Summary

単離加圧リンパ管における絶対、細胞質、遊離Ca2+ 、および対応する収縮性のリアルタイム評価

Published: March 22, 2024
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Summary

このプロトコルは、収縮リンパ管の細胞質、遊離カルシウム[Ca2+]i 、血管径をリアルタイムで同時に測定し、絶対的なCa2+ 濃度と収縮性/リズム性パラメータを計算する方法を説明しています。このプロトコルは、さまざまな実験条件でのCa2+ および収縮ダイナミクスの研究に使用できます。

Abstract

リンパ管系は、現在「第3の循環」と呼ばれることが多く、多くの重要な臓器系に位置しています。リンパ管系の主な機械的機能は、細胞外空間から体液を中心静脈管に戻すことです。リンパ輸送は、リンパ管(LV)の自発的なリズミカルな収縮によって媒介されます。LV収縮は、主に細胞質の遊離カルシウム([Ca2+]i)の周期的な上昇と下降によって調節されます。

この論文では、単離された加圧LVにおいて、[Ca2+]i の絶対濃度と血管の収縮性/リズム性の変化をリアルタイムで同時に計算する方法を紹介します。単離されたラット腸間膜LVを使用して、[Ca2+]i と薬物添加に応じた収縮性/リズム性の変化を研究しました。分離されたLVにレシオメトリックCa2+センシングインジケーターFura-2AMをロードし、エッジ検出ソフトウェアと組み合わせたビデオ顕微鏡を使用して、[Ca2+]i および直径の測定値をリアルタイムで連続的にキャプチャしました。

各LVからのFura-2AM信号は、各船舶の最小信号と最大信号に較正され、絶対[Ca2+]iの計算に使用されました。直径測定値は、収縮パラメータ(振幅、拡張期末直径、収縮期末直径、計算された流量)とリズム性(周波数、収縮時間、緩和時間)を計算するために使用され、絶対[Ca2+]i 測定値と相関しました。

Introduction

リンパ管系は、脳、心臓、肺、腎臓、腸間膜など多くの臓器系にみられ、間質腔から中心静脈管に液体(リンパ液)を送り込み、体液の恒常性を維持することで作動する7,8,9,10 .それは、血管毛細血管床内のブラインドエンドリンパ管から始まり、それが集リンパ管(LV)に流れ込みます。LVの収集は、リンパ筋細胞(LMC)10,11の層に囲まれた内皮細胞の層である2つの細胞層から成り立っています。リンパ液の輸送は、外因性の力(例えば、新しいリンパの形成、動脈の脈動、中心静脈圧の変動)と内因性の力の両方によって達成されます12

リンパ輸送の本質的な力は、リンパ機能を調査する大多数の研究の焦点である、集まったLVの自発的なリズミカルな収縮です。この内因性リンパポンプは、主に細胞質の遊離Ca2+([Ca2+]i)の周期的な上昇と下降によって調節されます。LMCにおける原形質膜の自発的な脱分極は、電位依存性の「L型」Ca2+(Cav1.x)チャネルを活性化し、Ca2+の流入とそれに続くLVリズミカルな収縮を誘発する8,9,10。この役割は、ニフェジピンのような特定の薬剤でCav1.xを阻害することによって実証され、これはLV収縮を阻害し、血管拡張を引き起こした13,14。Cav1.xチャネルによって媒介されるLMCにおける[Ca2+]iまたは「Ca2+スパイク」の一時的な上昇は、筋小胞体(SR)15,16,17,18上のイノシトール三リン酸(IP 3)受容体およびリアノジン受容体(RyRs)を活性化することにより、細胞内Ca2+貯蔵を動員する可能性もある。現在の証拠は、IP3受容体がRyRs 15,16,19,20,21と比較して、正常なLV収縮に必要なCa2+に大きく寄与することを示唆しています。しかし、RyRsは、病理学中または薬物的介入17,18に応答して役割を果たす可能性がある。さらに、Ca2+活性化K+チャネル22およびATP感受性カリウム(KATP)チャネル23,24の活性化は、LMC膜を過分極させ、自発的な収縮活性を阻害することができる。

LVの収集においてCa2+ ダイナミクスを調節する可能性のあるイオンチャネルやタンパク質は他にもたくさんあり、これらの潜在的な調節因子を理解するためには、薬理学的薬剤に応答したCa2+ と血管収縮性の変化をリアルタイムで研究する方法を利用することが重要です。Fura-2を使用してLV [Ca2+]i の相対的変化を測定する以前の方法が記載されている25。Fura-2とCa2+ の解離定数が知られているため26、Ca2+の実際の濃度を計算することが可能であり、この方法の適用が広がり、Ca2+ シグナル伝達、膜興奮性、および収縮性メカニズム27に関する追加の洞察が得られ、実験グループ間のベースライン比較も可能になります。この後者のアプローチは心筋細胞28で使用されており、したがって、LVに適応することができます。この論文では、これら2つのアプローチを組み合わせて、絶対的な[Ca2+]i の変化と血管の収縮性/リズム性の変化をリアルタイムで連続的に測定および計算する改良された方法を示します。また、ニフェジピンで治療したLVの代表的な結果も提供しています。

Protocol

生後9〜13週齢のオスのSprague-Dawleyラットは、商業ベンダーから購入されました。到着後、すべてのラットは、アーカンソー医科大学(UAMS)の実験動物医学部門(DLAM)施設で標準的な実験室食で飼育および維持され、25 °Cで12時間の明暗サイクルに曝露されました。すべての手順は、UAMSのInstitutional Animal Care and Use Committee(IACUC)によって承認された動物使用プロトコル#4127に従って実施されました。 1. 腸間膜LVの解剖とカニューレ挿入 注:腸間膜LVを分離する前に灌流チャンバーをセットアップして、実験を中断するような流れや漏れがないことを確認することが重要です。 灌流浴の準備ホウケイ酸ガラス製マイクロピペット(外径1.2mm、内径0.68mm、先端外径75-100μmまで引っ張る)を市販業者から購入します。マイクロピペット(別名カニューレ)を約1〜2cmの長さに切断して研磨し、分離された容器灌流チャンバーに取り付けます。 容器灌流チャンバーに取り付けられた各ガラスカニューレを、ポリエチレンチューブを使用して独立した重力供給圧力レギュレーターと一直線に配置された独立した圧力トランスデューサーに接続します。注:これにより、研究デザインに応じて流入圧力と流出圧力を独立して操作できます。 図 1 に、このセットアップの詳細を示します。 灌流チャンバー(5 mL)、ガラス製マイクロピペット、および独立した重力供給圧力調整器を、生理的塩溶液(PSS; 119 mM NaCl; 24 mM NaHCO3; 1.17 mM NaH2PO4; 4.7 mM KCl; 1.17 mM MgSO4; 5.5 mM C6H12O6 (グルコース); 0.026 mM C10H16N2O8 (EDTA); および 1.6 mM CaCl2 を埋め戻します。)気泡がありません。次に、カニューレが加圧されないように圧力をクランプします。注:この溶液のpHは~7.5です。ステップ1.3.7で説明したように、PSS内の重炭酸塩緩衝系に作用するCO2 バブリングを利用して、灌流槽内で7.4のpHが維持されます。ここでは、過剰なCa2+ イオンをキレート化するためにEDTAが使用されます。 結び目の準備編組シルク縫合糸(サイズ8-0)を使用して、顕微鏡下でダブルオーバーハンドノットを結びます。主な手順を 図 2 に示します。1本のフィラメントを分離します。 マイクロ鈍い先端を持つ2つのデュモン#5鉗子を使用し、1つの鉗子を使用して他の鉗子の先端の周りに二重ループを作ります。 ループ状の鉗子で、縫合糸の緩い端をつかみ、結び目を完全に閉じて小さな開口部を残さないように、両方のループを通して引っ張ります。 バンナスプリングハサミを使用して、両側から余分な縫合糸をカットします。後でこれらの結び目を使用して、LVをカニューレに固定します。注:結び目を結ぶときに鉗子の先端を損傷する危険性が高いため、解剖またはカニューレ挿入するのと同じ鉗子を使用しないでください。 腸間膜LVの分離とカニューレ挿入5%イソフルランを1.5 L / minのO2 過剰摂取で投与することにより動物に深く麻酔をかけ、斬首によって放血します。. 腸間膜LVの解剖のために腸間膜全体を分離するには、最初に腹壁の正中線に沿って縦に切り込みを入れ、腸間膜を外部化し、次に幽門括約筋のすぐ下と盲腸の上の~2〜3 cmの接続部と直腸への接続を切り取ります。 解剖した腸間膜全体を氷冷したPSS200mLで洗浄し、次に氷冷PSSを含むシリコン裏地(8-10mm)のペトリ皿(100mm)に移してピン留めします。 実体顕微鏡を使用して、周囲の脂肪や結合組織から二次腸間膜LVを解剖し、Dumont #5 Inoxファイン鉗子、およびVannaスプリングハサミを解剖します。組織から除去されたLVの端を特定するために、LVの近位端に小さな脂肪片を残します。 解剖したLVを血管灌流チャンバーに移し、ガラスカニューレにカニューレを挿入します。 2つの事前に研がれたDumont#5 Inox Fine鉗子、ストレートチップ(0.05 x 0.01 mm)を使用して、LVの遠位端をP1カニューレ(流入)に、血管の近位端をP2カニューレ(流出)に使用して、リンパの流れの方向を模倣します。注意: P1とP2のカニューレは同一であり、LVのどちらの端が接続されているかによってのみ異なります。細い血管壁をつかむのを容易にするために、先端で完全に接触し、損傷のない鉗子を使用することが重要です。1つの事前に結ばれた結び目を各ガラスカニューレにスライドさせて、後で容器をカニューレに固定します。 脂肪の小片を使用してLV方向の向きを変え、最初に遠位端をP1にカニューレ状にします。 結び目をカニューレに滑り込ませ、締めてLVを固定します。カニューレの先端を締めすぎて壊さないように注意してください。 灌流チャンバー内でLVを4〜5mmHgに加圧します。注:私たちの目的のために、P1とP2の圧力を等しく設定します。ただし、実験条件によっては、各カニューレで圧力を調整して、せん断応力や逆流を誘発する場合があります。 手順1.3.6.1〜1.3.6.4を繰り返して、LVの近位端をP2にカニューレ挿入します。 7%の二酸化炭素(CO2)/ 93%の酸素(O2)を含む泡立つ石を浴室に入れて、生理学的pHを維持します。 チャンバーを温度調節器に接続し、LVが平衡化して安定した自発的な収縮が発生するまで37 °Cに設定します(約30分)。メモ: 図 1 に、このセットアップの詳細を示します。 2. LV中の[Ca2+]i の絶対濃度の測定 カニューレLVのFura-2AM染色自然収縮が進行した後(ステップ1.3.8から)、LVをFura-2-アセトキシメチルエステル(Fura-2AM;2 μMまたは10 μL/5 mL)およびプルロン酸(PA;0.02% W/Vまたは5 μL/5 mL of 20% PA)と暗所で30分間インキュベートします。注:Fura-2AMを追加した後、残りのすべての手順は暗闇で実行する必要があります。 30分後、灌流チャンバー3xで全槽容量を負圧真空で空にし、温度一致(37 °C)試薬フリーのPSSと交換して溶液を交換します。注意: これは、LVが空中に吊り下げられる時間を最小限に抑えるために迅速に行う必要があります。例えば、右手は真空、左手は新しい試薬フリーPSSの交換に使うなど、両手を使ってください。 洗浄後、LVを暗所で15分間インキュベートして、余分なインジケーターを取り除き、脱エステル化します。 Ca のキャプチャ2+ 蛍光と血管径LED光源、20x S Fluor対物レンズ、セルフレーミングアダプター、高速CMOSビデオカメラシステムを備えた倒立型蛍光顕微鏡ステージにチャンバーを移し替え、15Hzでフレームごとの蛍光捕捉を可能にします。注: このワークフロー設定の概略図を 図 3 に示します。Ca2+ 信号は、少なくとも15fpsのCCDカメラを使用してキャプチャできます。 イメージングソフトウェアを搭載したコンピューターに顕微鏡を接続して、蛍光とエッジ検出を記録します。注:参照されているソフトウェアは、同時圧力記録も可能にします。ただし、これには含まれていません。 LED光源と蛍光灯システムインターフェースをオンにします。注意: ここで説明するソフトウェアの手順は参照されているソフトウェア用ですが、他のソフトウェアを使用してこのデータを取得できます。 ソフトウェア(IonWizard)を開きます。 [ファイル] タブで、[新規] を選択します。 [収集] タブで、 [実験] を選択します。 目的の実験テンプレートを読み込み、[ OK]をクリックします。注:測定するパラメータを使用して実験テンプレートを設定する必要があります。テンプレートのセットアップ手順は、ソフトウェアマニュアル29に記載されています。 画面上のトレースを調整して 、血管の直径、分子 (340 信号)、 分母 (380 信号)、 比率 を降順で表示します。 必要に応じて Y 軸のスケールを調整して、トレースを視覚化します。[トレース] で、[ユーザー制限の編集] を選択します。[自動制限] がオフになっていることを確認します。 調整するパラメータを選択し、軸の最小値と最大値を入力して、[ OK]を選択します。 テストを開始するには、画面下部の [開始 ] をクリックします。 LVの直径を同時に測定するには、イメージングシステムに組み込まれたエッジ検出ソフトウェアを使用して、3 HzでLVの収縮トレースを生成します。これらの測定値を使用して、セクション3で説明し、 図4に示す収縮性およびリズム性のパラメータを分析します。LVの壁が暗い線で表示されるように、照明を調整してください。 脂肪や破片がない関心領域(ROI)を選択します。実験が開始されたら、この ROI を動かさないでください。 閾値が、収縮サイクル全体を通じて血管壁の端が検出されるように設定されていることを確認してください。 蛍光測定の場合は、光電子増倍管(PMT)をオンにします。 レシオメトリックインジケータであるFura-2を、LEDイルミネーターを使用して50 msの露光で340 nmと380 nmの波長を交互に行い、イメージングフィールド全体で15 Hzで510 nmの発光スペクトルをキャプチャします。注:再現性のあるCa2+ 測定を得るためには、一連の実験全体ですべての光学パラメータ(励起設定、発光フィルター、対物レンズ、ダイクロイックミラー)を同じに保つことが重要です。 まず、視野の中央にLVを配置した340および380蛍光(信号)を取得し、次にステージマニピュレータを使用して、容器のない浴の端に視野を移動させることにより、S/N比を測定します(シリコンで裏打ちされた端を避けるように注意し、および/または浴から破片を取り除くことによって)背景をキャプチャする。注:Ca2+ 測定のためには、毎回容器の元のセクションに戻ることが重要です。 浴液を温度一致した試薬フリーのPSSと交換して、浴中の余分なインジケーターを取り除きます。余分なFura-2を除去するには数回の浴交換が必要な場合があるため、信号とバックグラウンドの比率が約10:1になるまでこの交換を繰り返します。 ベースラインの Fura-2 蛍光シグナルと自発的な収縮を約 30 分間記録し、続いて電位依存性の Cav1.x アンタゴニストであるニフェジピン (NIF; 0.1-100 nM) の累積濃度応答を示します。各薬物濃度のバックグラウンド測定値を取得します。 各実験の最後に、温度が一致したCa2+フリーPSSでLVを洗浄し、Ca2+非存在下でのLVの最小Fura-2蛍光シグナル(Rmin)とLVの最大直径を得ます。必ず背景を測ってください。注:Ca2+フリーPSSはPSSと同じ組成ですが、CaCl2は含まず、EDTAは1 mM EGTA(C14H24N2O10)(pH ~7.5)に置き換えられます。 浴溶液を、10 mM Ca2+とイオノマイシン(10 μM IONO)、Ca2+イオノフォアを含む温度一致PSSと交換して、Ca2+を飽和させる条件下で最大Fura-2蛍光シグナル(Rmax)とLVの最小直径を取得します。必ず背景を測ってください。 絶対値 [Ca2+]i の測定式Rmin とRmax を使用して、340 nmと380 nmの波長の比率を較正し、絶対細胞質遊離Ca2+ 濃度([Ca2+]i)を計算します。 式(1)26を使用して、絶対細胞質遊離Ca2+濃度([Ca2+]i)を計算します。(1)ここで、K d = 225 nM (Fura-2 の解離定数)26、R = 340/380 比、Rmin = 340/380 比 Ca2+ 非存在下、Rmax = 340/380 比 Ca2+ 飽和条件、Sfree = 380 Ca2+ 不在下での信号、Sbound = 380 Ca2+ 条件での信号注:すべての蛍光シグナルは、バックグラウンド蛍光について補正しました。 図 5 は、記録されるパラメータを詳述した Ca2+ トレースの例です。ベースライン Ca2+ を Ca2+ スパイクの前の最低安静時 Ca2+ と定義し、ピーク Ca2+ を Ca2+ スパイク中に達成された最高 Ca2+ と定義します。振幅は、ピークとベースラインCa2+の差です。Ca2+スパイクの周波数を除き、イメージングソフトウェアから直接すべてのパラメータをエクスポートします。ただし、Ca2+スパイクの数/秒としてオフラインで計算します。以下は、これらのパラメータを取得するための参照ソフトウェア内の主要な手順です。注:トレース全体を.txtファイルにエクスポートでき、選択したソフトウェアですべてのパラメータを分析または計算できます。 [Rmin] で、Ca2+ フリー PSS 中の背景に対応する分子トレースのセクションを強調表示します。ダイアログボックスが開き、トレースのこの部分の値が表示されます。 「操作」で、「定数」を選択します。 「Calcium-Numeric background」を選択し、前のステップの「Numerator」と「Denominator」の背景番号を入力します。[OK] をクリックします。 Ratioトレースのセクションのうち、Ca2+フリーPSS中の最も低い比率に対応する部分をハイライト表示します。これが Rの最小値です。また、このセクションの分母の値にも注意してください。これはSフリーです。 Rmax と S について 、トレースの高 Ca2+ フリー PSS と最高比率に対応するセクションにバインドされた R max と S について、手順 2.3.4 から 2.3.7 を繰り返します。 「操作」で、「定数」を選択します。 [Calcium-Calcium Calibration]を選択し、式1にリストされている値を入力します。[OK] をクリックします。 ステップ 2.2.8 の説明に従って、画面上のトレースの 1 つを調整して、 Calcium-Numeric から Calcium を減算した値が表示されるようにします。 単調過渡解析を実行して、残りのパラメータを取得します。この手順は、ソフトウェアマニュアル30に記載されています。 または、[ エクスポート] で [ 現在のトレース] を選択します。 .txtファイルをエクスポートする場所を選択し、[ OK]をクリックします。注:エクスポートする個々のトレースを必ずクリックしてください。トレース全体またはトレースの選択したセクションをエクスポートできます。 3. 左室収縮性とリズム性の測定 イメージングシステムに組み込まれたエッジ検出ソフトウェアは、上記のようにLV直径測定用の収縮性トレースを生成します。これらの測定値を使用して、収縮パラメータとリズミカルパラメータを解析します。 図 4 は、記録する縮約パラメータを詳述した縮約トレースの例です。Diameterトレース30のMonotonic Transient Analysis機能を使用して、すべてのパラメータをイメージングソフトウェアから直接エクスポートしますが、収縮の頻度、計算された流量、およびオフラインで計算される間隔は除きます。注:トレース全体を.txtファイルにエクスポートでき、以下の式を使用して、選択したソフトウェアですべてのパラメータを分析または計算できます。 EDD、ESD、振幅、周波数、および計算流量測定LVがリズミカルで自発的な収縮中に達成できる最大直径と最小直径(拡張末期直径[EDD]と収縮期末端直径[ESD])をそれぞれ測定します。 収縮の振幅(AMP)をEDDとESDの差として計算します。 度数を測定期間あたりの収縮数(s)として計算します。 計算式 (2) を使用して、計算された μm あたりの流量を計算します。計算流量 = π/4(EDD2- ESD2)F (2)ここで、EDD2 = 弛緩状態における血管断面積、ESD2 = 収縮時の血管断面積の測定値、F = 収縮の頻度/秒 リズミカルさ:収縮とリラクゼーションの時間:LVリズミカルさの他の尺度は、収縮時間とリラクゼーション時間です。 収縮時間は、収縮のたびに LV が ESD に到達するのにかかる時間として定義します。 リラクゼーション時間を、LV が各リラクゼーションの EDD に到達するのにかかった時間として定義し、特定の時間枠内で絶対 [Ca2+]i と相関するリズム性の全体的な指標を提供します。 式(3)からインターバル時間(ΔT)を計算します。Δt = t2 (ESD2)-t1 (ESD1) (3)

Representative Results

LVの収縮性とそれに対応する細胞質の遊離Ca2+([Ca2+]i)の変化は、さまざまな濃度のニフェジピン(NIF;0.1-100 nM)への曝露により、単離ラット腸間膜LVで評価されました(図6)。Ca2+ スパイク振幅、ベースライン Ca2+、ピーク Ca2+ などのパラメータは、灌流チャンバーへの NIF の増分添加により、濃度依存的な減少を示しました(図 7A)。同時に、収縮振幅や計算された流量などの収縮パラメータも段階的に減少することを示しました(図7B)。NIFではEDDの直径がわずかに増加しました(図7B)。Ca2+ スパイク周波数と収縮周波数は、オール オア ナッシング応答のように見えます。しかし、この影響は1つのLVで10nMで発生し、すべてのLVは100nMの収縮を停止していました。したがって、結合されたデータは、段階的な濃度応答に似たグラフを生成します。この効果は、他の調製物のLVにNIFを使用した以前の出版物と一致しています(ワイヤーおよび圧力筋造影13,14)。マンハッタンプロットは、間隔、収縮時間、緩和時間などのリズム性の測定値に対する個々のLV応答を示しています(図7C)。このタイプのデータ表現により、研究者はこれらのオールオアナッシングの応答または収縮リズムの変動性を引き出し、根本的なメカニズムに関する追加の洞察を提供することができます。最終的に、収縮振幅と収縮周波数の減少は、これらの単離されたLVを通る計算された流量の減少をもたらし、これはin vivo機能の代理指標として機能します。全体として、LV収縮性の低下は[Ca2+]iの減少と相関していました。私たちの調査結果は、100 nMの範囲で、NIFがリンパ筋細胞(LMC)に存在するCav1.xチャネルに拮抗することにより、LVの収縮と[Ca2+]i振動を効果的に停止したという直接的な証拠を提供します。 図1:隔離された容器チャンバーのセットアップの画像。 血管灌流研究では、温度調節器を備えた隔離された容器チャンバーを使用しました。重力は、PSSリザーバーを介して圧力を制御するために使用されました。圧力は、流入カニューレ(P1)と流出カニューレ(P2)の両方に接続されたトランスデューサーによって監視されました。略語:PSS = 生理的塩溶液。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。 図2:結び目の準備が一目でわかる。(A) 3層のシルク縫合糸のシングルフィラメントを使用して解剖顕微鏡下でダブルループを準備し、 (B) ルーズエンドをつかんで両方のループに引っ張り、 (C) 両端から結び目を引っ張って小さな開口部を保ち、 (D) 両側から余分なフィラメントを切断し、完全なダブルオーバーハンドノットをすぐに使用できることを示しています。スケールバー= 1.5 mm。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。 図3:データ取得のための実験ワークフローの概略図。 健康なラットに5%イソフルラン誘導薬を投与し、体幹の血液を抜くために斬首術を行った。腸間膜を露出させて分離するために、正中線切開が行われました。単離された腸間膜を氷冷したPSS溶液に広げ、分離された血管灌流チャンバーでカニューレ挿入のために脂肪を含まないLVを解剖しました。浴槽は、20倍の対物レンズを使用して倒立顕微鏡のステージに置かれました。容器は340nmと380nmの波長の光で交互に励起され、発光蛍光スペクトルはCCDカメラを使用して510nmで収集されました。顕微鏡に接続されたコンピューターは、蛍光捕捉およびエッジ検出イメージングソフトウェアを使用して、収縮性およびCa2+ トレースを生成しました。スケールバー= 1 mm。略語:PSS =生理的塩溶液;LV =リンパ管;CCD = 電荷結合素子。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。 図4:代表的なLV収縮トレース (A)Ca2+ イメージングインジケーターFura 2 AMをPSSにロードしたカニューレLVの直径変化の記録例と、(B)血管の収縮性に関連するすべてのパラメータ(EDD、ESD、AMP、および周波数)を示すズームイントレース。これらの値は、リズム性と流量を計算するために使用されました。略語:PSS =生理的塩溶液;LV =リンパ管;EDD = 拡張末期直径;ESD = 収縮末期直径;AMP = 振幅。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。 図5:代表的なLV Ca2+ イメージングトレース (A)PSSでFura-2をロードしたカニューレLVの絶対[Ca2+]i の変化の記録例と(B)[Ca2+]i に関連するすべてのパラメータ(ピーク、振幅、ベースライン)を示すズームイントレース(バックグラウンド補正なし)。略語:PSS = 生理的塩溶液。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。 図6:左室収縮性とCa2+イメージングの概要 PSSベースライン、ニフェジピン、Cav1.x(Ca2+)チャネルアンタゴニストの(A)直径、(B)340/380比、および(C)絶対[Ca2+]iに対応する代表的なトレース、R最小およびR最大を含む濃度応答。略語:PSS =生理的塩溶液;LV =リンパ管;NIF =ニフェジピン;Rmin = 最小 Fura-2 蛍光シグナル。Rmax = 最大Fura-2蛍光シグナル。この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。 (A)Ca2+ (n = 3) および (B) 収縮性 (n = 3) パラメータは、電圧依存性の Cav1.x (Ca2+) チャネル拮抗薬であるニフェジピンの添加により、濃度依存的に減少しました。(C)代表的なマンハッタンプロットは、収縮と収縮および緩和時間の間の平均時間間隔(Δt)を示しています。データは平均±SEMで表されます。略語:PSS =生理的塩溶液;LV =リンパ管;NIF =ニフェジピン;EDD = 拡張末期直径;AMP = 振幅。この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

Discussion

LVは壊れやすく、小柄な性質を持つため、解剖とカニューレ挿入の両方のプロセスにおいて細心の注意を払うことが不可欠です。船舶にわずかな損傷があっても、生存不能なLVの発生や[Ca2+]i 過渡現象の異常を引き起こす可能性があります。励起設定の一貫性は、対照群と治療群の間の[Ca2+]i 測定値の比較可能性を確保するために、実験シリーズ全体を通じて同様に重要です。均一な設定を維持しないと、実験シリーズ内の血管全体で [Ca2+]i を過大評価または過小評価するリスクが高くなります。同様に、各実験を通じて同じ血管領域を正確に同定し、モニタリングすることも同様に重要です。

レシオメトリックインジケーターFura-2AMを使用すると、単一波長色素に共通する問題である組織の厚さの不均一、蛍光色素の分布/漏出、または光退色によって引き起こされる蛍光変動が正常化されます。31 これにより、このプロトコルで説明されている継続的な監視が可能になります。しかし、Fura-2はCa2+をキレートすることで作用するため、LVを過負荷にし、収縮や薬物反応に利用可能な[Ca2+]i を減らすことが可能です。これらの場合でも、リズミカルな収縮が見られない間に、Ca2+ のスパイクが観察される可能性があります。LVの長さを変えることもこの現象の一因となる可能性があります。これらのCa2+ 測定はまだ有効である可能性がありますが、Ca2+ と直径の両方の測定を成功させるには、複製されたセットアップでFura-2AMの濃度を下げる必要があるかもしれません。私たちの結果には、ベースラインでCa2+ スパイクとリズミカルな収縮の両方が存在したLVのみが含まれています。

Rmin と Rmax の測定は、絶対 [Ca2+]i を計算するための重要なステップです。Ca2+の非存在下では、RminはFura-2比であるべきであるため、Ca2+を含まないPSSに高濃度のEGTAが添加され、残留Ca2+のキレート化が確保されています。初期の研究は、Ca2+フリーPSSでEDTAを使用して実施され、これにより、対応するCa2+スパイクを伴う散発的な血管収縮が生じました。Rmaxについては、[Ca2+]iシグナルを最大化するために、高濃度のCa2+をイオノフォアであるイオノマイシンとともにPSSに添加しています。高Ca2+溶液が沈殿することがあり、PSSからEDTAを取り外す必要がある場合があります。重要なことに、RminおよびRmaxのこれらの追加の測定は、[Ca2+]iの生理学的に関連する変化を評価する機会を提供し、膜の興奮性および収縮性メカニズム27に関する情報を提供するだけでなく、Fura-2の340/380比のみを報告するプロトコルと比較した実験グループ間のベースライン比較を可能にする。適切な R最小値と R最大値を達成できないと、絶対値 [Ca2+]i を計算する能力が排除されます

LVの収縮性の性質のために、この方法は、麻痺した血管32で測定できる局所的なCa2+放出イベントではなく、全体的なCa2+レベルの測定のみを提供できる。しかし、この方法は、麻痺した血管または個々の細胞28,32を使用する方法と比較して、絶対[Ca2+]iダイナミクスの変化を収縮性と相関させるのに有利である。このアプローチでは、測定されたCa2+の大部分がリンパ筋細胞に由来すると仮定されます。しかし、これらの単離されたLVにも存在する内皮細胞は、観察される総Ca2+シグナルに寄与している可能性がある33。この寄与は、内皮が剥がれたLVを使用して推定できます34。LVの収縮はまた、収縮サイクル中に血管壁がわずかに焦点が合わなくなったりする結果となる可能性があります。したがって、血管を伸ばさずにぴんと張ることができる短い血管セグメントを使用することが重要です。

この方法は、LVへの応用以外にも、細動脈や静脈など、他の血管床から単離された血管の研究に利用できる可能性があり、神経生物学や血管生物学の他の分野での利用が期待されています。さまざまなシグナル伝達経路を標的とするさまざまなアゴニストまたはアンタゴニストの影響を調べることは、根底にあるCa2+ダイナミクスを調査するための別の方法です。さらに、この手法は、それぞれの動物の対照サンプルと処理済みサンプルの比較研究にも使用できます。さらに、このアプローチは、孤立したリンパ筋細胞などの細胞レベルでの実施に適応可能であり、灌流チャンバーと顕微鏡対物レンズの調整は最小限で済みます。要約すると、この方法は、LVの収縮性とリズム性と相関し、LVの収集におけるCa2+ダイナミクスの潜在的な調節因子の堅牢な評価を提供するため、全体的なCa2+ダイナミクスに生理学的に関連する洞察を提供します。

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この研究は、National Institute of General Medical Sciences、Centers of Biomedical Research Excellence(COBRE)、Center for Studies of Host Response to Cancer Therapy [P20-GM109005]、National Cancer Institute [1R37CA282349-01]、American Heart Association Predoctoral Fellowship [Award Number: 23PRE1020738; https://doi.org/10.58275/AHA.23PRE1020738.pc.gr.161089]を含む米国国立衛生研究所の支援を受けた。内容は著者の責任であり、必ずしもNIHまたはAHAの公式見解を表すものではありません。図 1図 3 は BioRender.com を使用して作成されました。

Materials

20x S Fluor objective Olympus Corporation of the Americas (Center Valley, PA, United States) UPlanSApo
Borosilicate glass micropipettes Living Systems Instrumentation (Burlington, VT, United States) GCP-75-100
Calcium chloride (CaCl2) Fisher Bioreagents (Waltham, MA, United States) BP510-500
Carbon dioxide (CO2) nexAir (Memphis, TN, United States) UN3156
Dissection forceps Fine Science Tools (Foster City, CA, United States) 11254-20
EDTA (C10H16N2O8) Fisher Bioreagents (Waltham, MA, United States) BP118-500
EGTA (C14H24N2O10) Fisher Bioreagents (Waltham, MA, United States) O2783-100
Fura-2AM Invitrogen (Waltham, MA, United States) F1221
Glucose (C6H12O6) Fisher Bioreagents (Waltham, MA, United States) D16-500
Gravity-Fed Pressure regulator custom-made in the lab
Heating unit Living Systems Instrumentation (Burlington, VT, United States) TC-09S
Imaging software IonOptix (Westwood, MA, United States)
Inverted fluorescent microscope Olympus Corporation of the Americas (Center Valley, PA, United States) IX73
Ionomycin Invitrogen (Waltham, MA, United States) I24222
IonOptix Cell Framing Adaptor IonOptix (Westwood, MA, United States) 665 DXR
Isoflurane Piramal Critical Care (Telangana, India) NDC 66794-017-10
Isolated vessel perfusion chamber Living Systems Instrumentation (Burlington, VT, United States) CH-1
Knot preparation forceps Fine Science Tools (Foster City, CA, United States) 11253-20
LED light source Olympus Corporation of the Americas (Center Valley, PA, United States) TL4
Magnesium sulfate (MgSO4) Acros Organics (New Jersey, NJ, Unites States) 213115000
MyoCam-S3 Fast CMOS video system IonOptix (Westwood, MA, United States) MCS300
Nifedipine Sigma (St. Louis, MO, United States) N7634
Ophthalmic sutures
Oxygen (O2) nexAir (Memphis, TN, United States) UN1072
Pluronic acid Sigma (St. Louis, MO, United States) P2443
Potassium chloride (KCl) Fisher Bioreagents (Waltham, MA, United States BP366-500
Pressure monitor system Living Systems Instrumentation (Burlington, VT, United States) PM-4
Pressure Transducer Living Systems Instrumentation (Burlington, VT, United States) PT-F
Silicone-lined petri-dish custom-made in the lab
Sodium bicarbonate (NaHCO3) Fisher Bioreagents (Waltham, MA, United States BP328-500
Sodium chloride (NaCl) Fisher Bioreagents (Waltham, MA, United States BP358-212
Sodium phosphate (NaH2PO4) Fisher Bioreagents (Waltham, MA, United States BP329-500
Sprague-Dawley rats Envigo RMS (Indianapolis, IN, USA) Male 9-13 weeks old
Stereomicroscope Leica Microsystems (Wetzlar, Germany) S9D
Vannas spring scissors Fine Science Tools (Foster City, CA, United States) 15000-03

References

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Cite This Article
Pal, S., Bagchi, A. K., Stolarz, A. J. Real-time Evaluation of Absolute, Cytosolic, Free Ca2+ and Corresponding Contractility in Isolated, Pressurized Lymph Vessels. J. Vis. Exp. (205), e66535, doi:10.3791/66535 (2024).

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