Summary

Generierung und Co-Kultivierung von primären Mikroglia und kortikalen Neuronen von Mäusen

Published: July 26, 2024
doi:

Summary

Dieses Protokoll beschreibt eine Mikroglia-neuronale Co-Kultur, die aus primären neuronalen Zellen hergestellt wurde, die an den Embryonaltagen 15-16 aus Mausembryonen isoliert wurden, und aus primären Mikroglia, die aus den Gehirnen von neugeborenen Mäusen an den postnatalen Tagen 1-2 erzeugt wurden.

Abstract

Mikroglia sind geweberesidente Makrophagen des Zentralnervensystems (ZNS), die zahlreiche Funktionen erfüllen, die die neuronale Gesundheit und die ZNS-Homöostase unterstützen. Sie sind eine wichtige Population von Immunzellen, die mit der Aktivität der ZNS-Erkrankung assoziiert sind und reaktive Phänotypen annehmen, die möglicherweise zu neuronalen Schädigungen bei chronischen neurodegenerativen Erkrankungen wie Multipler Sklerose (MS) beitragen. Die unterschiedlichen Mechanismen, durch die Mikroglia die neuronale Funktion und das Überleben während Gesundheit und Krankheit regulieren, bleiben aufgrund von Herausforderungen bei der Lösung der komplexen In-vivo-Wechselwirkungen zwischen Mikroglia, Neuronen und anderen ZNS-Umweltfaktoren begrenzt. Daher bleibt der in vitro-Ansatz der Co-Kultivierung von Mikroglia und Neuronen ein wertvolles Werkzeug für die Untersuchung von Mikroglia-Neuronal-Interaktionen. Hier stellen wir ein Protokoll zur Generierung und Co-Kultur von primären Mikroglia und Neuronen aus Mäusen vor. Konkret wurden Mikroglia nach 9-10 Tagen in vitro aus einer gemischten Gliakultur isoliert, die aus Gehirnhomogenaten von neugeborenen Mäusen zwischen den postnatalen Tagen 0-2 etabliert wurde. Neuronale Zellen wurden zwischen dem 16. und 18. Embryonaltag aus der Hirnrinde von Mausembryonen isoliert. Nach 4-5 Tagen in vitro wurden die neuronalen Zellen in 96-Well-Platten ausgesät, gefolgt von der Zugabe von Mikroglia, um die Co-Kultur zu bilden. Ein sorgfältiges Timing ist für dieses Protokoll von entscheidender Bedeutung, da beide Zelltypen die experimentelle Reife erreichen müssen, um die Co-Kultur zu etablieren. Insgesamt kann diese Co-Kultur für die Untersuchung von Mikroglia-Neuronen-Interaktionen nützlich sein und mehrere Messwerte liefern, einschließlich Immunfluoreszenzmikroskopie, Live-Bildgebung sowie RNA- und Protein-Assays.

Introduction

Mikroglia sind geweberesidente Makrophagen, die die Immunüberwachung und Homöostase im Zentralnervensystem (ZNS) erleichtern1,2,3. Sie stammen aus erythromyeloiden Vorläuferzellen des Dottersacks, die das Gehirn während der Embryonalentwicklung besiedeln 4,5,6 und während der gesamten Lebensspanne des Organismus durch Selbsterneuerung, die Proliferation und Apoptose beinhaltet, erhalten bleiben7. Im Steady-State haben ruhende Mikroglia die Morphologie verzweigt und beteiligen sich an der Gewebeüberwachung 8,9,10.

Mikroglia exprimieren zahlreiche Rezeptoren der Zelloberfläche, was es ihnen ermöglicht, schnell auf Veränderungen im ZNS zu reagieren11,12 und Entzündungsreaktionen bei Infektionen oder Gewebeverletzungen zu fördern 12,13,14 sowie bei neurodegenerativen Erkrankungen 9,15 wie z.B. Multipler Sklerose (MS)16,17. Mikroglia exprimieren auch Rezeptoren für verschiedene Neurotransmitter und Neuropeptide 18,19,20, was darauf hindeutet, dass sie auch auf neuronale Aktivität reagieren und diese regulieren können 21,22. In der Tat interagieren Mikroglia und Neuronen in verschiedenen Formen der bidirektionalen Kommunikation 8,23, wie z. B. direkte Wechselwirkungen, die durch Membranproteine vermittelt werden, oder indirekte Wechselwirkungen durch lösliche Faktoren oder Zwischenzellen23,24.

Zum Beispiel können verschiedene Neurotransmitter, die von Neuronen sezerniert werden, die neuroprotektive oder inflammatorische Aktivität von Mikroglia modulieren 25,26,27. Darüber hinaus tragen direkte Wechselwirkungen zwischen Neuronen und Mikroglia dazu bei, Mikroglia in einem homöostatischen Zustand zu halten28. Umgekehrt können direkte Wechselwirkungen von Mikroglia mit Neuronen die neuronalen Schaltkreise29 prägen und die neuronale Signalübertragungbeeinflussen 30,31,32. Da Störungen dieser Wechselwirkungen eine Übererregbarkeit der Neuronen30 und eine Mikroglia-Reaktivität 33,34 induzieren, werden fehlregulierte Mikroglia-neuronale Interaktionen als beitragender Faktor für neurologische Erkrankungen angesehen33,35. In der Tat wurde beschrieben, dass psychotische23,26 und neurodegenerative Erkrankungen dysfunktionale Mikroglia-Neuronal-Interaktionen aufweisen33. Während diese Beobachtungen die Bedeutung der Mikroglia-Neuronal-Kommunikation im ZNS unterstreichen, sind die spezifischen Mechanismen, wie diese Interaktionen die mikroglialen und neuronalen Funktionen bei Gesundheit und Krankheit regulieren, relativ unbekannt.

In einem komplexen Milieu wie dem ZNS können mehrere Umweltfaktoren die Interaktionen zwischen Mikroglia und Neuronen beeinflussen, was die Fähigkeit einschränkt, transiente zelluläre Interaktionen in vivo zu untersuchen. Hier stellen wir ein in vitro Mikroglia-Neuronal-Co-Kultursystem vor, mit dem direkte zelluläre Interaktionen zwischen Mikroglia und Neuronen untersucht werden können. Dieses Protokoll beschreibt die Erzeugung von primären Mikroglia und Neuronen aus der Rinde von neonatalen Mäusen zwischen den postnatalen Tagen 0-2 und embryonalen Mäusen zwischen den Tagen 16-18. Neuronen und Mikroglia werden dann in 96-Well-Platten für nachgelagerte Hochdurchsatzexperimente co-kultiviert. Wir haben diesen Ansatz bereits verwendet, um zu zeigen, dass die Mikroglia-Phagozytose Neuronen vor oxidiertem Phosphatidylcholin-vermitteltem Zelltod schützt37, was darauf hindeutet, dass diese Methode dazu beitragen kann, die Rolle von Mikroglia im Zusammenhang mit Neurodegeneration und MS zu verstehen. In ähnlicher Weise können Mikroglia-neuronale Co-Kulturen auch nützlich sein, um die Auswirkungen der Mikroglia-Neuronal-Wechselwirkung in anderen Kontexten zu untersuchen, wie z. B. bei Virusinfektionen38 oder neuronalen Verletzungen und Reparaturen39. Insgesamt ermöglichen in vitro Mikroglia-neuronale Co-Kultursysteme den Forschern, Mikroglia-neuronale Interaktionen in einer manipulierbaren und kontrollierten Umgebung zu untersuchen, was die In-vivo-Modelle ergänzt.

Protocol

Alle Tiere, die in dieser Studie verwendet wurden, wurden mit Genehmigung des University Animal Care Committee (UACC) der University of Saskatchewan und des Canadian Council on Animal Care (CCAC) untergebracht und behandelt. Für diese Studie wurden männliche und weibliche CD1-Mäuse an den postnatalen Tagen 0-2 und Embryonen an den Tagen 16-18 (E16-18) von trächtigen CD1-Mäusen verwendet. Die Details zu den Reagenzien und den verwendeten Geräten sind in der Materialtabelle</…

Representative Results

Ein Flussdiagramm, das die wichtigsten Schritte der gemischten Gliakultur für Mikroglia zeigt, ist in Abbildung 1A dargestellt. Insgesamt werden an Tag 1 spärliche Zellen und übermäßige Zelltrümmer erwartet (Abbildung 1B). Bis zum 4. Tag sollte eine erhöhte Zellzahl beobachtet werden, insbesondere bei der Bildung adhärenter Astrozyten, was durch ihre längliche Morphologie angezeigt wird (Abbildung 1…

Discussion

Dieser Artikel beschreibt ein Protokoll für die Isolierung und Kultivierung von primären Mausneuronen und primären Mikroglia, die anschließend verwendet werden, um eine Mikroglia-Neuronal-Co-Kultur zu etablieren, mit der untersucht werden kann, wie Mikroglia- und Neuroneninteraktionen ihre zelluläre Gesundheit und Funktion regulieren. Dieser relativ einfache und zugängliche Ansatz kann wichtige Einblicke in die Mechanismen und funktionellen Ergebnisse von Mikroglia-Neuroneninterakt…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

JP bedankt sich für die finanzielle Unterstützung durch den Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada und das University of Saskatchewan College of Medicine. YD bedankt sich für die finanzielle Unterstützung durch den University of Saskatchewan College of Medicine Startup Fund, den Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada Discovery Grant (RGPIN-2023-03659), den MS Canada Catalyst Grant (1019973), den Saskatchewan Health Research Foundation Establishment Grant (6368) und den Brain Canada Foundation Future Leaders in Canadian Brain Research Grant. Abbildung 1A, Abbildung 2A und Abbildung 3A wurden mit BioRender.com erstellt.

Materials

10 cm Petri dish  Fisher  07-202-011 Sterile
1x Versene Gibco 15040-066
B-27 Plus Neuronal Culture System  Gibco  A3653401
Dissection microscope VWR
DNase I Roche 11284932001
Dulbecco’s Modified Eagle Medium (DMEM) Gibco 11960-044
Fetal Bovine Serum  ThermoFisher Sci 12483-020
HBSS (10x) Gibco 14065-056
Hemacytometer Hausser Scientific 1475
HEPES  ThermoFisher Sci 15630080
Leibovitz’s L-15 Medium (1x) Fisher Scientific  21083027
Macrophage colony stimulating factor  Peprotech 315-02
Micro-Forceps RWD F11020-11 Autoclaved/Sterile
Non-essential amino acids Cytiva SH3023801
PBS (10x) ThermoFisher Sci AM9625
Penicillin Streptomycin Glutamine (100x) Gibco 103780-16
Poly-L-ornithine hydrobromide  Sigma P3655-100MG
Sodium pyruvate (100 mM) Gibco 11360-070
Spring scissors RWD S11008-42 Autoclaved/Sterile
Surgical blade Feather 08-916-5D Sterile
T-25 flasks Fisher 10-126-9
T-75 flasks  Fisher 13-680-65
Tissue forceps Codman 30-4218 Autoclaved/Sterile
Tissue scissors RWD S12052-10 Autoclaved/Sterile
Trypan Blue  Thermofisher Sci  15250-061
Trypsin (2.5%) ThermoFisher Sci 15090046
Widefield Immunofluorescence Microscope Zeiss

References

  1. Yin, J., Valin, K. L., Dixon, M. L., Leavenworth, J. W. The role of microglia and macrophages in CNS homeostasis, autoimmunity, and cancer. J Immunol Res. 2017, 1-12 (2017).
  2. Colonna, M., Butovsky, O. Microglia function in the central nervous system during health and neurodegeneration. Annu Rev Immunol. 35 (1), 441-468 (2017).
  3. Ginhoux, F., Prinz, M. Origin of microglia: Current concepts and past controversies. Cold Spring Harb Perspect Biol. 7 (8), a020537 (2015).
  4. Dermitzakis, I., et al. Origin and emergence of microglia in the CNS-an interesting (hi)story of an eccentric cell. Curr Issues Mol Biol. 45 (3), 2609-2628 (2023).
  5. Ransohoff, R. M., Cardona, A. E. The myeloid cells of the central nervous system parenchyma. Nature. 468 (7321), 253-262 (2010).
  6. Ginhoux, F., et al. Fate mapping analysis reveals that adult microglia derive from primitive macrophages. Science. 330 (6005), 841-845 (2010).
  7. Askew, K., et al. Coupled proliferation and apoptosis maintain the rapid turnover of microglia in the adult brain. Cell Rep. 18 (2), 391-405 (2017).
  8. Vidal-Itriago, A., et al. Microglia morphophysiological diversity and its implications for the CNS. Front Immunol. 13, 997786 (2022).
  9. Wendimu, M. Y., Hooks, S. B. Microglia phenotypes in aging and neurodegenerative diseases. Cells. 11 (13), 2091 (2022).
  10. Hanisch, U. K., Kettenmann, H. Microglia: Active sensor and versatile effector cells in the normal and pathologic brain. Nat Neurosci. 10 (11), 1387-1394 (2007).
  11. Colonna, M., Butovsky, O. Microglia function in the central nervous system during health and neurodegeneration. Annu Rev Immunol. 35 (1), 441-468 (2017).
  12. Zhao, J. F., et al. Research progress on the role of microglia membrane proteins or receptors in neuroinflammation and degeneration. Front Cell Neurosci. 16, 831977 (2022).
  13. Yang, I., Han, S. J., Kaur, G., Crane, C., Parsa, A. T. The role of microglia in central nervous system immunity and glioma immunology. J Clin Neurosci. 17 (1), 6-10 (2010).
  14. Jurga, A. M., Paleczna, M., Kuter, K. Z. Overview of general and discriminating markers of differential microglia phenotypes. Front Cell Neurosci. 14, 198 (2020).
  15. Doens, D., Fernández, P. L. Microglia receptors and their implications in the response to amyloid β for Alzheimer’s disease pathogenesis. J Neuroinflammation. 11 (1), 48 (2014).
  16. Block, M. L., Zecca, L., Hong, J. S. Microglia-mediated neurotoxicity: Uncovering the molecular mechanisms. Nat Rev Neurosci. 8 (1), 57-69 (2007).
  17. Fischer, M. T., et al. NADPH oxidase expression in active multiple sclerosis lesions in relation to oxidative tissue damage and mitochondrial injury. Brain. 135 (3), 886-899 (2012).
  18. Marinelli, S., Basilico, B., Marrone, M. C., Ragozzino, D. Microglia-neuron crosstalk: Signaling mechanism and control of synaptic transmission. Semin Cell Dev Biol. 94, 138-151 (2019).
  19. Pocock, J. M., Kettenmann, H. Neurotransmitter receptors on microglia. Trends Neurosci. 30 (10), 527-535 (2007).
  20. Carniglia, L., et al. Neuropeptides and microglial activation in inflammation, pain, and neurodegenerative diseases. Mediators Inflamm. 2017, 5048616 (2017).
  21. Zhao, S., Umpierre, A. D., Wu, L. J. Tuning neural circuits and behaviors by microglia in the adult brain. Trends Neurosci. 47 (3), 181-194 (2024).
  22. Kettenmann, H., Kirchhoff, F., Verkhratsky, A. Microglia: New roles for the synaptic stripper. Neuron. 77 (1), 10-18 (2013).
  23. Haidar, M. A., et al. Crosstalk between microglia and neurons in neurotrauma: An overview of the underlying mechanisms. Curr Neuropharmacol. 20 (11), 2050-2065 (2022).
  24. Cserép, C., Pósfai, B., Dénes, &. #. 1. 9. 3. ;. Shaping neuronal fate: Functional heterogeneity of direct microglia-neuron interactions. Neuron. 109 (2), 222-240 (2021).
  25. Pocock, J. M., Kettenmann, H. Neurotransmitter receptors on microglia. Trends Neurosci. 30 (10), 527-535 (2007).
  26. Eyo, U. B., Wu, L. J. Bidirectional microglia-neuron communication in the healthy brain. Neural Plast. 2013, 456857 (2013).
  27. Strosznajder, J. B., Czapski, G. A. Glutamate and GABA in microglia-neuron cross-talk in Alzheimer’s disease. Int J Mol Sci. 22 (21), 11677 (2021).
  28. Lyons, A., et al. CD200 ligand-receptor interaction modulates microglial activation in vivo and in vitro A role for IL-4. J Neurosci. 27 (31), 8309-8313 (2007).
  29. Wake, H., Moorhouse, A. J., Miyamoto, A., Nabekura, J. Microglia: Actively surveying and shaping neuronal circuit structure and function. Trends Neurosci. 36 (4), 209-217 (2013).
  30. Merlini, M., et al. Microglial Gi-dependent dynamics regulate brain network hyperexcitability. Nat Neurosci. 24 (1), 19-23 (2021).
  31. Chen, Z., et al. Microglial displacement of inhibitory synapses provides neuroprotection in the adult brain. Nat Commun. 5 (1), 4486 (2014).
  32. Cantaut-Belarif, Y., et al. Microglia control the glycinergic but not the GABAergic synapses via prostaglandin E2 in the spinal cord. J Cell Biol. 216 (9), 2979-2989 (2017).
  33. Szepesi, Z., Manouchehrian, O., Bachiller, S., Deierborg, T. Bidirectional microglia-neuron communication in health and disease. Front Cell Neurosci. 12, 323 (2018).
  34. Chamera, K., Trojan, E., Szuster-Głuszczak, M., Basta-Kaim, A. The potential role of dysfunctions in neuron-microglia communication in the pathogenesis of brain disorders. Curr Neuropharmacol. 18 (5), 408-430 (2020).
  35. Gao, C., Jiang, J., Tan, Y., Chen, S. Microglia in neurodegenerative diseases: Mechanism and potential therapeutic targets. Signal Transduct Target Ther. 8 (1), 359 (2023).
  36. Brisch, R., et al. The role of microglia in neuropsychiatric disorders and suicide. Eur Arch Psychiatry Clin Neurosci. 272 (6), 929-945 (2022).
  37. Dong, Y., et al. Oxidized phosphatidylcholines found in multiple sclerosis lesions mediate neurodegeneration and are neutralized by microglia. Nat Neurosci. 24 (4), 489-503 (2021).
  38. Alvarez-Carbonell, D., et al. Cross-talk between microglia and neurons regulates HIV latency. PLoS Pathog. 15 (12), e1008249 (2019).
  39. Lorenzen, K., et al. Microglia induce neurogenic protein expression in primary cortical cells by stimulating PI3K/AKT intracellular signaling in vitro. Mol Biol Rep. 48 (1), 563-584 (2021).
  40. Güler, B. E., Krzysko, J., Wolfrum, U. Isolation and culturing of primary mouse astrocytes for the analysis of focal adhesion dynamics. STAR Protoc. 2 (4), 100954 (2021).
  41. Tomassoni-Ardori, F., Hong, Z., Fulgenzi, G., Tessarollo, L. Generation of functional mouse hippocampal neurons. Bio Protoc. 10 (15), e3702 (2020).
  42. Viviani, B. Preparation and coculture of neurons and glial cells. Curr Protoc Cell Biol. Chapter 2 (Unit 2.7), (2006).
  43. Roqué, P. J., Costa, L. G. Co-culture of neurons and microglia. Curr Protoc Toxicol. 74, 11.24.1-11.24.17 (2017).
  44. Goshi, N., Morgan, R. K., Lein, P. J., Seker, E. A primary neural cell culture model to study neuron, astrocyte, and microglia interactions in neuroinflammation. J Neuroinflammation. 17 (1), 155 (2020).
  45. Carroll, J. A., Foliaki, S. T., Haigh, C. L. A 3D cell culture approach for studying neuroinflammation. J Neurosci Methods. 358, 109201 (2021).
  46. Baxter, P. S., et al. Microglial identity and inflammatory responses are controlled by the combined effects of neurons and astrocytes. Cell Rep. 34 (12), 108882 (2021).
  47. Luchena, C., et al. A neuron, microglia, and astrocyte triple co-culture model to study Alzheimer’s disease. Front Aging Neurosci. 14, 844534 (2022).
  48. Park, J., et al. A 3D human triculture system modeling neurodegeneration and neuroinflammation in Alzheimer’s disease. Nat Neurosci. 21 (7), 941-951 (2018).
  49. Vahsen, B. F., et al. Human iPSC co-culture model to investigate the interaction between microglia and motor neurons. Sci Rep. 12 (1), 12606 (2022).
  50. Giacomelli, E., et al. Human stem cell models of neurodegeneration: from basic science of amyotrophic lateral sclerosis to clinical translation. Cell Stem Cell. 29 (1), 11-35 (2022).
  51. Yong, V. W. Microglia in multiple sclerosis: protectors turn destroyers. Neuron. 110 (21), 3534-3548 (2022).
  52. Kamma, E., Lasisi, W., Libner, C., Ng, H. S., Plemel, J. R. Central nervous system macrophages in progressive multiple sclerosis: relationship to neurodegeneration and therapeutics. J Neuroinflammation. 19 (1), 45 (2022).
  53. Dong, Y., Lozinski, B. M., Silva, C., Yong, V. W. Studying the microglia response to oxidized phosphatidylcholine in primary mouse neuron culture and mouse spinal cord. STAR Protoc. 2 (4), 100853 (2021).
  54. Anderson, S. R., et al. Neuronal apoptosis drives remodeling states of microglia and shifts in survival pathway dependence. eLife. 11, e76564 (2022).
  55. Harry, G. J., McPherson, C. A. Microglia: Neuroprotective and neurodestructive properties. Handbook of Neurotoxicity. , 109-132 (2014).
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Park, J., Yu, R., Dong, Y. Generating and Co-culturing Murine Primary Microglia and Cortical Neurons. J. Vis. Exp. (209), e67078, doi:10.3791/67078 (2024).

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