Summary

Bestemmelse af in vitro - og cellulær tændingskinetik til fluorogene RNA-aptamerer

Published: August 09, 2022
doi:

Summary

Protokollen præsenterer to metoder til bestemmelse af kinetikken af de fluorogene RNA-aptamerer Spinat2 og Broccoli. Den første metode beskriver, hvordan man måler fluorogen aptamerkinetik in vitro med en pladelæser, mens den anden metode beskriver målingen af fluorogen aptamerkinetik i celler ved flowcytometri.

Abstract

Fluorogene RNA-aptamerer er blevet anvendt i levende celler til at mærke og visualisere RNA’er, rapportere om genekspression og aktivere fluorescerende biosensorer, der detekterer niveauer af metabolitter og signalmolekyler. For at studere dynamiske ændringer i hvert af disse systemer er det ønskeligt at opnå realtidsmålinger, men målingernes nøjagtighed afhænger af, at kinetikken af den fluorogene reaktion er hurtigere end prøveudtagningsfrekvensen. Her beskriver vi metoder til at bestemme in vitro– og cellulær tændskinetik for fluorogene RNA-aptamerer ved hjælp af en pladelæser udstyret med henholdsvis en prøveinjektor og et flowcytometer. Vi viser, at in vitro-kinetikken for fluorescensaktiveringen af spinat2- og broccoli-aptamererne kan modelleres som tofasede associeringsreaktioner og har forskellige hurtige fasehastighedskonstanter på henholdsvis 0,56 s-1 og 0,35 s-1. Derudover viser vi, at den cellulære kinetik for fluorescensaktiveringen af spinat2 i Escherichia coli, som yderligere er begrænset af farvestofdiffusion i de gramnegative bakterier, stadig er tilstrækkelig hurtig til at muliggøre nøjagtig prøveudtagningsfrekvens på minutskalaen. Disse metoder til analyse af fluorescensaktiveringskinetik kan anvendes på andre fluorogene RNA-aptamerer, der er udviklet.

Introduction

Fluorogene reaktioner er kemiske reaktioner, der genererer et fluorescenssignal. Fluorogene RNA-aptamerer udfører typisk denne funktion ved at binde et lille molekylefarvestof for at forbedre dets fluorescenskvanteudbytte (figur 1A)1. Forskellige fluorogene RNA-aptamersystemer er udviklet og består af specifikke RNA-aptamersekvenser og de tilsvarende farvestofligander1. Fluorogene RNA-aptamerer er blevet tilføjet til RNA-transkripter som fluorescerende tags, der muliggør levende cellebilleddannelse af mRNA’er og ikke-kodende RNA’er 2,3,4. De er også blevet placeret efter promotorsekvenser som fluorescerende reportere af genekspression, svarende til brugen af grønt fluorescerende protein (GFP) som reporter, bortset fra at rapporteringsfunktionen er på RNA-niveau 5,6. Endelig er fluorogene RNA-aptamerer blevet inkorporeret i RNA-baserede fluorescerende biosensorer, som er designet til at udløse den fluorogene reaktion på et specifikt lille molekyle. RNA-baserede fluorescerende biosensorer er udviklet til levende cellebilleddannelse af forskellige ikke-fluorescerende metabolitter og signalmolekyler 7,8,9,10,11.

Der er stigende interesse for udviklingen af fluorogene RNA-aptamerer til at visualisere dynamiske ændringer i RNA-lokalisering, genekspression og små molekylesignaler. For hver af disse anvendelser er det ønskeligt at opnå realtidsmålinger, men målingernes nøjagtighed afhænger af, at kinetikken af den fluorogene reaktion er hurtigere end prøveudtagningsfrekvensen. Her beskriver vi metoder til at bestemme in vitro-kinetikken for fluorogene RNA-aptamerer Spinat2 12 og Broccoli13 ved hjælp af en pladelæser udstyret med en prøveinjektor og til at bestemme den cellulære tændingskinetik forspinat2 udtrykt i Escherichia coli ved hjælp af et flowcytometer. Disse to RNA-aptamerer blev valgt, fordi de er blevet anvendt til at studere RNA-lokalisering 2,3,4, de er blevet brugt i journalister 5,6 og biosensorer 7,8,9,10,11, og de tilsvarende farvestofligander (DFHBI eller DFHBI-1T) er kommercielt tilgængelige. Et resumé af deres in vitro-egenskaber bestemt i litteraturen findes i tabel 1 4,13,14, som dannede grundlag for protokoludviklingen (f.eks. de anvendte bølgelængder og farvestofkoncentrationer). Disse resultater viser, at de fluorogene reaktioner, der påvirkes af RNA-aptamerer, er hurtige og ikke bør hindre nøjagtige målinger for de ønskede cellebiologiske anvendelser.

Protocol

1. In vitro kinetik eksperiment Udarbejdelse af DNA-skabeloner ved PCRKonfigurer PCR-reaktion(er): For at forberede PCR-reaktioner skal du kombinere følgende reagenser i et tyndvægget PCR-rør:33 μL dobbeltdestilleret vand (ddH2O)10 μL 5x buffer til hi-fi-DNA-polymerase5 μL 2 mM pr. deoxyribonukleosidtrifosfat (dNTP)0,5 μL 40 μM fremadgående primer0,5 μL 40 μM omvendt primer0,5 μL (10-100 ng) DNA-skabelon (kun til spinat2 PCR; Brocc…

Representative Results

In vitro kinetikSekvenserne af DNA-skabeloner og primere, der købes som syntetiske oligonukleotider, er vist i tabel 2, og reagensopskrifterne er vist i supplerende fil 1. PCR-amplifikation bruges til at opskalere mængden af DNA-skabelon med T7-promotoren, hvilket er nødvendigt for den efterfølgende in vitro-transkription (IVT) reaktion. Derudover kan PCR-amplifikation bruges til to formål i samme reaktion: at generere Broccoli…

Discussion

For in vitro-kinetikeksperimentet kan den samme generelle protokol modificeres til at måle in vitro-kinetikken af en RNA-baseret fluorescerende biosensor, der indeholder både et ligandbindende og fluorophorebindende domæne8. I dette tilfælde skal RNA’et inkuberes med fluoroforen inden målinger ved injektion af liganden for at opnå ligandresponskinetik. Hvis der observeres høj variabilitet mellem replikaterne, kan man fejlfinde ved at kontrollere, at hver prøve får lov t…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbejde blev støttet af følgende tilskud til MCH: NSF-BSF 1815508 og NIH R01 GM124589. MRM blev delvist støttet af uddannelsestilskud NIH T32 GM122740.

Materials

Agarose Thermo Fischer Scientific BP160500
Agarose gel electrophoresis equipment Thermo Fischer Scientific B1A-BP
Alpha D-(+)-lactose monohydrate Thermo Fischer Scientific 18-600-440
Amber 1.5 mL microcentrifuge tubes Thermo Fischer Scientific 22431021
Ammonium persulfate (APS) Sigma-Aldrich A3678
Ammonium sulfate ((NH4)2SO4) Sigma-Aldrich A4418
Attune NxT Flow cytometer Thermo Fischer Scientific A24861
Attune 1x Focusing Fluid Thermo Fischer Scientific A24904
Attune Shutdown Solution Thermo Fischer Scientific A24975
Attune Performance Tracking Beads Thermo Fischer Scientific 4449754
Attune Wash Solution Thermo Fischer Scientific  J24974
Boric acid Sigma-Aldrich B6768
Bromophenol blue Sigma-Aldrich B0126
Carbenicillin disodium salt Sigma-Aldrich C3416
Chlorine Bleach Amazon B07J6FJR8D
Corning Costar 96-well plate Daigger Scientific EF86610A
Culture Tubes, 12 mm x 75 mm, 5 mL with attached dual position cap Globe Scientific 05-402-31
DFHBI Sigma-Aldrich SML1627
DFHBI-1T Sigma-Aldrich SML2697
D-Glucose (anhydrous) Acros Organics AC410955000
Dimethyl sulfoxide (DMSO) Sigma-Aldrich D8418
Dithiothreitol (DTT) Sigma-Aldrich DTT-RO
DNA loading dye New England Biolabs B7025S
DNA LoBind Tubes (2.0 mL) Eppendorf 22431048
dNTPs: dATP, dCTP, dGTP, dTTP New England Biolabs N0446S
EDTA, pH 8.0 Gibco, Life Technologies AM9260G
Ethanol (EtOH) Sigma-Aldrich E7023
Filter-tip micropipettor tips Thermo Fischer Scientific AM12635, AM12648, AM12655, AM12665
FlowJo Software BD Biosciences N/A FlowJo v10 Software
Fluorescent plate reader with heating control VWR 10014-924
Gel electrophoresis power supply Thermo Fischer Scientific EC3000XL2
Glycerol Sigma-Aldrich G5516
Glycogen AM95010 Thermo Fischer Scientific AM95010
GraphPad Prism Dotmatics N/A Analysis software from Academic Group License 
Heat block  Thomas Scientific 1159Z11
HEPES Sigma-Aldrich H-4034
Inorganic pyrophosphatase Sigma-Aldrich I1643-500UN
Low Molecular Weight DNA Ladder New England Biolabs N3233L Supplied with free vial of Gel Loading Dye, Purple (6x), no SDS (NEB #B7025).
Magnesium chloride hexahydrate (MgCl2) Sigma-Aldrich M2670
Magnesium sulfate (MgSO4) Fisher Scientific MFCD00011110
Microcentrifuge tubes (1.5 mL) Eppendorf 22363204
Microcentrifuge with temperature control Marshall Scientific EP-5415R
Micropipettors Gilson FA10001M, FA10003M, FA10005M, FA10006M
Micropipettor tips Sigma-Aldrich Z369004, AXYT200CR, AXYT1000CR
Millipore water filter with BioPak unit Sigma-Aldrich CDUFBI001, ZRQSVR3WW
Narrow micropipettor pipette tips DOT Scientific RN005R-LRS
PBS, 10x Thermo Fischer Scientific BP39920
PCR clean-up kit Qiagen 28181
PCR primers and templates Integrated DNA technologies
PCR thermocycler for thin-walled PCR tubes Bio-Rad 1851148
PCR thermocycler for 0.5 mL tubes Techne 5PRIME/C
pET31b-T7-Spinach2 Plasmid Addgene Plasmid #79783
Phusion High-Fidelity DNA polymerase  New England Biolabs M0530L Purchase of Phusion High-Fideldity Enzyme is supplied with 5x Phusion HF Buffer, 5x Phusion GC Buffer, and MgCl2 and DMSO solutions.
Polyacrylamide gel electrophoresis gel comb, C.B.S. Scientific C.B.S. Scientific VGC-1508
Polyacrylamide gel electrophoresis equipment C.B.S. Scientific ASG-250
Potassium chloride (KCl) Sigma-Aldrich P9333
Potassium phosphate monobasic Sigma-Aldrich P5655
Razor blades Genesee Scientific 38-101
rNTPs: ATP, CTP, GTP, UTP New England Biolabs N0450L
SDS Sigma-Aldrich L3771
Short wave UV light source Thermo Fischer Scientific 11758221
Sodium carbonate (Na2CO3) Sigma-Aldrich S7795
Sodium chloride (NaCl) Sigma-Aldrich S7653
Sodium hydroxide (NaOH) Sigma-Aldrich S8045
Sodium phosphate dibasic, anhydrous Thermo Fischer Scientific S375-500
SoftMax Pro Molecular Devices N/A SoftMax Pro 6.5.1 (platereader software) obtained through Academic Group License
Sterile filter units Thermo Fischer Scientific 09-741-88
Sucrose Sigma-Aldrich S0389
SYBR Safe DNA gel stain Thermo Fischer Scientific S33102
TAE buffer for agarose gel electrophoresis Thermo Fischer Scientific AM9869
Tetramethylethylenediamine (TEMED) Sigma-Aldrich T9281
Tris base Sigma-Aldrich TRIS-RO
Tryptone (granulated) Thermo Fischer Scientific M0251S
T7 RNA polymerase New England Biolabs M0251S
Urea-PAGE Gel system  National Diagnostics EC-833
UV fluorescent TLC plate Sigma-Aldrich 1.05789.0001
UV/Vis spectrophotometer Thermo Fischer Scientific ND-8000-GL
Vortex mixer Thermo Fischer Scientific 2215415
Xylene cyanol Sigma-Aldrich X4126
Yeast Extract (Granulated) Thermo Fischer Scientific BP9727-2

References

  1. Su, Y., Hammond, M. C. RNA-based fluorescent biosensors for live cell imaging of small molecules and RNAs. Current Opinion in Biotechnology. 63, 157-166 (2020).
  2. Zhang, J., et al. Tandem spinach array for mRNA Imaging in living bacterial cells. Scientific Reports. 5, 17295 (2015).
  3. Wang, Z., et al. In spatial complementation of aptamer-mediated recognition enables live-cell imaging of native RNA transcripts in real time. Angewandte Chemie. 57 (4), 972-976 (2018).
  4. Strack, R. L., Disney, M. D., Jaffrey, S. R. A superfolding Spinach2 reveals the dynamic nature of trinucleotide repeat-containing RNA. Nature Methods. 10 (12), 1219-1224 (2013).
  5. Thavarajah, W., et al. Point-of-use detection of environmental fluoride via a cell-free riboswitch-based biosensor. ACS Synthetic Biology. 9 (1), 10-18 (2020).
  6. You, M., Litke, J. L., Jaffrey, S. R. Imaging metabolite dynamics in living cells using a Spinach-based riboswitch. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (21), 2756-2765 (2015).
  7. Kellenberger, C. A., Wilson, S. C., Sales-Lee, J., Hammond, M. C. RNA-based fluorescent biosensors for live cell imaging of second messengers cyclic di-GMP and cyclic AMP-GMP. Journal of the American Chemical Society. 135 (13), 4906-4909 (2013).
  8. Manna, S., Truong, J., Hammond, M. C. Guanidine biosensors enable comparison of cellular turn-on kinetics of riboswitch-based biosensor and reporter. ACS Synthetic Biology. 10 (3), 566-578 (2021).
  9. Bose, D., Su, Y., Marcus, A., Raulet, D. H., Hammond, M. C. An RNA-based fluorescent biosensor for high-throughput analysis of the cGAS-cGAMP-STING pathway. Cell Chemical Biology. 23 (12), 1539-1549 (2016).
  10. Wang, X. C., Wilson, S. C., Hammond, M. C. Next-generation RNA-based fluorescent biosensors enable anaerobic detection of cyclic di-GMP. Nucleic Acids Research. 44 (17), 139 (2016).
  11. Paige, J. S., Thinh, N. -. D., Wenjiao, S., Jaffrey, S. R. Fluorescence imaging of cellular metabolites with RNA. Science. 335 (6073), 1194 (2012).
  12. Paige, J. S., Wu, K. Y., Jaffrey, S. R. RNA mimics of green fluorescent protein. Science. 333 (6042), 642-646 (2011).
  13. Filonov, G. S., Moon, J. D., Svensen, N., Jaffrey, S. R. Broccoli: Rapid selection of an RNA mimic of green fluorescent protein by fluorescence-based selection and directed evolution. Journal of the American Chemical Society. 136 (46), 16299-16308 (2014).
  14. Song, W., Strack, R. L., Svensen, N., Jaffrey, S. R. Plug-and-play fluorophores extend the spectral properties of spinach. Journal of the American Chemical Society. 136 (4), 1198-1201 (2014).
  15. Sambrook, J., Fritsch, E., Maniatis, T. . Molecular Cloning: A Laboratory Manual. , (1989).
  16. Basch, H., Gadebusch, H. H. In vitro antimicrobial activity of dimethylsulfoxide. Applied Microbiology. 16 (12), 1953-1954 (1968).
  17. Kallansrud, G., Ward, B. A comparison of measured and calculated single- and double-stranded oligodeoxynucleotide extinction coefficients. Analytical Biochemistry. 236 (1), 134-138 (1996).
  18. Wilson, S. C., Cohen, D. T., Wang, X. C., Hammond, M. C. A neutral pH thermal hydrolysis method for quantification of structured RNAs. RNA. 20 (7), 1153-1160 (2014).
  19. Szatmári, D., et al. Intracellular ion concentrations and cation-dependent remodelling of bacterial MreB assemblies. Scientific Reports. 10, 12002 (2020).
  20. Boulos, L., Prévost, M., Barbeau, B., Coallier, J., Desjardins, R. LIVE/DEAD® BacLightTM: Application of a new rapid staining method for direct enumeration of viable and total bacteria in drinking water. Journal of Microbiological Methods. 37 (1), 77-86 (1999).
  21. Huang, H., et al. A G-quadruplex-containing RNA activates fluorescence in a GFP-like fluorophore. Nature Chemical Biology. 10 (8), 686-691 (2014).
  22. Jeng, S. C. Y., Chan, H. H. Y., Booy, E. P., McKenna, S. A., Unrau, P. J. Fluorophore ligand binding and complex stabilization of the RNA Mango and RNA Spinach aptamers. RNA. 22 (12), 1884-1892 (2016).
  23. Han, K. Y., Leslie, B. J., Fei, J., Zhang, J., Ha, T. Understanding the photophysics of the Spinach-DFHBI RNA aptamer-fluorogen complex to improve live-cell RNA imaging. Journal of the American Chemical Society. 135 (50), 19033-19038 (2013).
  24. Wang, P., et al. Photochemical properties of Spinach and its use in selective imaging. Chemical Science. 4 (7), 2865-2873 (2013).
  25. Dao, N. T., et al. Photophysics of DFHBI bound to RNA aptamer Baby Spinach. Scientific Reports. 11, 7356 (2021).
check_url/kr/64367?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Mumbleau, M. M., Meyer, M. R., Hammond, M. C. Determination of In Vitro and Cellular Turn-on Kinetics for Fluorogenic RNA Aptamers. J. Vis. Exp. (186), e64367, doi:10.3791/64367 (2022).

View Video