The Jackson Laboratory 007799 2 to 3 months old
O.C.T. Compound Fisher Scientific 23-730-571
Oxygen Airgas OX USPEA
PBS (phosphate buffered saline) buffer Fisher Scientific 4870500
Povidone Iodine Prep Solution Dynarex 1415
ProLong™ Gold Antifade Mountant Fisher Scientific P10144 (no DAPI); P36935 (with DAPI)
Puralube Ophthalmic Ointment Dechra 17033-211-38
Rimadyl (carprofen) injectable Patterson Veterinary 10000319 surgical analgesic, administered subcutaneously at a dose of 5mg/kg
Scalpel Blades – #11 F.S.T 10011-00
Scalpel Handle – #3 F.S.T 10003-12
Stereo Microscope Accu-scope 3075
Superfrost Plus Microscope Slides Fisher Scientific 12-550-15
Suture, Synthetic, Non-Absorbable, 30 inches long, CV-11 needle Covidien VP-706-X
1ml Syringe (26 gauge, 3/8 inch needle) BD Biosciences 329412
Trimmer Kent Scientific CL9990-KIT
Vannas Spring Scissors, 8.0 mm cutting edge F.S.T 15009-08
VaporGaurd Activated Charcoal Filter VetEquip 931401
Wound clips, 9 mm F.S.T 12022-09

Referências

  1. Wong, C. H., Siah, K. W., Lo, A. W. Estimation of clinical trial success rates and related parameters. Biostatistics. , 1-14 (2018).
  2. Hay, M., Thomas, D. W., Craighead, J. L., Economides, C., Rosenthal, J. Clinical development success rates for investigational drugs. Nature Biotechnology. 32, 40-51 (2014).
  3. Perel, P., et al. Comparison of treatment effects between animal experiments and clinical trials: systematic review. BMJ. 334, 1-6 (2007).
  4. Rubio-Viqueira, B., Hidalgo, M. Direct in vivo xenograft tumor model for predicting chemotherapeutic drug response in cancer patients. Clinical Pharmacology Therapeutics. 85, 217-221 (2009).
  5. Roberts, K. G., et al. Targetable Kinase-Activating Lesions in Ph-like Acute Lymphoblastic Leukemia. New England Journal of Medicine. 371, 1005-1015 (2014).
  6. Kim, J., et al. GDF11 Controls the Timing of Progenitor Cell Competence in Developing Retina. Science. 308, 1927-1930 (2005).
  7. Sako, D., et al. Characterization of the ligand binding functionality of the extracellular domain of activin receptor type IIB. Journal of Biological Chemisty. 285, 21037-21048 (2010).
  8. Zhang, Y., et al. Human skeletal muscle xenograft as a new preclinical model for muscle disorders. Human Molecular Genetics. 23, 3180-3188 (2014).
  9. Gabellini, D., Green, M. R., Tupler, R. Inappropriate Gene Activation in FSHD : A Repressor Complex Binds a Chromosomal Repeat Deleted in Dystrophic Muscle. Cell. 110, 339-348 (2002).
  10. Lemmers, R. J. L. F., et al. A Unifying Genetic Model for Facioscapulohumeral Muscular Dystrophy. Science. 329, 1650-1654 (2010).
  11. Chen, J. C. J., et al. Morpholino-mediated Knockdown of DUX4 Toward Facioscapulohumeral Muscular Dystrophy Therapeutics. Molecular Therapy. 24, 1405-1411 (2016).
  12. Medical Research Council. . Aids to the investigation of the peripheral nervous system. , (1943).
  13. Jones, R. A., et al. Cellular and Molecular Anatomy of the Human Neuromuscular Junction. Cell Reports. 21, 2348-2356 (2017).

Play Video

Citar este artigo
Britson, K. A., Black, A. D., Wagner, K. R., Lloyd, T. E. Performing Human Skeletal Muscle Xenografts in Immunodeficient Mice. J. Vis. Exp. (151), e59966, doi:10.3791/59966 (2019).

View Video