Summary

جديدة محمولة في المختبر تعرض كاسيت لأخذ العينات الهباء الجوي

Published: February 22, 2019
doi:

Summary

نقدم هنا، وضع بروتوكول لتنفيذ التعرض الأيروسول الخلوية المحمولة وقياس الاستجابة الخلوية. يستخدم الأسلوب الخلايا، نمت في واجهة الهواء السائل، ومحاكاة في فيفو فسيولوجيا. وقد لوحظ الاستجابة الخلوية للهباء الجوي نانوحبيبات النحاس الأكسدة عن طريق توليد أنواع الأكسجين التفاعلية وسيتوتوكسيسيتي كالإصدار نازعة لاكتات.

Abstract

ويدخل هذا البروتوكول في المختبر تعرض نظام جديد، يمكن أن يجري البالية، بما في ذلك في توصيف والأداء. واجهة الهواء السائل (على) في المختبر التعرض النظم غالباً ما تكون كبيرة وضخمة، مما يجعل النقل الميدانية والعملية في المصدر الانبعاث أو داخل منطقة التنفس صعباً. عن طريق تصغير هذه النظم، يمكن أن يمثل المختبر إلى الميدان، وتعجيل وقت المعالجة وتوفير أنسب أسلوب تعرض لا يغير الأيروسول قبل الاتصال الخلايا. المحمولة في المختبر كاسيت التعرض (بيفيك) تكيف كاسيت تصفية 37 ملم للسماح للسمية في المختبر على اختبار خارج إعداد مختبر تقليدية. بيفيك تميزت باستخدام ثلاثة أحجام من جسيمات نانوية النحاس لتحديد كفاءة الترسيب استناداً إلى قياس الجاذبية وتحليل تركيز عدد الجسيمات. وأجريت التجارب الأولية سيتوتوكسيسيتي مع خلايا الرئة المعرضة لتحديد قدرة النظام على إيداع الجسيمات مع المحافظة على بقاء الخلية. بيفيك يوفر من ترسب مماثلة أو زيادة كفاءة عند مقارنة بتدفق عمودي متوفرة في المختبر أجهزة التعرض. وعلى الرغم من انخفاض الإنتاجية عينة، يعطي صغر حجم بعض المزايا للحالي في المختبر على نظم للتعرض. وتشمل هذه القدرة على أن ترتديه للرصد الشخصي، والتنقل من المختبر إلى مصدر للانبعاثات، والخيار لإنشاء أنظمة متعددة للقرار المكانية مع الحفاظ على مستخدم أقل تكلفة. بيفيك نظام قادر على جمع الهباء الجوي في الميدان وداخل منطقة التنفس على الهواء-ربطه، نموذجا في المختبر .

Introduction

شخصية أخذ العينات باستخدام تقنيات في المختبر يمكن أن توفر معلومات شاملة بشأن الآثار البيولوجية للهباء الجوي في مكان العمل. 1 التعرض للملوثات في الهواء وتشمل التعرض لهذه المادة الكيميائية ذاتها، أن عينات الهواء التي تم جمعها، تحت ظروف المغمورة حيث عرض الغاز إلى تعليق خلية، التعرض المتقطع استخدام جهاز مثل الروك، أو مباشرة التعرض في واجهة الهواء السائل (على). 2 كثير من هذه التقنيات تجري مع الخلايا التي نمت في تعليق أو جمع العينات قبل التعرض، كل منها يمكن أن تؤثر على الدراسة السمية نظراً للتغيرات المحتملة في الأيروسول. 3 تجنب هذه التغييرات، المختبر يمكن نقله إلى الحقل باستخدام عدة في المختبر على الثقافة تعرض النظم المستخدمة في الأدب،،،من45،،من67 8،،من910،11،،من1213 ولكن قليلة متوفرة تجارياً. 8 , 9 , 12 هذه النظم غالباً ما تكون ضخمة، لا سيما عندما بما في ذلك أدوات لتنظيم درجة الحرارة والرطوبة للبيئة الخلوية ومعدل تدفق الأيروسول عينة. باستخدام بيفيك، التعرض للهباء الجوي يمكن أن يؤديها خارج إعداد مختبر تقليدية أو داخل منطقة التنفس أثناء محاكاة ظروف استنشاق.

أن تحديد من الهباء الجوي ترسب في المختبر مهم للتحقيق في الآثار الصحية بسبب استنشاق. منطقة التنفس، منطقة حدود 30 سم من الفم والأنف،14 حاسمة الأهمية لفهم التعرض للجسيمات النانوية وربط التأثيرات البيولوجية الموجودة في الرئتين. 2 في كثير من الأحيان، الترسب في الخلايا يعرف كفاءة ترسيب، الجسيمات المودعة على وتناول الخلايا مقسوماً على الجسيمات التي تديرها إلى6،نظام15 أو بصورة جماعية بنفس المبالغ. 4 , 16 الأساليب الحالية لقياس الهباء الجوي في منطقة التنفس هي عامل التصفية على أساس والتقاط الجزيئات على مدى فترة معينة أخذ عينات واستخدام عوامل التصفية لإجراء مزيد من التجارب. 17 الرصد الشخصي يتطلب نظام صغيرة التي تأتي مع المفاضلة العينات أقل.

هناك الكثير من النهج لتحديد الآثار الصحية الناجمة عن التعرض للهباء الجوي. النموذج على يسمح للأيروسول تدار مباشرة إلى الخلايا عن طريق الهواء كما هو الحال في سيناريو تعرض حقيقي، حتى الآن أكثر فعالية من حيث التكلفة ووقتاً أقل كثافة مما في فيفو الدراسات بينما يقلد الحواجز الهواء السائل مثل العيون، الجلد، والرئتين. خلايا الرئة نمت على لديها القدرة على توليد طبقة حاجز الاستقطاب،18،19 التي تنتج الصفات الفسيولوجية التي تشبه في فيفو الرئة ظهارة، بما في ذلك إنتاج مخاط والفاعل بشكل خاص خطوط خلايا الشعب الهوائية أو التهاب، أهداب الضرب وتقاطعات ضيق19 ،19،20 وخلية الاستقطاب. 18 تغييرات كهذه يمكن أن تؤثر على الاستجابة الخلوية قياسه في دراسات السمية. 21 بالإضافة إلى ذلك، على نموذج في المختبر نتائج يتعرضون غالباً أكثر حساسية من الخلايا عن طريق تعليق نماذج22 ، وهم قادرون لنموذج السمية الحادة في فيفو استنشاق. 23 , 24 لذلك، نظام تعرض على التي قادرة على إجراء قياسات داخل منطقة التنفس خطوة تالية طبيعية.

بتعريض الخلايا للهباء الجوي مباشرة على مصدر للانبعاثات، يحدث التحقيق في آثار جميع الغازات والمركبات شبه المتطايرة، والجسيمات المتورطين في الخليط. عندما يتم جمع الخليط في عامل تصفية، لم يتم التقاطها بالغازات والمركبات المتطايرة ولا يمكن التحقيق في الخليط كله. وبالإضافة إلى ذلك، يمكن أن يؤدي إعادة تشكيل الجزيئات في شكل مسحوق أو تعليق سائل إلى التجميع أو التفاعلات الموائع والجسيمات، مثل حل، في تعليق السائل. 25 , 26 عندما تتم إضافة جسيمات الهباء الجوي إلى السائل، هناك إمكانية أعلى للتكتل، وتشكيل27 25،كورونا البروتين أو28 أو التفاعل مع المركبات في السائل، التي يمكن أن تؤثر على الترسيب و تؤثر في استجابة بيولوجية. 29 , 30

التعرض على يستند إلى ثلاثة ملامح الهباء الجوي الرئيسية وسحابة تسوية، موازية وتدفق وتدفق عمودي. سحابة تسوية، يستخدم قبل التعرض للخلية واجهة الهواء السائل (ALICE)،4 نظام مجموعة حيث إيداع الجسيمات من خلال الجاذبية وديفوسيونال تسوية كما الأيروسول تعامل كوحدة واحدة. تدفق مواز، يستخدمها الالكتروستاتيكي الهباء الجوي في المختبر نظام التعرض (الطنف)5 والتعدد الثقافي التعرض الدائرة (MEC) ثانيا،6 يسمح للترسيب من خلال إضافة البراونية من خلال الشخصية تدفق. تدفق عمودي، المستخدمة من قبل ميكروسبرايير،7 “نانو الأيروسول الدائرة” للسمية في المختبر (ناسيفت) و11 والتجاريه على أنظمة8،،من910،12، يضيف انحشار من جسيمات داخل منطقة الترسيب. كثير من هذه النظم التعرض الكبيرة والضخمة، التي تتطلب نظم الزائدة للهباء الجوي قبل التكييف، مضخات للتدفق، أو حتى تدفئة الغرف للحضانة للخلايا. هذا الحجم الكبير يقلل من قابلية للنظام. بدلاً من أخذ العينات مباشرة على مصدر للانبعاثات، هذه النظم غالباً ما يكون إلى الهباء مختبر أو النموذج التي تم إنشاؤها لتحليل العينات. يمكن أن تضيع تعقيد الأيروسول المنبعثة في الترجمة من الميدان إلى المعمل. بيفيك أصغر من النظم الحالية، مع مساحة سطح خارجي حوالي 460 سم2 وتزن 60 غراما فقط، مع التحكم في الحرارة والرطوبة تدمج في نظام يسمح لجهاز محمول للغاية. انخفاض حجم ووزن السماح للنظام بأن ترتديه أو اتخاذها مصدرا للتعرض، وتسمح بأخذ العينات مباشرة.

الحجم الكبير لنظم التعرض الحالي يقلل أيضا من قدرة على القيام بأخذ العينات للتحقيق في التدرجات المكانية في تركيزات. هذا القرار مفتاح عند تحديد الآثار السمية للعديد من الإمكانيات البيئية والمخاطر المهنية مثل أنشطة هذه المسألة أو مكان العمل جسيمات عوادم المركبات التي يحدث فيها هباء. فورا بعد انتهاء الانبعاثات، يصبح هناك تباين المكاني في تركيز الجسيمات. وهذا ينمو مع الوقت تفريق الجزيئات في جميع أنحاء الغلاف الجوي، ويمكن تغيير هذه الآثار استناداً إلى الظروف المحيطة، مثل درجة الحرارة والضغط والرياح والشمس. يمكن أن تبدأ جسيمات إلى سن وأكسدة كذلك مرة المنبعثة31،32 ومعدلات تشتيت تتأثر بالتضاريس؛ سيتم العثور على تركيزات أعلى في الوديان والإنفاق، وهي تباطؤ آثار التشتت، حيث يمكن العثور على تركيزات أقل حيث هناك مساحة كبيرة للتشتت. 33 هذه التغييرات في معدلات انتشارها يمكن أن تكون لها آثار كبيرة على صحة الإنسان ويتبين عند مقارنة عدد البالغين المصابين بالربو الذين يعيشون المناطق الحضرية مقابل في البيئات الريفية. 34 بينما العديد من التعرض لنظم تقديم عينات متعددة في وقت واحد، أنظمة متعددة اللازمة مع وفرة معدات كبيرة لتنفيذ القرار المكانية.

من خلال جلب المختبر إلى الميدان، يمكن تقليل وقت التحليل باستخدام الخلية كله كجهاز استشعار. بعد الآليات البيولوجية المعروفة ونقاط النهاية يمكن أن تساعد في تحديد تكوين الهباء الجوي وحجم. بسبب أساليب إزالة بطيئة، بما في ذلك إزالة mucociliary والبلعمه إزفاء، غالباً ما تتفاعل هذه الجسيمات مع الخلايا تقريبا من أيام لأسابيع3 توليد الأكسدة والالتهابات، وموت الخلية حتى. هذه النهاية البيولوجية يمكن أن يكون نقطة انطلاق لمسارات النتيجة السلبية لأمراض القلب والأوعية الدموية أو مرض الانسداد الرئوي المزمن. وبالإضافة إلى ذلك، يقوم وييمين et al. صفيف فحوصات في المختبر لمقارنة مع قيم الأدب للمدى القصير في فيفو سمية الاستنشاق. 35 وكان من المتوقع في فيفو استجابة مع اثنين من أربع نتائج إيجابية من اختبار سيتوتوكسيسيتي عن طريق الإفراج نازعة لاكتات، الأكسدة من الجلوتاثيون تشكيل الحد وفوق أكسيد الهيدروجين والإصدار، والتهاب المحتملة من الجينات عامل نخر الورم ألفا. من أصل عشرة أكاسيد معدنية نانوسيزيد اختبار، اختبار ستة كنشط (أكسيد التيتانيوم وأكسيد الزنك وأكسيد السيريوم مختلفة أربعة) استخدام التعرض في المختبر مع التأكيد في فيفو

من أجل دراسة آثار الهباء الجوي في بيئة مهنية، وضعت لدينا مختبر بيفيك للتعرض في الميدان. بالإضافة إلى ذلك، يمكن ارتداؤها بيفيك لأخذ العينات الشخصي رصدها والتحقيق فيها التعرض لاستنشاق مثل كاسيت تصفية مم 3736 أو أنظمة متعددة يمكن استخدامها لتحقيق القرار المكانية داخل منطقة معينة. هذا البروتوكول، بتوصيف واستخدام بيفيك يناقش فيه. بعد التعرض، ولوحظت الآثار البيولوجية من خلال فحوصات سيتوتوكسيسيتي.

Protocol

مشغلي يجب ارتداء معدات الوقاية الشخصية (مثل مختبر معطف، قفازات، نظارات) عند تنفيذ الخطوات 1، 2، 3، 5 و 6. 1-إعداد المواد إعداد مواد لنظام الجمعية والتعرض للتأكد من التكرار. تأكد من استخدام جديد أو الإيثانول 70 ٪ تنظيفها ¼ “القطر الداخلي موصلة الأنابيب و ¼” الق?…

Representative Results

علم السموم المهنية في المختبر ينطوي على الحفاظ على استمرارية الخلوية أثناء أداء التعرض الهباء الجوي. ويرد النظام بيفيك في الشكل 2، بما في ذلك درجة الحرارة والرطوبة المراقبة بيفيك البالية. وأبقى درجة الحرارة باستخدام سخان مقاوم البطارية وزيادة الأير…

Discussion

أشرطة الكاسيت تصفية توفر طريقة بسيطة وغير مكلفة لجمع الهباء الجوي في منطقة التنفس؛ غير أن الهباء الجوي العينات المستخرجة من المرشحات تمثل الأيروسول كاملة (أي غازات والتطاير والجسيمات) وبالتالي الحد من تقييم الآثار البيولوجية ذات الصلة. استخدام التصميم الأولى للكاسيت تصفية 37 ملم، بيفيك ي…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

المؤلف يود أن يشكر سولومونوف بوريس وفرجينيا كومنولث الابتكار آلة متجر للحصول على تعليمات النماذج الأولية السريعة الجهاز. الكتاب أيضا يود أن يشكر كريستيان روميرو-فوينتيس الفريق ليونسكي والدكتور فيتالي أفروتين، الدكتور ديمتري بيستوف، وفرجينيا كومنولث المواد النانوية الأساسية توصيف مرفق لمساعدتهم مع توصيف الجسيمات. وأيد هذا العمل بدء التشغيل الأموال المقدمة للدكتور ليونسكي من كلية الهندسة في جامعة فرجينيا كومنولث.

Materials

Scanning mobility particle sizer (SMPS) TSI, Inc. 3910 NanoSMPS
Optical particle sizer (OPS) TSI, Inc. 3330
Stainless Steel Pipe, 4" Long McMaster-Carr 4830K116 Standard-Wall 304/304L, Threaded on Both Ends, 1/8 Pipe Size
Brass Ball Valve with Lever Handle McMaster-Carr 4112T12 Compact High-Pressure Rating, 1/8 NPT Female
Steel Pipe, 2" Long McMaster-Carr 7753K121 Standard Wall, Threaded on One End, 1/8 Pipe Size
HEPA filter GE Healthcare 09-744-12 HEPA-Cap Disposable Air Filtration Capsule
Vacuum Generator PISCO USA VCH10-018C
PIVEC VCU For design please contact authors
Resistive heater
1/4" barbed connectors Zefon International, Inc. 459743
Porous tubing Scientific Commodities, Inc. BB2062-1814A Hydrophilic 10 um pores
Battery power bank
Cell culture insert Fisherbrand 353095 24 well plate insert
Filter Forceps Fisherbrand 09-753-50
Transfer Pipette ThermoScientific 13-711-27
Glass Fiber Filters SKC 225-7 Binder-Free Type AE Filter 37 MM 1.00 um pore
Ultra Micro Balance A&D BM-22 Housed in environmental chamber
37 mm filter cassette SKC 225-3250 Filter Cassette Blank, 37 mm, Clear Styrene
Variable flow vacuum pump SKC 220-5000TC AirChek TOUCH, 5 to 5000 mL/min
Copper Particles U.S. Research Materials, Inc. US1090 40 nm
Copper Particles U.S. Research Materials, Inc. US1088 100 nm
Copper Particles U.S. Research Materials, Inc. US1117M 800 nm

References

  1. Lewinski, N. A., Secondo, L. E., Ferri, J. K. Enabling Real-Time Hazard Assessment at the Workplace Enabling Real-Time Hazard Assessment at the Workplace. 14th Global Congress on Process Safety. , 1-9 (2018).
  2. Bakand, S., Winder, C., Khalil, C., Hayes, A. Toxicity assessment of industrial chemicals and airborne contaminants: transition from in vivo to in vitro test methods: a review. Inhalation Toxicology. 17, 775-787 (2005).
  3. Bakand, S., Hayes, A. Troubleshooting methods for toxicity testing of airborne chemicals in vitro. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 61 (2), 76-85 (2010).
  4. Lenz, A. G., et al. A dose-controlled system for air-liquid interface cell exposure and application to zinc oxide nanoparticles. Particle and Fibre Toxicology. 6, 32 (2009).
  5. de Bruijne, K., et al. Design and testing of Electrostatic Aerosol in Vitro Exposure System (EAVES): an alternative exposure system for particles. Inhalation Toxicology. 21, 91-101 (2009).
  6. Asimakopoulou, A., Daskalos, E., Lewinski, N., Riediker, M., Papaioannou, E., Konstandopoulos, A. G. Development of a dose-controlled multiculture cell exposure chamber for efficient delivery of airborne and engineered nanoparticles. Journal of Physics: Conference. 429, 1-10 (2013).
  7. Grigg, J., et al. DNA damage of macrophages at an air-tissue interface induced by metal nanoparticles Macrophage. Nanotoxicology. 3 (4), 348-354 (2009).
  8. Aufderheide, M., Knebel, J. W., Ritter, D. An improved in vitro model for testing the pulmonary toxicity of complex mixtures such as cigarette smoke. Experimental and Toxicologic Pathology. 55, 51-57 (2003).
  9. Aufderheide, M., Halter, B., Möhle, N., Hochrainer, D. The CULTEX RFS: A comprehensive technical approach for the in vitro exposure of airway epithelial cells to the particulate matter at the air-liquid interface. BioMed Research International. 2013 (1), 1-15 (2013).
  10. Tippe, A., Heinzmann, U., Roth, C. Deposition of fine and ultrafine aerosol particles during exposure at the air/cell interface. Journal of Aerosol Science. 33, 207-218 (2002).
  11. Savi, M., et al. A novel exposure system for the efficient and controlled deposition of aerosol particles onto cell cultures. Environmental Science and Technology. 42, 5667-5674 (2008).
  12. Fröhlich, E., et al. Comparison of two in vitro systems to assess cellular effects of nanoparticles-containing aerosols. Toxicology in Vitro. 27, 409-417 (2013).
  13. Frijns, E., et al. A Novel Exposure System Termed NAVETTA for in Vitro Laminar Flow Electrodeposition of Nanoaerosol and Evaluation of Immune Effects in Human Lung Reporter Cells. Environmental Science and Technology. 51 (9), 5259-5269 (2017).
  14. Vincent, J. H. . Aerosol Science for Industrial Hygienists. , (1995).
  15. Fujitani, Y., Sugaya, Y., Hashiguchi, M., Furuyama, A., Hirano, S., Takami, A. Particle deposition efficiency at air-liquid interface of a cell exposure chamber. Journal of Aerosol Science. 81, 90-99 (2015).
  16. Elihn, K., Cronholm, P., Karlsson, H. L., Midander, K., Odnevall Wallinder, I., Möller, L. Cellular Dose of Partly Soluble Cu Particle Aerosols at the Air-Liquid Interface Using an. In Vitro Lung Cell Exposure System. Journal of Aerosol Medicine and Pulmonary Drug Delivery. 26 (2), 84-93 (2013).
  17. . . Aerosols Handbook Measurement, Dosimetry, and Health Effects. , (2005).
  18. de Souza Carvalho, C., Daum, N., Lehr, C. M. Carrier interactions with the biological barriers of the lung: Advanced in vitro models and challenges for pulmonary drug delivery. Advanced Drug Delivery Reviews. 75, 129-140 (2014).
  19. Fattal, E., Grabowski, N., Mura, S., Vergnaud, J., Tsapis, N., Hillaireau, H. Lung Toxicity of Biodegradable Nanoparticles. Journal of Biomedical Nanotechnology. 10 (10), 2852-2864 (2014).
  20. Klein, S. G., Serchi, T., Hoffmann, L., Blömeke, B., Gutleb, A. C. An improved 3D tetraculture system mimicking the cellular organisation at the alveolar barrier to study the potential toxic effects of particles on the lung. Particle and Fibre Toxicology. 10, 31 (2013).
  21. Oberdörster, G., et al. Principles for characterizing the potential human health effects from exposure to nanomaterials: elements of a screening strategy. Particle and Fibre Toxicology. 2, 8 (2005).
  22. Secondo, L. E., Liu, N. J., Lewinski, N. A. Methodological considerations when conducting in vitro, air-liquid interface exposures to engineered nanoparticle aerosols. Critical Reviews in Toxicology. , 1-32 (2016).
  23. Sayes, C. M., Reed, K. L., Warheit, D. B. Assessing toxicology of fine and nanoparticles: Comparing in vitro measurements to in vivo pulmonary toxicity profiles. Toxicological Sciences. 97 (1), 163-180 (2007).
  24. Maier, K. L., et al. Health effects of ambient particulate matter–biological mechanisms and inflammatory responses to in vitro and in vivo particle exposures. Inhalation Toxicology. 20 (May 2007), 319-337 (2008).
  25. Cohen, J. M., Teeguarden, J. G., Demokritou, P. An integrated approach for the in vitro dosimetry of engineered nanomaterials. Particle and Fibre Toxicology. 11 (1), 20 (2014).
  26. Deloid, G., et al. Estimating the effective density of engineered nanomaterials for in vitro dosimetry. Nature Communications. 5, 3514 (2014).
  27. Pal, A. K., Bello, D., Cohen, J., Demokritou, P. Implications of in vitro dosimetry on toxicological ranking of low aspect ratio engineered nanomaterials. Nanotoxicology. , 1-15 (2015).
  28. Walkey, C., et al. Protein corona fingerprinting predicts the cellular interaction of gold and silver nanoparticles. ACS Nano. 8 (3), 2439-2455 (2014).
  29. Raemy, D. O., et al. Effects of flame made zinc oxide particles in human lung cells – a comparison of aerosol and suspension exposures. Particle and Fibre Toxicology. 9 (1), 33 (2012).
  30. Holder, A. L., Lucas, D., Goth-goldstein, R., Koshland, C. P. Cellular response to diesel exhaust particles strongly depends on the exposure method. Toxicological Sciences. 103 (1), 108-115 (2008).
  31. Sanderson, P., et al. Characterisation of iron-rich atmospheric submicrometre particles in the roadside environment. Atmospheric Environment. 140. , 167-175 (2016).
  32. Burtscher, H. Physical characterization of particulate emissions from diesel engines: A review. Journal of Aerosol Science. 36 (7), 896-932 (2005).
  33. Ris, C. U.S. EPA health assessment for diesel engine exhaust: a review. Inhalation Toxicology. 19 (Suppl. 1), 229-239 (2007).
  34. Jie, Y., Isa, Z. M., Jie, X., Ju, Z. L., Ismail, N. H. Urban vs. Rural Factors That Affect Adult Asthma. Reviews of Environmental Contamination and Toxicology. 226, (2013).
  35. Wiemann, M., Vennemann, A., Sauer, U. G., Wiench, K., Ma-Hock, L., Landsiedel, R. An in vitro alveolar macrophage assay for predicting the short-term inhalation toxicity of nanomaterials. Journal of Nanobiotechnology. 14 (1), 16 (2016).
  36. Kenny, L. C., et al. A collaborative european study of personal inhalable aerosol sampler performance. Annals of Occupational Hygiene. 41 (2), 135-153 (1997).
  37. Tiwari, A. J., Fields, C. G., Marr, L. C. A Cost-Effective Method of Aerosolizing Dry Powdered Nanoparticles. Aerosol Science and Technology. 47 (11), 1267-1275 (2013).
  38. Blank, F., Rothen-Rutishauser, B. M., Schurch, S., Gehr, P. An Optimized In Vitro Model of the Respiratory Tract Wall to Study Particle Cell Interactions. Journal of Aerosol Medicine. 19 (3), 392-405 (2006).
  39. Laboratory, N. C. . NCL Method GTA-2 HEP G2 Hepatocarcinoma Cytotoxicity Assay. (November), 1-9 (2015).
  40. Kim, J. S., Peters, T. M., O’Shaughnessy, P. T., Adamcakova-Dodd, A., Thorne, P. S. Validation of an in vitro exposure system for toxicity assessment of air-delivered nanomaterials. Toxicology in Vitro. 27 (1), 164-173 (2013).
  41. Mertes, P., et al. A compact and portable deposition chamber to study nanoparticles in air-exposed tissue. Journal of aerosol medicine and pulmonary drug delivery. 26, 228-235 (2013).
  42. Panas, A., et al. Silica nanoparticles are less toxic to human lung cells when deposited at the air-liquid interface compared to conventional submerged exposure. Beilstein Journal of Nanotechnology. 5, 1590-1602 (2014).
  43. Zavala, J., et al. Regulating temperature and relative humidity in air-liquid interface in vitro systems eliminates cytotoxicity resulting from control air exposures. Toxicology Research. 6, 448-459 (2017).
  44. Jing, X., Park, J. H., Peters, T. M., Thorne, P. S. Toxicity of copper oxide nanoparticles in lung epithelial cells exposed at the air – liquid interface compared with in vivo assessment. TOXICOLOGY IN VITRO. 29 (3), 502-511 (2015).
  45. Bitterle, E., et al. Dose-controlled exposure of A549 epithelial cells at the air-liquid interface to airborne ultrafine carbonaceous particles. Chemosphere. 65, 1784-1790 (2006).
  46. Steinritz, D., et al. Use of the Cultex Radial Flow System as an in vitro exposure method to assess acute pulmonary toxicity of fine dusts and nanoparticles with special focus on the intra- and inter-laboratory reproducibility. Chemico-Biological Interactions. 206 (3), 479-490 (2013).
  47. Cronholm, P., et al. Intracellular uptake and toxicity of Ag and CuO nanoparticles: A comparison between nanoparticles and their corresponding metal ions. Small. 9 (7), 970-982 (2013).
  48. Cronholm, P., Midander, K., Karlsson, H. L., Elihn, K., Wallinder, I. O., Möller, L. Effect of sonication and serum proteins on copper release from copper nanoparticles and the toxicity towards lung epithelial cells. Nanotoxicology. 5 (2), 269-281 (2011).
  49. Midander, K., et al. Surface characteristics, copper release, and toxicity of nano- and micrometer-sized copper and copper(ll) oxide particles: A cross-disciplinary study. Small. 5 (3), 389-399 (2009).
check_url/kr/58916?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Secondo, L. E., Wygal, N. J., Lewinski, N. A. A New Portable In Vitro Exposure Cassette for Aerosol Sampling. J. Vis. Exp. (144), e58916, doi:10.3791/58916 (2019).

View Video