Summary

Zwei Peeling-Methoden zur Isolierung von Photorezeptor-Zellkompartimenten in der Netzhaut der Maus zur Proteinanalyse

Published: December 07, 2021
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Summary

Dieses Protokoll stellt zwei Techniken vor, um die subzellulären Kompartimente von murinen Stäbchen-Photorezeptoren für die Proteinanalyse zu isolieren. Die erste Methode verwendet lebendes Netzhaut- und Zellulosefilterpapier, um die äußeren Segmente der Stäbchen zu trennen, während die zweite Methode lyophilisierte Netzhaut und Klebeband verwendet, um die inneren und äußeren Segmentschichten der Stäbchen abzuziehen.

Abstract

Stäbchen-Photorezeptoren sind hochpolarisierte sensorische Neuronen mit unterschiedlichen Kompartimenten. Mausstäbchen sind lang (~80 μm) und dünn (~2 μm) und sind seitlich in der äußersten Schicht der Netzhaut, der Photorezeptorschicht, verpackt, was zu einer Ausrichtung analoger subzellulärer Kompartimente führt. Traditionell wurde der tangentiale Schnitt der gefrorenen, flach montierten Netzhaut verwendet, um die Bewegung und Lokalisation von Proteinen in verschiedenen Stäbchenkompartimenten zu untersuchen. Die hohe Krümmung der stäbchendominanten Mausnetzhaut macht die tangentiale Sektionierung jedoch zu einer Herausforderung. Motiviert durch die Untersuchung des Proteintransports zwischen Kompartimenten haben wir zwei Peeling-Methoden entwickelt, die das äußere Stäbchensegment (ROS) und andere subzelluläre Kompartimente für westliche Blots zuverlässig isolieren. Unsere relativ schnellen und einfachen Techniken liefern angereicherte und subzellulär-spezifische Fraktionen, um die Verteilung und Umverteilung wichtiger Photorezeptorproteine in normalen Stäbchen quantitativ zu messen. Darüber hinaus können diese Isolationstechniken auch leicht angepasst werden, um die Proteinzusammensetzung anderer Zellschichten sowohl in gesunden als auch in degenerierenden Netzhäuten zu isolieren und quantitativ zu untersuchen.

Introduction

Stäbchen-Photorezeptorzellen, dicht gepackt in der äußersten Schicht der neuronalen Netzhaut, sind ein integraler Bestandteil des Dimmlichts. Um als treue Photonenzähler zu fungieren, verwenden Stäbchen einen G-Protein-basierten Signalweg, der als Phototransduktion bezeichnet wird, um schnelle, verstärkte und reproduzierbare Reaktionen auf den Einfang einzelner Photonen zu erzeugen. Diese Reaktion auf Licht löst letztendlich eine Änderung des Stroms an der Plasmamembran aus und wird anschließend dem Rest des visuellen Systems signalisiert1. Wie der Name schon sagt, hat jede Stäbchenzelle eine ausgeprägte stäbchenartige Form und weist eine stark polarisierte zelluläre Morphologie auf, die aus einem äußeren Segment (OS), einem inneren Segment (IS), einem Zellkörper (CB) und einem synaptischen Terminal (ST) besteht. Jedes subzelluläre Kompartiment hat spezifische Proteinmaschinen (membrangebunden und löslich), biomolekulare Merkmale und Proteinkomplexe, die eine entscheidende Rolle spielen, wie visuelle Phototransduktion, allgemeine Haushaltsführung und Proteinsynthese sowie synaptische Übertragung2,3.

Vor über 30 Jahren wurde erstmals die lichtabhängige reziproke Bewegung subzellulärer Proteine, insbesondere Transducin (weg vom OS) und Arrestin (in Richtung OS), beobachtet4,5,6,7. Schon früh wurde dieses beobachtete Phänomen mit Skepsis aufgenommen, was zum Teil auf die Anfälligkeit der Immunhistochemie für die Epitopmaskierung zurückzuführen ist8. In den frühen 2000er Jahren wurde die stimulusabhängige Proteintranslokation durch die Verwendung einer rigorosen und mühsamen physikalischen Schnitttechnik bestätigt9. Serielle tangentiale Abschnitte der gefrorenen flach montierten Nagetiernetzhaut, gefolgt von Immunoblotting, zeigten, dass Transducin9,10, Arrestin11,12 und Recoverin13 alle eine subzelluläre Umverteilung als Reaktion auf Licht erfahren. Es wird angenommen, dass die lichtgetriebene Translokation dieser wichtigen Signalproteine nicht nur die Empfindlichkeit der Phototransduktionskaskade reguliert9,14,15, sondern auch neuroprotektiv gegen Lichtschäden16,17,18 sein kann. Da der lichtgetriebene Proteintransport in Stäbchen für die Biologie und Physiologie der Stäbchenzellen von großer Bedeutung zu sein scheint, sind Techniken, die die Isolierung verschiedener subzellulärer Kompartimente zur Bestimmung der Proteinverteilung ermöglichen, wertvolle Forschungsinstrumente.

Derzeit gibt es einige Methoden, die darauf abzielen, die subzellulären Kompartimente des Stäbchens zu isolieren. Diese Methoden können jedoch langwierig und schwer zu reproduzieren sein oder eine beträchtliche Menge an Netzhautisolat erfordern. ROS-Präparate (Rod Outer Segment) über Dichtegradientenzentrifugation19 werden beispielsweise häufig verwendet, um das ROS vom retinalen Homogenat zu trennen. Diese Methode wird häufig für Western Blot verwendet, aber das Verfahren ist sehr zeitaufwendig und erfordert mindestens 8-12 murine Retinae20. Auf der anderen Seite wurde die serielle tangentiale Schnittführung von gefrorenen murinen und Rattennetzhaut erfolgreich bei der Isolierung von OS, IS, CB und ST9,11,13 implementiert. Diese Methode ist jedoch technisch anspruchsvoll, da die kleine und stark gekrümmte murine Netzhaut vollständig abgeflacht werden muss, um die Netzhautschichten vor dem tangentialen Schnitt auszurichten. Da es eine Fülle von Mausmodellen und transgenen Mäusen gibt, die Krankheiten des visuellen Systems rekapitulieren, ist die Schaffung einer Technik, die zuverlässig, schnell und einfach einzelne Stäbchenkompartimente trennt, vielversprechend, um die physiologischen Prozesse aufzudecken, die in jedem spezialisierten Kompartiment auftreten, und die Mechanismen, die visuellen Prozessen in Gesundheit und Krankheit zugrunde liegen.

Um diese Untersuchungen zu erleichtern, beschreiben wir zwei Peeling-Methoden, die subzelluläre Kompartimente von Stäbchen leichter isolieren als aktuelle Protokolle. Die erste Peeling-Methode, die von einer Technik zur Freilegung fluoreszierend markierter bipolarer Zellen für die Aufzeichnung von Patch-Clampen21 angepasst wurde, verwendet Zellulosefilterpapier, um das ROS nacheinander aus einer lebenden, isolierten murinen Netzhaut zu entfernen (Abbildung 1). Die zweite Methode, angepasst an ein Verfahren, das die drei primären retinalen Zellschichten von einer Chick22- und frog23-Netzhaut isoliert, verwendet Klebeband, um das ROS und Stäbcheninnensegment (RIS) von einer lyophilisierten Netzhaut zu entfernen (Abbildung 2). Beide Verfahren können in 1 h abgeschlossen werden und sind erheblich benutzerfreundlich. Wir bieten eine Validierung der Wirksamkeit dieser beiden Trennprotokolle für Western Blot, indem wir dunkel angepasste und lichtexponierte Netzhaut von C57BL/6J-Mäusen verwenden, um die lichtinduzierte Translokation von Stäbchentransducin (GNAT1) und Arrestin (ARR1) zu demonstrieren. Darüber hinaus liefern wir mit der Tape-Peeling-Methode zusätzliche Beweise dafür, dass unsere Technik verwendet werden kann, um Inkonsistenzen zwischen Proteinlokalisierungsdaten, die durch Immunzytochemie (ICC) und westliche Blots gewonnen wurden, zu untersuchen und zu beheben. Insbesondere zeigte unsere Technik, dass: 1) die Proteinkinase C-alpha (PKCα) Isoform nicht nur in bipolaren Zellen, sondern auch in murinem ROS und RIS vorhanden ist, wenn auch in niedrigen Konzentrationen24,25, und 2) Rhodopsinkinase (GRK1) ist überwiegend in der isolierten OS-Probe vorhanden. Diese Daten zeigen die Wirksamkeit unserer beiden Peeling-Techniken zur Trennung und Quantifizierung spezifischer Stäbchen- und Netzhautproteine.

Protocol

Alle Experimente wurden gemäß den lokalen institutionellen Richtlinien des Ausschusses für Forschung Tierpflege der University of Southern California (USC) durchgeführt. 1. Lebendzell-Netzhautpeeling-Methode Zubereitung von Ames’ Puffern, Peelingpapieren und Sezierschale Schneiden Sie das Zellulosefilterpapier (Grade 413) mit stumpfer Spitze (oder einem gleichwertigen Scherentyp) in Rechtecke mit den Maßen ca. 5 mm x 2,5 mm. Lagern Sie die Stecklinge fü…

Representative Results

Die vorliegenden Strategien wurden entwickelt, um relativ schnelle und einfache Methoden zur Isolierung und Analyse von Proteinen unter spezifischen subzellulären Stäbchenkompartimenten für die Western-Blot-Analyse bereitzustellen. Wir wandten zwei sequentielle Peeling-Techniken (Abbildung 1 und Abbildung 2) an, gefolgt von Immunoblotting, um zu zeigen, dass diese Methoden zuverlässig verwendet werden können, um die bekannte Verteilung von Stäbchentransduc…

Discussion

Viele Netzhauterkrankungen betreffen Stäbchen-Photorezeptorzellen, was zum Tod des Stäbchens und letztendlich zum vollständigen Verlust des Sehvermögens führt37. Ein bedeutender Teil der genetischen und mechanistischen Ursprünge der menschlichen Netzhautdegeneration wurde im Laufe der Jahre in zahlreichen Mausmodellen erfolgreich rekapituliert. In diesem Zusammenhang würde die Fähigkeit, einzelne subzelluläre Stäbchenkompartimente einfach und selektiv von der kleinen Mausnetzhaut zu tren…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Diese Arbeit wurde von NIH Grant EY12155, EY027193 und EY027387 to JC unterstützt. Wir danken Dr. Spyridon Michalakis (Caltech, Pasadena, USA) und Natalie Chen (USC, Los Angeles, USA) für das Korrekturlesen des Manuskripts. Wir möchten uns auch bei Dr. Seth Ruffins (USC, Los Angeles, USA) und Dr. Janos Peti-Peterdi (USC, Los Angeles, USA) für die Bereitstellung der notwendigen Ausrüstung bedanken, um das vom Autor bereitgestellte Filmmaterial zu sammeln. Material aus: Kasey Rose et al, Separation of photoreceptor cell compartments in mouse retina for protein analysis, Molecular Neurodegeneration, veröffentlicht [2017], [Springer Nature].

Materials

100 mL laboratory or media bottle equipped with a tubing cap adapter N/A N/A
100% O2 tank N/A N/A
1000mL Bottle Top Filter, PES Filter Material, 0.22 μm Genesee Scientific 25-235
4X SDS Sample Buffer Millipore Sigma 70607-3
50 mL Falcon tube Fisher Scientific 14-432-22
95% O2 and 5% CO2 tank N/A N/A
Ames’ Medium with L-glutamine, without bicarbonate Sigma-Aldrich A1420
CaCl2 (99%, dihydrate) Sigma C-3881
Drierite (Anhydrous calcium sulfate, >98% CaSO4, >2% CoCl2) WA Hammond Drierite Co LTD 21005
Falcon Easy-Grip Petri Dish (polystyrene, 35 x 10 mm) Falcon-Corning 08-757-100A
Falcon Easy-Grip Tissue Culture Dish (60 x 15 mm) Falcon-Corning 08-772F
Feather Scalpel (No. 10, 40 mm) VWR 100499-578
Feather Scalpel (No. 11, 40 mm) VWT 100499-580
KCl (99%) Sigma P-4504
Kimble Kontes pellet pestle Sigma z359971
Labconco Fast-Freeze Flasks Labconco N/A
LN2 (liquid nitrogen) + Dewar flask or similar vacuum flask N/A N/A
MgCl2 Sigma M-9272
Milli-Q/de-ionized water EMD Millipore N/A
Na2HPO4 (powder) J.T. Baker 4062-01
NaCl (crystal) EMD Millipore Sx0420-3
NaHCO3 Amresco 0865
OmniPur EDTA EMD 4005
OmniPur HEPES, Free Acid EMD 5320
Parafilm M Sigma-Aldrich P7793
Reynolds Wrap Aluminum Foil Reynolds Brands N/A
Scotch Magic Tape (12.7 mm x 32.9 m) Scotch-3M N/A
Sodium deoxycholate Sigma-Aldrich D67501
Spectrafuge mini centrifuge Labnet International, Inc C1301
Tissue incubation chamber (purchased or custom made) N/A N/A
Tris-HCl J.T.Baker 4103-02
Triton X-100 Signma-Aldrich T8787
VirTis Benchtop 2K Lyophilizer or equivalent machine SP Scientific N/A
VWR Grade 413 Filer Paper (diameter 5.5 cm, pore size 5 μm) VWR 28310-015
Whatman Grade 1 Qualitative Filter Paper (diameter 9 cm, pore size 11 μm) Whatman/GE Healthcare 1001-090
Wide bore transfer pipet, Global Scientific VWR 76285-362

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Cite This Article
Rose, K., Lokappa, S., Chen, J. Two Peeling Methods for the Isolation of Photoreceptor Cell Compartments in the Mouse Retina for Protein Analysis. J. Vis. Exp. (178), e62977, doi:10.3791/62977 (2021).

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