Summary

Tragbarer papierbasierter Immunoassay kombiniert mit Smartphone-Anwendung für den kolorimetrischen und quantitativen Nachweis des Dengue-NS1-Antigens

Published: January 26, 2024
doi:

Summary

Um dringende diagnostische Anforderungen an Dengue zu erfüllen, stellen wir hier ein in die Smartphone-App integriertes Dengue NS1 Paper-based Analytical Device (DEN-NS1-PAD) zur Quantifizierung der Dengue NS1-Antigenkonzentration in klinischen Serum-/Blutproben vor. Diese Innovation verbessert das Dengue-Management, indem sie die klinische Entscheidungsfindung in verschiedenen Gesundheitseinrichtungen unterstützt, auch in ressourcenbegrenzten.

Abstract

Die Infektion mit dem Dengue-Virus (DENV), die von Aedes-Mücken übertragen wird, ist ein großes Problem für die öffentliche Gesundheit in tropischen und subtropischen Ländern. Bei einer jährlichen Inzidenz von etwa 10 Millionen Fällen und 20.000 bis 25.000 Todesfällen, insbesondere bei Kindern, besteht ein dringender Bedarf an praktischen Diagnoseinstrumenten. Das Vorhandensein von Dengue-Nichtstrukturprotein 1 (NS1) während einer frühen Infektion wurde mit der Freisetzung von Zytokinen, vaskulärer Leckage und endothelialer Dysfunktion in Verbindung gebracht, was es zu einem potenziellen Marker für schweres Dengue-Fieber macht.

Papierbasierte Immunoassays wie Lateral-Flow-Assays (LFAs) und mikrofluidische papierbasierte Analysegeräte (PADs) haben aufgrund ihrer Einfachheit, Schnelligkeit, Kosten, Spezifität und Leichtigkeit der Interpretation als diagnostische Tests an Popularität gewonnen. Herkömmliche papierbasierte Immunoassays für den Dengue-NS1-Nachweis beruhen jedoch in der Regel auf einer visuellen Inspektion und liefern nur qualitative Ergebnisse. Um diese Einschränkung zu beheben und die Empfindlichkeit zu erhöhen, schlugen wir einen hochgradig tragbaren NS1-Dengue-Nachweis-Assay auf einem papierbasierten Analysegerät (PAD) vor, nämlich DEN-NS1-PAD, das eine Smartphone-Anwendung als kolorimetrisches und quantitatives Lesegerät integriert. Das Entwicklungssystem ermöglicht die direkte Quantifizierung von NS1-Konzentrationen in klinischen Proben.

Serum- und Blutproben von Patienten wurden verwendet, um die Leistung des Systemprototyps zu demonstrieren. Die Ergebnisse wurden sofort erhalten und können für die klinische Bewertung verwendet werden, sowohl in gut ausgestatteten Gesundheitseinrichtungen als auch in ressourcenbegrenzten Umgebungen. Diese innovative Kombination aus einem papierbasierten Immunoassay mit einer Smartphone-Anwendung bietet einen vielversprechenden Ansatz für den verbesserten Nachweis und die Quantifizierung des Dengue-NS1-Antigens. Durch die Erhöhung der Empfindlichkeit über die Möglichkeiten des bloßen Auges hinaus birgt dieses System ein großes Potenzial für die Verbesserung der klinischen Entscheidungsfindung bei der Dengue-Behandlung, insbesondere in abgelegenen oder unterversorgten Gebieten.

Introduction

Die Infektion mit dem Dengue-Virus (DENV) ist die sich am schnellsten ausbreitende durch Mücken übertragene Krankheit1, und mehr als 390 Millionen Menschen sind mit 96 Millionen symptomatischen Infektionen infiziert, 2 Millionen Fälle schwerer Erkrankungen und mehr als 25.000 Todesfälle pro Jahr treten weltweit auf 1,2. Nach Angaben der Weltgesundheitsorganisation (WHO) sind schätzungsweise 3,9 Milliarden Menschen von Dengue bedroht; ~70% leben in den Ländern des asiatisch-pazifischen Raums und hauptsächlich in Südostasien3. Im Jahr 2019 betrug die Zahl der der WHO gemeldeten Dengue-Fälle 4,2 Millionen, und Thailand trug mindestens 136.000 Dengue-Fälle und 144 Todesfälle durch Dengue-Infektionbei 4. Der Dengue-Ausbruch in Thailand tritt während der Regenzeit von April bis Dezember sowohl in städtischen als auch in ländlichen Gebieten auf, insbesondere im Nordosten.

DENV-Infektionen haben unterschiedliche klinische Manifestationen, die von subklinischen Symptomen, leichtem Dengue-Fieber (DF) bis hin zu schwerem hämorrhagischem Dengue-Fieber (DHF) reichen. Das Hauptmerkmal einer schweren DHF-Erkrankung ist eine erhöhte Gefäßpermeabilität, gefolgt von Schock und Organfunktionsstörungen1. Das Verständnis des molekularen Signalwegs, der das Gefäßleck verursachen kann, ist sehr wichtig für die Entwicklung wirksamer Dengue-Behandlungen. Dengue-Nichtstrukturprotein 1 (NS1) ist ein sezerniertes Glykoprotein während einer frühen Virusinfektion 5,6 und fungiert als Cofaktor für die virale RNA-Replikation7. NS1 kann die Freisetzung von Zytokinen auslösen und zum Gefäßleck beitragen, indem es an den Toll-like-Rezeptor 4 (TLR4) und die endotheliale Glykokalyxbindet 8,9. In-vitro-Forschungen haben gezeigt, dass NS1 mit Endothelzellen interagiert und Apoptose induziert. Dieser Zustand kann zu endothelialer Dysfunktion und Gefäßleckbeitragen 10. Die NS1-Antigenspiegel, korreliert mit den Serum-Interleukin (IL)-10-Spiegeln, waren bei Patienten mit schwerer klinischer Erkrankung signifikant erhöht11. Dengue NS1 trägt auch zur Krankheitspathogenese bei, indem es IL-10 induziert und DENV-spezifische T-Zell-Antworten unterdrückt12,13. Darüber hinaus war das Dengue-NS1-Protein mit einer schweren klinischen Erkrankung verbunden, und die Konzentration von NS1 > 600 ng ml-1 in den ersten 3 Tagen der Krankheit war mit der Entwicklung von DHF14 verbunden.

Die Persistenz des Dengue-NS1-Antigens bei Patienten mit DHF könnte als Marker für schweres Dengue-6 verwendetwerden. Es gibt mehrere Methoden zum Nachweis von NS1 in klinischen Proben, wie z. B. den Enzyme-linked Immunosorbent Assay (ELISA) und den Schnelltest15. Der Goldstandard für die Messung der Konzentration von NS1-Proteinen im klinischen Umfeld ist die ELISA-Methode. Die ELISA-Methode ist jedoch teuer und erfordert qualifiziertes Personal und Laboreinrichtungen16. Daher ist die Entwicklung der Technologie zum Nachweis und zur Quantifizierung von NS1-Proteinen im Point-of-Care-Test (POCT) noch nicht abgeschlossen. In den letzten zehn Jahren sind papierbasierte Immunoassays wie Lateral-Flow-Assays (LFAs) und mikrofluidische papierbasierte Analysegeräte (μPADs) aufgrund ihrer Einfachheit, Schnelligkeit, Kosteneffizienz und Spezifität als diagnostische Tests beliebt geworden 17,18,19. In einem papierbasierten Immunoassay wurden mehrere Markierungen verwendet, um Signale zu erzeugen, wie z. B. Goldnanopartikel (AuNPs)20, magnetische Nanopartikel21,22, Quantenpunkte23 und Fluoreszenzmaterialien24,25. AuNPs sind die am häufigsten verwendeten Etiketten in papierbasierten Immunoassays aufgrund ihrer kostengünstigen Produktionskosten, einfachen Herstellung, Stabilität und einfachen Ablesung. Derzeit werden Lateral-Flow-Assays (LFAs) für Dengue NS1 bekanntermaßen im klinischen Umfeld eingesetzt26,27. Bei der herkömmlichen LFA-Markierungserkennung wird jedoch häufig mit bloßem Auge gearbeitet und nur qualitative Ergebnisse geliefert.

In den letzten zehn Jahren wurden weltweit mehr als 5 Milliarden Smartphones eingesetzt, und es besteht Potenzial für die Entwicklung einer tragbaren Erkennung 28,29. Smartphones verfügen über multifunktionale Fähigkeiten wie eingebaute physische Sensoren, Multi-Core-Prozessoren, Digitalkameras, USB-Anschlüsse, Audioanschlüsse, WLAN und Anwendungssoftware, wodurch sie für den Einsatz in verschiedenen Biosensorplattformen geeignetsind 30. Darüber hinaus ermöglichen drahtlose Technologien einen schnellen Datenversand und können für die Echtzeit- und Vor-Ort-Überwachung verwendet werden31. Mudanyali et al. kombinierten den papierbasierten Immunoassay und Smartphones, um eine tragbare, gerätelose, schnelle, kostengünstige und benutzerfreundliche POCT-Plattform für Malaria, Tuberkulose und HIV32 zu entwickeln. Ling et al. berichteten über einen Lateral-Flow-Assay in Kombination mit einer Smartphone-Kamera, um die alkalische Phosphatase-Aktivität in Milch quantitativ nachzuweisen33. Hou et al. entwickelten auch ein Smartphone-basiertes, dual-modales Bildgebungssystem für quantitative Signale von Farbe oder Fluoreszenz im Lateral-Flow-Assay34. Darüber hinaus kann die Verwendung des Smartphones als kolorimetrisches und quantitatives Lesegerät die Empfindlichkeit verbessern, während das bloße Auge das Vorhandensein des Ziels35 nicht sicher melden kann.

Das DEN-NS1-PAD36,37,38 (im Folgenden als Gerät bezeichnet) stellt einen Durchbruch in der Dengue-Diagnostik dar und bietet eine tragbare und effiziente Lösung. Mit Hilfe von wachsgedruckter mikrofluidischer papierbasierter Technologie quantifiziert dieses Gerät NS1 mit hoher Empfindlichkeit und Spezifität durch Bildverarbeitung. Um den Nutzen weiter zu erhöhen, haben wir eine benutzerfreundliche Smartphone-App für die kolorimetrische und quantitative Ablesung entwickelt. Die klinische Validierung anhand von Patientenproben aus thailändischen Krankenhäusern unterstreicht die unmittelbare Wirkung auf die Echtzeit-Patientenbeurteilung. Unsere Innovation markiert einen entscheidenden Fortschritt im optimierten Point-of-Care-Dengue-Management und verspricht, die Diagnostik in ressourcenbegrenzten Gesundheitslandschaften zu revolutionieren.

Protocol

Die Ethikkommission des Institutional Review Board, Royal Thai Army Medical Department, Phramongkutklao Hospital, Bangkok, Thailand (IRBRTA 1218/2562) erteilte die Genehmigung. Bei der Durchführung dieser Studie haben wir alle notwendigen ethischen Vorschriften eingehalten. 1. Geräteherstellung des papierbasierten Immunoassays HINWEIS: Das papierbasierte Immunoassay-Gerät wurde nach zuvor etablierten Methoden36,37…

Representative Results

Die Auswahl einer Herstellungsmethode ist entscheidend, um reproduzierbare Assay-Leistungen in papierbasierten Immunoassay-Geräten zu gewährleisten. In unserer Studie haben wir verschiedene Herstellungsverfahren und Materialien im Rahmen der Demonstration eines papierbasierten Immunoassays untersucht. Unsere gewählte Methode verwendet ein Wachsdrucksystem, um hydrophobe Barrieren in papierbasierten mikrofluidischen Geräten zu erzeugen. Dieser Ansatz zeichnet sich durch seine Einfachheit, Geschwindigkeit und konsisten…

Discussion

Einer der wichtigsten Designparameter für ein Smartphone-basiertes Lesesystem ist die Fähigkeit, eine reproduzierbare bildgebende Verarbeitung von Proben zu ermöglichen. In dieser Studie wurden die Bilder der Einfachheit und Bequemlichkeit halber von drei verschiedenen Smartphone-Marken mit 12-13-MP-Kameras aufgenommen, ohne eine Bildbox oder Zubehör zu verwenden. Variable Bedingungen der Bildaufnahme, wie z. B. die Auflösung der Kamera, die Bildaufnahmezeit, die Lichtverhältnisse und die Umgebung, können die Farb…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

M.H.P. dankt dem Stipendienforschungsfonds der Universitas Islam Indonesia (UII). Die Autoren danken Herrn Nutchanon Ninyawee für sein wertvolles Fachwissen und seine Unterstützung während der Entwicklung der mobilen Anwendung und seine Beiträge zum Manuskript. Darüber hinaus würdigen die Autorinnen und Autoren die finanzielle Unterstützung durch Thailand Science Research and Innovation (TSRI), Basic Research Fund: Fiscal year 2023 (Projekt-Nr. FRB660073/0164) im Rahmen des Programms Smart Healthcare der King Mongkut’s University of Technology Thonburi.

Materials

Materials
0.1 M phosphate-buffered saline (PBS, pH 7.2) 
BBS containing 0.1% Tween 20, 10% sucrose, and 1% casein   the conjugate area treatment and blocking buffer
Borate buffered saline (BBS) (25 mM sodium borate and 150 mM sodium chloride at pH 8.2) supplemented with 1% BSA  the washing buffer during the conjugation process AuNPs with the antibody
Boric acid Merck 10043-35-3
Bovine serum albumin fraction V (BSA)   PAA Lab GmbH (Germany) K41-001 
Casein Merck 9005-46-3
Chromatography paper Grade 2  GE Healthcare 3002-911 
Clear laminate film 3M (Stationery shops)
Disodium hydrogen phosphate Merck 7558-79-4
Double tape side Stationery shops
Goat anti-mouse IgG antibody  MyBiosource (USA) MBS435013
Gold nanoparticles (40 nm)   Serve Science Co., Ltd. (Thailand)
Human IgG polyclonal antibody   Merck AG711-M
Mouse dengue NS1 monoclonal antibody  MyBiosource (USA) MBS834415
Mouse dengue NS1 monoclonal antibody  MyBiosource (USA) MBS834236
NS1 serotype 2 antigens MyBiosource (USA) MBS 568697
PBS 1X containing 0.1% Tween 20 was used as t elution buffer
Plastic backing card 10×30 cm Pacific Biotech Co., Ltd. (Thailand)
Poly-L-lysine (PLL) Sigma Aldrich P4832
Potassium Chloride Merck 104936
Potassium monophosphate Merck 104877
Sodium Chloride Merck 7647-14-5
Sodium tetraborate  Sigma Aldrich 1303-96-4
Sucrose Merck 57-50-1
Tween 20 Sigma Aldrich 9005-64-5
Instruments
CytationTM 5 multimode reader BioTek
Mobile phones Huawei Y7, iPhone 11, Samsung a20
Photo scanner Epson Perfection V30
Oven Memmert
Wax printer  Xerox ColorQube 8880-PS
Software
Could AutoML Vision Object Detection documentation Google Cloud
ImageJ National Institute of Health, Bethesda, MD, USA
Inkscape 0.91 Software

References

  1. Cattarino, L., Rodriguez-Barraquer, I., Imai, N., Cummings, D. A. T., Ferguson, N. M. Mapping global variation in dengue transmission intensity. Science Translational Medicine. 12 (528), 1-11 (2020).
  2. World Health Organization (WHO). . Treatment, prevention and control global strategy for dengue prevention and control. , 1-34 (2012).
  3. . WHO Dengue and severe dengue Available from: https://www.who.int/news-room/fact-sheets/detail/dengue-and-severe-dengue (2020)
  4. Department of Disease Control Ministry of Health Thailand. . Weekly Disease Forecast Dengue. , (2020).
  5. Malavige, G. N., Ogg, G. S. Pathogenesis of vascular leak in dengue virus infection. Immunology. 151 (3), 261-269 (2017).
  6. Paranavitane, S. A., et al. Dengue NS1 antigen as a marker of severe clinical disease. BMC Infectious Diseases. 14 (1), 570 (2014).
  7. Muller, D. A., Young, P. R. The flavivirus NS1 protein: Molecular and structural biology, immunology, role in pathogenesis and application as a diagnostic biomarker. Antiviral Research. 98 (2), 192-208 (2013).
  8. Modhiran, N., et al. Dengue virus NS1 protein activates cells via Toll-like receptor 4 and disrupts endothelial cell monolayer integrity. Science Translational Medicine. 7 (304), 304ra102 (2015).
  9. Glasner, D. R., et al. Dengue virus NS1 cytokine-independent vascular leak is dependent on endothelial glycocalyx components. PLOS Pathogens. 13 (11), e1006673 (2017).
  10. Lin, C. -. F., et al. Antibodies from dengue patient sera cross-react with endothelial cells and induce damage. Journal of Medical Virology. 69 (1), 82-90 (2003).
  11. Adikari, T. N., et al. Dengue NS1 antigen contributes to disease severity by inducing interleukin (IL)-10 by monocytes. Clinical and Experimental Immunology. 184 (1), 90-100 (2016).
  12. Malavige, G. N., et al. Suppression of virus specific immune responses by IL-10 in acute dengue infection. PLoS Neglected Tropical Diseases. 7 (9), e2409 (2013).
  13. Malavige, G. N., et al. Serum IL-10 as a marker of severe dengue infection. BMC Infectious Diseases. 13 (1), 341 (2013).
  14. Libraty, D. H., et al. High circulating levels of the dengue virus nonstructural protein NS1 early in dengue illness correlate with the development of dengue hemorrhagic fever. The Journal of Infectious Diseases. 186 (8), 1165-1168 (2002).
  15. World Health Organization (WHO) and the Special Programme for Research and Tropical Diseases (TDR). . Dengue: guidelines for diagnosis, treatment, prevention and control — New edition. , (2009).
  16. Axelrod, T., Eltzov, E., Marks, R. S. Capture-layer lateral flow immunoassay: a new platform validated in the detection and quantification of dengue NS1. ACS Omega. 5 (18), 10433-10440 (2020).
  17. Kim, S. -. W., Cho, I. -. H., Lim, G. -. S., Park, G. -. N., Paek, S. -. H. Biochemical-immunological hybrid biosensor based on two-dimensional chromatography for on-site sepsis diagnosis. Biosensors and Bioelectronics. 98, 7-14 (2017).
  18. Fu, Q., et al. Development of a novel dual-functional lateral-flow sensor for on-site detection of small molecule analytes. Sensors and Actuators B: Chemical. 203, 683-689 (2014).
  19. Dzantiev, B. B., Byzova, N. A., Urusov, A. E., Zherdev, A. V. Immunochromatographic methods in food analysis. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 55, 81-93 (2014).
  20. Hu, J., et al. Advances in paper-based point-of-care diagnostics. Biosensors and Bioelectronics. 54 (4), 585-597 (2014).
  21. Zhong, Y., et al. Gold nanoparticles based lateral flow immunoassay with largely amplified sensitivity for rapid melamine screening. Microchimica Acta. 183 (6), 1989-1994 (2016).
  22. Figueredo, F., Garcia, P. T., Cortón, E., Coltro, W. K. T. Enhanced analytical performance of paper microfluidic devices by using Fe 3 O 4 nanoparticles, MWCNT, and graphene oxide. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (1), 11-15 (2016).
  23. Bahadır, E. B., Sezgintürk, M. K. Lateral flow assays: Principles, designs and labels. TrAC – Trends in Analytical Chemistry. 82, 286-306 (2016).
  24. He, M., Liu, Z. Paper-based micro fluidic device with upconversion fluorescence assay. Analytical Chemistry. 85, 11691-11694 (2013).
  25. Derikvand, F., Yin, D. L. T., Barrett, R., Brumer, H. Cellulose-based biosensors for esterase detection. Analytical Chemistry. 88 (6), 2989-2993 (2016).
  26. Kumar, S., Bhushan, P., Krishna, V., Bhattacharya, S. Tapered lateral flow immunoassay-based point-of-care diagnostic device for ultrasensitive colorimetric detection of dengue NS1. Biomicrofluidics. 12 (3), 034104 (2018).
  27. Sinawang, P. D., Rai, V., Ionescu, R. E., Marks, R. S. Electrochemical lateral flow immunosensor for detection and quantification of dengue NS1 protein. Biosensors and Bioelectronics. 77, 400-408 (2016).
  28. Zhang, D., Liu, Q. Biosensors and bioelectronics on smartphone for portable biochemical detection. Biosensors and Bioelectronics. 75, 273-284 (2016).
  29. Preechaburana, P., Suska, A., Filippini, D. Biosensing with cell phones. Trends in Biotechnology. 32 (7), 351-355 (2014).
  30. Laksanasopin, T., et al. A smartphone dongle for diagnosis of infectious diseases at the point of care. Science Translational Medicine. 7 (273), 273re1 (2015).
  31. Kim, J., et al. Noninvasive alcohol monitoring using a wearable tattoo-based iontophoretic-biosensing system. ACS Sensors. 1 (8), 1011-1019 (2016).
  32. Mudanyali, O., et al. Integrated rapid-diagnostic-test reader platform on a cellphone. Lab on a Chip. 12 (15), 2678 (2012).
  33. Yu, L., Shi, Z., Fang, C., Zhang, Y., Liu, Y., Li, C. Disposable lateral flow-through strip for smartphone-camera to quantitatively detect alkaline phosphatase activity in milk. Biosensors and Bioelectronics. 69, 307-315 (2015).
  34. Hou, Y., et al. Smartphone-based dual-modality imaging system for quantitative detection of color or fluorescent lateral flow immunochromatographic strips. Nanoscale Research Letters. 12 (1), 291 (2017).
  35. You, D. J., Park, T. S., Yoon, J. -. Y. Cell-phone-based measurement of TSH using Mie scatter optimized lateral flow assays. Biosensors and Bioelectronics. 40 (1), 180-185 (2013).
  36. Prabowo, M. H., Chatchen, S., Rijiravanich, P. Dengue NS1 detection in pediatric serum using microfluidic paper-based analytical devices. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 412, 2915-2925 (2020).
  37. Prabowo, M. H., et al. Clinical evaluation of a developed paper-based Dengue NS1 rapid diagnostic test for febrile illness patients. International Journal of Infectious Diseases. 107, 271-277 (2021).
  38. Prabowo, M. H., et al. Preparation and detection method for the diagnostic device of dengue NS1 detection in serum, cell medium, and buffer. Thai Patent. , (2019).
  39. Kong, T., et al. Accessory-free quantitative smartphone imaging of colorimetric paper-based assays. Lab on a Chip. 19 (11), 1991-1999 (2019).
  40. Jung, Y., Heo, Y., Lee, J. J., Deering, A., Bae, E. Smartphone-based lateral flow imaging system for detection of food-borne bacteria E. coli O157:H7. Journal of Microbiological Methods. 168, 105800 (2020).
  41. Chen, G., et al. Improved analytical performance of smartphone-based colorimetric analysis by using a power-free imaging box. Sensors and Actuators B: Chemical. 281, 253-261 (2019).
  42. Kim, H., et al. Smartphone-based low light detection for bioluminescence application. Scientific Reports. 7 (1), 40203 (2017).
  43. Kim, H., Awofeso, O., Choi, S., Jung, Y., Bae, E. Colorimetric analysis of saliva-alcohol test strips by smartphone-based instruments using machine-learning algorithms. Applied Optics. 56 (1), 84 (2017).
  44. Qin, Q., et al. Algorithms for immunochromatographic assay: review and impact on future application. The Analyst. 144 (19), 5659-5676 (2019).
  45. Yan, W., et al. Machine learning approach to enhance the performance of MNP-labeled lateral flow immunoassay. Nano-Micro Letters. 11 (1), 7 (2019).
  46. Srisa-Art, M., Boehle, K. E., Geiss, B. J., Henry, C. S. Highly sensitive detection of Salmonella typhimurium using a colorimetric paper-based analytical device coupled with immunomagnetic separation. Analytical Chemistry. 90 (1), 1035-1043 (2018).
  47. Santiago, G. A., et al. Performance of the Trioplex real-time RT-PCR assay for detection of Zika, dengue, and chikungunya viruses. Nature Communications. 9 (1), 1391 (2018).
  48. Lanciotti, R. S., Calisher, C. H., Gubler, D. J., Chang, G. J., Vorndam, A. V. Rapid detection and typing of dengue viruses from clinical samples by using reverse transcriptase-polymerase chain reaction. Journal of Clinical Microbiology. 30 (3), 545-551 (1992).
  49. Yang, X., et al. Design and development of polysaccharide hemostatic materials and their hemostatic mechanism. Biomaterials Science. 5 (12), 2357-2368 (2017).
  50. Li, H., Han, D., Pauletti, G. M., Steckl, A. J. Blood coagulation screening using a paper-based microfluidic lateral flow device. Lab Chip. 14 (20), 4035-4041 (2014).
  51. Nilghaz, A., Shen, W. Low-cost blood plasma separation method using salt functionalized paper. RSC Advances. 5 (66), 53172-53179 (2015).
  52. Ataullakhanov, F. I., Pohilko, A. V., Sinauridze, E. I., Volkova, R. I. Calcium threshold in human plasma clotting kinetics. Thrombosis Research. 75 (4), 383-394 (1994).
  53. Pamies, R., et al. Aggregation behaviour of gold nanoparticles in saline aqueous media. Journal of Nanoparticle Research. 16 (4), 2376 (2014).
  54. Christau, S., Moeller, T., Genzer, J., Koehler, R., Von Klitzing, R. Salt-induced aggregation of negatively charged gold nanoparticles confined in a polymer brush matrix. Macromolecules. 50 (18), 7333-7343 (2017).
  55. Abe, K., Kotera, K., Suzuki, K., Citterio, D. Inkjet-printed paperfluidic immuno-chemical sensing device. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 398 (2), 885-893 (2010).
  56. Sameenoi, Y., Nongkai, P. N., Nouanthavong, S., Henry, C. S., Nacapricha, D. One-step polymer screen-printing for microfluidic paper-based analytical device (µPAD) fabrication. The Analyst. 139 (24), 6580-6588 (2014).
  57. Mora, M. F., et al. Patterning and modeling three-dimensional microfluidic devices fabricated on a single sheet of paper. Analytical Chemistry. 91 (13), 8298-8303 (2019).
  58. Ng, J. S., Hashimoto, M. Fabrication of paper microfluidic devices using a toner laser printer. RSC Advances. 10 (50), 29797-29807 (2020).
  59. Pal, S., et al. Multicountry prospective clinical evaluation of two enzyme-linked immunosorbent assays and two rapid diagnostic tests for diagnosing dengue fever. Journal of Clinical Microbiology. 53 (4), 1092-1102 (2015).

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Prabowo, M. H., Chalermwatanachai, T., Surareungchai, W., Rijiravanich, P. Portable Paper-Based Immunoassay Combined with Smartphone Application for Colorimetric and Quantitative Detection of Dengue NS1 Antigen. J. Vis. Exp. (203), e66130, doi:10.3791/66130 (2024).

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