Summary

Durchführung von Human Skeletal Muscle Xenografts bei immundefizienten Mäusen

Published: September 16, 2019
doi:

Summary

Komplexe menschliche Krankheiten können in traditionellen Labormodellsystemen eine Herausforderung darstellen. Hier beschreiben wir einen chirurgischen Ansatz zur Modellierung menschlicher Muskelerkrankungen durch die Transplantation menschlicher Skelettmuskelbiopsien in immundefizienten Mäusen.

Abstract

Behandlungseffekte, die in Tierstudien beobachtet werden, lassen sich in klinischen Studien oft nicht rekapitulieren. Obwohl dieses Problem vielschichtigen Probleme hat, ist ein Grund für diesen Ausfall die Verwendung unzureichender Labormodelle. Es ist eine Herausforderung, komplexe menschliche Krankheiten in traditionellen Labororganismen zu modellieren, aber dieses Problem kann durch das Studium menschlicher Xenografts umgangen werden. Die chirurgische Methode, die wir hier beschreiben, ermöglicht die Schaffung von menschlichen Skelettmuskel-Xenografts, die verwendet werden können, um Muskelerkrankungen zu modellieren und präklinische therapeutische Tests durchzuführen. Im Rahmen eines von einem Institutional Review Board (IRB) zugelassenen Protokolls werden Skelettmuskelproben von Patienten erworben und dann in NOD-Rag1nullIL2r-null (NRG) Wirtsmäuse transplantiert. Diese Mäuse sind ideale Wirte für Transplantationsstudien aufgrund ihrer Unfähigkeit, reife Lymphozyten herzustellen und sind daher nicht in der Lage, zellvermittelte und humoral adaptive Immunantworten zu entwickeln. Wirtsmäuse werden mit Isofluran betäuht, und die Maus tibialis anterior und extensor digitorum longus Muskeln werden entfernt. Ein Stück menschlicher Muskeln wird dann in das leere Tibialfach gelegt und an die proximalen und distalen Sehnen des Peroneus longus Muskels vernässt. Der xenotransplantierte Muskel wird vom Mauswirt spontan vaskularisiert und innerviert, was zu robust regenerierten menschlichen Muskeln führt, die als Modell für präklinische Studien dienen können.

Introduction

Es wurde berichtet, dass nur 13,8% aller Arzneimittelentwicklungsprogramme, die sich in klinischen Studien befinden, erfolgreich sind und zu zugelassenen Therapien führen1. Während diese Erfolgsquote höher ist als die zuvor gemeldeten 10,4%2, gibt es noch erheblichen Raum für Verbesserungen. Ein Ansatz zur Steigerung der Erfolgsrate klinischer Studien besteht darin, Labormodelle zu verbessern, die in der präklinischen Forschung verwendet werden. Die Food and Drug Administration (FDA) verlangt, dass Tierstudien die Wirksamkeit der Behandlung nachweisen und die Toxizität vor klinischen Phase-1-Studien bewerten. Allerdings gibt es oft eine begrenzte Übereinstimmung in den Behandlungsergebnissen zwischen Tierstudien und klinischen Studien3. Darüber hinaus kann die Notwendigkeit präklinischer Tierstudien ein unüberwindbares Hindernis für die therapeutische Entwicklung bei Krankheiten sein, bei denen kein akzeptiertes Tiermodell gilt, was häufig bei seltenen oder sporadischen Krankheiten der Fall ist.

Eine Möglichkeit, menschliche Krankheiten zu modellieren, besteht darin, menschliches Gewebe in immundefizizizizizizizizizizide Mäuse zu transplantieren, um Xenografts zu erzeugen. Xenograft-Modelle haben drei wesentliche Vorteile: Erstens können sie die komplexen genetischen und epigenetischen Anomalien rekapitulieren, die bei menschlichen Krankheiten existieren und in anderen Tiermodellen möglicherweise nie reproduzierbar sind. Zweitens können Xenografts verwendet werden, um seltene oder sporadische Krankheiten zu modellieren, wenn Patientenproben verfügbar sind. Drittens modellieren Xenografts die Krankheit innerhalb eines vollständigen In-vivo-Systems. Aus diesen Gründen gehen wir davon aus, dass die Wirksamkeit der Behandlung zu Xenograft-Modellen führt, die eher zu Studien bei Patienten führen. Humantumor Xenografts wurden bereits erfolgreich verwendet, um Behandlungen für häufige Krebsarten zu entwickeln, einschließlich multiples Myelom, sowie personalisierte Therapien für einzelne Patienten4,5,6, 7.

In letzter Zeit wurden Xenografts verwendet, um ein Modell der menschlichen Muskelerkrankung zu entwickeln8. In diesem Modell werden menschliche Muskelbiopsieproben in die Hinterbeine immundefizien NRG-Mäuse transplantiert, um Xenografts zu bilden. Die transplantierten menschlichen Myofiber sterben, aber menschliche Muskelstammzellen, die im Xenograft vorhanden sind, dehnen sich anschließend aus und differenzieren sich in neue menschliche Myofiber, die die transplantierte menschliche Basallamina wieder bevölkern. Daher sind die regenerierten Myofiber in diesen Xenografts vollständig menschlich und werden spontan revaskularisiert und vom Mauswirt innerviert. Wichtig ist, fascioscapulohumerale Muskeldystrophie (FSHD) Patienten Muskelgewebe in Mäuse transplantiert rekapituliert Schlüsselmerkmale der menschlichen Krankheit, nämlich Expression der DUX4 Transkriptionsfaktor8. FSHD wird durch Überexpression von DUX4 verursacht, das im normalen Muskelgewebe epigenetisch zum Schweigen gebracht wird9,10. Im FSHD Xenograft Modell hat sich gezeigt, dass die Behandlung mit einem DUX4-spezifischen Morpholino die DUX4-Expression und -Funktion erfolgreich reprimieren und eine mögliche therapeutische Option für FSHD-Patienten sein kann11. Diese Ergebnisse zeigen, dass menschliche Muskelxenografts ein neuer Ansatz sind, um menschliche Muskelerkrankungen zu modellieren und potenzielle Therapien bei Mäusen zu testen. Hier beschreiben wir detailliert die chirurgische Methode zur Schaffung menschlicher Skelettmuskel-Xenografts bei immundefizienten Mäusen.

Protocol

Alle Verwendung von Forschungsproben von menschlichen Probanden wurde vom Johns Hopkins Institutional Review Board (IRB) genehmigt, um die Rechte und das Wohlergehen der Teilnehmer zu schützen. Alle Tierversuche wurden vom Johns Hopkins University Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) in Übereinstimmung mit dem National Institutes of Health (NIH) Guide for the Care and Use of Laboratory Animals genehmigt. Männliche NOD-Rag1nullIL2r-null (NRG) Wirt…

Representative Results

Wie von Yuanfan Zhang et al. gezeigt, ist dieses chirurgische Protokoll eine einfache Methode, um menschliche Skelettmuskel Xenografts zu produzieren8. Regenerierte Xenografts werden spontan innerviert und zeigen funktionale Kontraktilität. Darüber hinaus rekapituliert Muskelxenografted von FSHD-Patienten Veränderungen in der Genexpression, die bei FSHD-Patienten beobachtet wurden8. Nach unserer Erfahrung zeigen ca. 7 von 8 Xenografts, die aus…

Discussion

Patienten-abgeleitete Xenografts sind eine innovative Möglichkeit, Muskelerkrankungen zu modellieren und präklinische Studien durchzuführen. Die hier beschriebene Methode zur Herstellung von Skelettmuskel-Xenografts ist schnell, unkompliziert und reproduzierbar. Einseitige Operationen können in 15 bis 25 Minuten oder bilateral in 30 bis 40 Minuten durchgeführt werden. Bilaterale Xenografts können zusätzliche experimentelle Flexibilität bieten. Zum Beispiel können Forscher eine lokalisierte Behandlung eines Xenog…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Diese Arbeit wurde von der Myositis Association und der Peter Buck Foundation unterstützt. Wir danken Dr. Yuanfan Zhang für den Austausch ihrer Expertise und Ausbildung in der Xenograft-Chirurgietechnik.

Materials

100 mm x 15 mm Petri dish Fisher Scientific FB0875712
2-Methylbutane Fisher O3551-4
20 x 30 mm micro cover glass VWR 48393-151
Animal Weighing Scale Kent Scientific SCL- 1015
Antibiotic-Antimycotic Solution Corning, Cellgro 30-004-CI
AutoClip System F.S.T 12020-00
Castroviejo Needle Holder F.S.T 12565-14
Chick embryo extract Accurate CE650TL
CM1860 UV cryostat Leica Biosystems CM1860UV
Coplin staining jar Thermo Scientific 19-4
Dissection Pins Fisher Scientific S13976
Dry Ice – pellet Fisher Scientific NC9584462
Embryonic Myosin antibody DSHB F1.652 recommended concentration 1:10
Ethanol Fisher Scientific 459836
Fetal Bovine Serum GE Healthcare Life Sciences SH30071.01
Fiber-Lite MI-150 Dolan-Jenner Mi-150
Forceps F.S.T 11295-20
Goat anti-mouse IgG1, Alexa Fluor 488 Invitrogen A-21121 recommended concentration 1:500
Goat anti-mouse IgG2b, AlexaFluor 594 Invitrogen A-21145 recommended concentration 1:500
Gum tragacanth Sigma G1128
Hams F-10 Medium Corning 10-070-CV
Histoacryl Blue Topical Skin Adhesive Tissue seal TS1050044FP
Human specific lamin A/C antibody Abcam ab40567 recommended concentration 1:50-1:100
Human specific spectrin antibody Leica Biosystems NCLSPEC1 recommended concentration 1:20-1:100
Induction Chamber VetEquip 941444
Iris Forceps F.S.T 11066-07
Irradiated Global 2018 (Uniprim 4100 ppm) Envigo TD.06596 Antibiotic rodent diet to protect again respiratory infections
Isoflurane MWI Veterinary Supply 502017
Kimwipes Kimberly-Clark 34155 surgical wipes
Mapleson E Breathing Circuit VetEquip 921412
Methanol Fisher Scientific A412
Mobile Anesthesia Machine VetEquip 901805
Mouse on Mouse Basic Kit Vector Laboratories BMK-2202 mouse IgG blocking reagent
Nail Polish Electron Microscopy Sciences 72180
NAIR Hair remover lotion/oil Fisher Scientific NC0132811
NOD-Rag1null IL2rg null (NRG) mice The Jackson Laboratory 007799 2 to 3 months old
O.C.T. Compound Fisher Scientific 23-730-571
Oxygen Airgas OX USPEA
PBS (phosphate buffered saline) buffer Fisher Scientific 4870500
Povidone Iodine Prep Solution Dynarex 1415
ProLong™ Gold Antifade Mountant Fisher Scientific P10144 (no DAPI); P36935 (with DAPI)
Puralube Ophthalmic Ointment Dechra 17033-211-38
Rimadyl (carprofen) injectable Patterson Veterinary 10000319 surgical analgesic, administered subcutaneously at a dose of 5mg/kg
Scalpel Blades – #11 F.S.T 10011-00
Scalpel Handle – #3 F.S.T 10003-12
Stereo Microscope Accu-scope 3075
Superfrost Plus Microscope Slides Fisher Scientific 12-550-15
Suture, Synthetic, Non-Absorbable, 30 inches long, CV-11 needle Covidien VP-706-X
1ml Syringe (26 gauge, 3/8 inch needle) BD Biosciences 329412
Trimmer Kent Scientific CL9990-KIT
Vannas Spring Scissors, 8.0 mm cutting edge F.S.T 15009-08
VaporGaurd Activated Charcoal Filter VetEquip 931401
Wound clips, 9 mm F.S.T 12022-09

Referências

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Citar este artigo
Britson, K. A., Black, A. D., Wagner, K. R., Lloyd, T. E. Performing Human Skeletal Muscle Xenografts in Immunodeficient Mice. J. Vis. Exp. (151), e59966, doi:10.3791/59966 (2019).

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