الزرد<em> في الموقع</em> الحبل الشوكي التحضير للتسجيلات الكهربية من العمود الفقري الحسية والحركية العصبية
Summary
توضح هذه المخطوطة طرق التسجيلات الكهربية من الخلايا العصبية في العمود الفقري من الأجنة الزرد واليرقات. إعداد يحافظ على الخلايا العصبية في الموقع وغالبا ما ينطوي على الحد الأدنى تشريح. تسمح هذه الطرق لدراسة الكهربية من مجموعة متنوعة من الخلايا العصبية في العمود الفقري، من الأولي للاكتساب استثارة الكهربائية من خلال مراحل اليرقات في وقت مبكر.
Abstract
اكتسبت الزرد، لأول مرة كنموذج تنموي، شعبية في العديد من المجالات الأخرى. سهولة تربية أعداد كبيرة من الكائنات الحية التي تشهد نموا سريعا، جنبا إلى جنب مع وضوح بصري الجنينية، بمثابة سمات مقنعة الأولى من هذا النموذج. على مدى العقدين الماضيين، فإن نجاح هذا النموذج قد دفعت مزيدا من بقدراتها على شاشات الطفرات على نطاق واسع وسهولة transgenesis. وفي الآونة الأخيرة، والنهج الجينات التحرير قمنا بمد قوة النموذج.
الدراسات النمائية العصبية، الجنين الزرد واليرقات نموذجا التي أساليب متعددة يمكن تطبيقها. هنا، ونحن نركز على الطرق التي تسمح للدراسة خاصية أساسية من الخلايا العصبية، استثارة الكهربائية. لدينا استعدادا للدراسة الكهربية للخلايا العصبية في العمود الفقري الزرد ينطوي على استخدام الغراء البيطري خياطة لضمان إعداد لغرفة تسجيل. طرق بديلة للتسجيلمن الأجنة الزرد واليرقات إشراك مرفق إعداد للغرفة باستخدام التنغستن دبوس غرامة 1، 2، 3، 4، 5. غالبا ما يتم استخدام دبوس التنغستن لتركيب إعداد في اتجاه جانبي، على الرغم من أنها قد استخدمت لجبل اليرقات الجانب الظهري 4. وقد استخدمت الغراء خياطة لتركيب الأجنة واليرقات في كل الاتجاهات. باستخدام الغراء، وتشريح الحد الأدنى لا يمكن أن يؤديها، مما يتيح الوصول إلى الخلايا العصبية في العمود الفقري من دون استخدام علاج الأنزيمية، وبالتالي تجنب أي ضرر الناتجة. ومع ذلك، ليرقات، فمن الضروري تطبيق العلاج انزيم قصيرة لإزالة الأنسجة العضلية المحيطة الحبل الشوكي. وقد استخدمت الأساليب المذكورة هنا لدراسة الخصائص الكهربائية الجوهرية من الخلايا العصبية الحركية، interneurons، والخلايا العصبية الحسية في العديد من developmentaل مراحل 6 و 7 و 8 و 9.
Introduction
جيورج سترايزينغر رائدة في استخدام دانيو rerio، المعروف باسم الزرد، كنظام نموذج لتحليل الجيني للتنمية الفقاريات 10. ويقدم النموذج العديد من المزايا بما في ذلك: (1) بسيطة نسبيا وغير مكلفة تربية الحيوان؛ (2) الإخصاب الخارجي، مما يتيح سهولة الوصول إلى الأجنة من المراحل التنموية. و (3) الجنين شفافة، والسماح الملاحظات المباشرة والمتكررة من الخلايا والأنسجة والأعضاء لأنها تشكل.
على مدى العقود التي تلت ذلك، العديد من التطورات زادت زيادة قوة نموذج الزرد. على وجه الخصوص، شاشات الوراثية إلى الأمام وجهود تسلسل كامل الجينوم لعبت دورا رئيسيا في تحديد الطفرات والجينات الهامة لكثير من العمليات التنموية 11، 12، 13، 14،"> 15 طرق الاستنساخ 16. بوابة سمحت التطبيق الروتيني للالمعدلة وراثيا النهج 17 و 18. التطورات الحديثة في تحرير الجينوم، ومن أمثلته النسخ المنشط مثل (TALENs) وتجميع يكرر interspaced بانتظام قصيرة المتناوب (كريسبر) -Cas9 nucleases، النهج سماح لإدخال المستهدفة من الطفرات، فضلا عن خروج المغلوب واضعا في 19 و 20 و 21 و 22. المشتركة، وهذه الأساليب تجعل الزرد نموذجا قويا لدراسة الآليات الوراثية الكامنة وراء السلوكيات محددة والعديد من الأمراض التي تصيب الإنسان 23، 24، 25، 26، 27.
يركز هذا العمل على تطويرالتنظيم العقلي ودور النشاط الكهربائي في تطوير الخلايا العصبية. وينصب التركيز على الحبل الشوكي، والذي نموذج الزرد يوفر العديد من المزايا. أولا، فمن السهل نسبيا للوصول الزرد في المراحل الجنينية واليرقات. وبالتالي، يمكن للمرء أن دراسة وظيفة الحبل الشوكي أثناء مراحل النمو التي لديها عدد أقل من الخلايا العصبية وأبسط الدوائر +28، 29 عاما. وعلاوة على ذلك، والحبل الشوكي الزرد لديه مجموعة متنوعة من الخلايا العصبية، على غرار الفقاريات الأخرى، كما يتضح من أنماط مميزة والمميزة لعوامل النسخ 30 و 31 و 32 و 33 و 34 و 35.
غالبية الدراسات في الزرد التي تهدف إلى الكشف عن الآليات التي تكمن وراء وظيفة الدوائر الحبل الشوكي، وخاصةتلك التي تدعم الحركة، وتركز مفهوم على مراحل اليرقات 36، 37، 38، 39، 40، 41، 42، 43. ومع ذلك، فإن العديد من الخلايا العصبية التي تشكل شبكات قاطرة العمود الفقري بدء المفاضلة الخاصة بهم في المراحل الجنينية المبكرة، ~ 9-10 ساعة بعد الإخصاب (HPF) 44، 45، 46، 47، 48، 49، 50، 51. في ضوء ذلك، فهم كيف تنشأ الخصائص المورفولوجية والكهربائية للخلايا العصبية في العمود الفقري والتغيير بين المراحل الجنينية واليرقات مهمة لoveraفهم ليرة لبنانية من تشكيل الدائرة الحركي وظيفة.
طرق تشريح الموصوفة هنا تسمح التسجيلات المشبك التصحيح من الخلايا العصبية في العمود الفقري كما تم تطبيقها بنجاح في المراحل الجنينية (~ 17-48 HPF) ومراحل اليرقات (~ 3-7 أيام بعد الإخصاب [DPF]). هذا النهج يحد من كمية تشريح المطلوبة لتوفير الوصول إلى الخلايا العصبية في المصالح. يختلف البروتوكول من غالبية الطرق الأخرى المنشورة لتسجيل من الخلايا العصبية في العمود الفقري الزرد في هذا الغراء البيطري خياطة يستخدم بدلا من دبوس التنغستن على ما يرام، لنعلق الجنين أو يرقة إلى غرفة تسجيل. توافر نهجين مختلفين (أي خاط الغراء مقابل دبوس التنجستن) لتركيب الأجنة الزرد أو اليرقات لتحليل الكهربية يوفر للباحثين خيارات بديلة لتحقيق الأهداف التجريبية الخاصة.
أولا، إجراءات الوصول والتسجيل من البوب ulation من الخلايا العصبية الحسية الأولية، والخلايا روهون اللحية، موصوفة. تكمن الهيئات خلية من هذه الخلايا العصبية في النخاع الشوكي الظهري. وتوجد الخلايا روهون اللحية في العديد من أنواع الفقاريات، تفرق في التنمية في وقت مبكر، وتكمن وراء استجابة اللمس الجنينية 6، 44، 47، 48.
ثانيا، إجراءات للوصول إلى وتسجيل من الخلايا العصبية الحركية في العمود الفقري مفصلة. تنشأ الزرد الخلايا العصبية الحركية في العمود الفقري خلال موجتين من الخلايا العصبية. تنشأ الخلايا العصبية الحركية الأولية في وقت سابق المولد في نهاية المعيدة (~ 9-16 HPF)، مع الخلايا العصبية الحركية الأساسي فقط 3-4 الحالية في hemisegment 45 و 46 و 49. في المقابل، فإن السكان المولودين في وقت لاحق من الخلايا العصبية الحركية الثانوية هو أكثر عددا وتنشأ خلال فترة طويلة، ابتداء من الساعة 14 HPF ~EF "> 45، 50. نشأة الخلايا العصبية الحركية الثانوية في قطاعات منتصف جذع اكتمال معظمها بنسبة 51 HPF 50. وتعتبر الخلايا العصبية الحركية الثانوية لتكون النظير من الخلايا العصبية الحركية في amniotes 46. ومن المثير للاهتمام، الخلايا العصبية فوق الشوك، عن طريق الدوبامين، وتنظيم الحركة في اليرقة والحركية الثانوي الخلايا العصبية نشأة في الجنين ويرقة الشباب 50 و 51. الخلايا العصبية الحركية الأولية والثانوية تضم كل منها عدة أنواع فرعية مختلفة. كل محرك الأساسي مشاريع الخلايا العصبية النوع الفرعي محور عصبي محيطي أن يعصب مجموعة العضلات مميزة، مما أدى إلى النمطية، تحديد مسار المحاور. عموما، الخلايا العصبية الحركية الثانوية تتبع مسارات محور عصبي أنشئت من قبل الخلايا العصبية الحركية الأساسية. وهكذا، وفيما يتعلق مسارات محور عصبي، الخلايا العصبية الحركية الأساسية والثانوية متشابهة، باستثناء أن سمك المحاور وsomata حجم لإعادة أكبر للالخلايا العصبية الحركية الأولية 45.
ثالثا، وتناقش طرق للتسجيل من أنواع قليلة من interneurons. ومع ذلك، في هذه الحالات، لا بد من كمية محدودة من إزالة خلايا النخاع الشوكي أخرى، وبالتالي فإن الحبل الشوكي هو أقل سليمة من التسجيلات من خلايا روهون اللحية أو الخلايا العصبية الحركية.
Protocol
Representative Results
Discussion
الأساليب المذكورة هنا تسمح لتوصيف الكهربائية والمورفولوجية من الخلايا العصبية الحسية والحركية من الأجنة الزرد بعد تشريح الحد الأدنى من الحبل الشوكي. تبقى الخلايا العصبية السليمة لا يقل عن 1 ساعة، والمهلة الزمنية المفروضة على هذه التسجيلات. وقد سجلت الخلايا العصبية…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
وأيد هذا العمل من المنح المقدمة من المعاهد الوطنية للصحة (F32 NS059120 إلى RLM وR01NS25217 وP30NS048154 إلى ABR).
Materials
| Vacuum filter/Storage bottle, 0.22 mm pore | Corning | 431096 | ||
| Syringe filter 0.2 mm | Whatman | 6780-2502 | ||
| Tricaine | Sigma | A-5040 | Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate salt | |
| a-bugarotoxin | Tocris | 11032-79-4 | ||
| Tetrodotoxin | Tocris | 4368-28-9 | ||
| Alexa-549 hydrazine salt | Molecular Probes | A-10438 | fluorescent dye | |
| Spin-X centrifuge tube filter | Corning | 8161 | ||
| Glass microscope slide | Fisher | 12-550C | ||
| Sylgard silicone elastomer kit | Dow Corning | 184 | silicone elastomer | |
| Petri dishes | Falcon | 351029 | ||
| Borosilicate glass capillaries | Harvard Apparatus | 30-0038 | inner and outer diameters of 0.78 and 1.0 mm (thin walled glass capillaries) | |
| Borosilicate glass capillaries | Drummond Scientific | 1-000-1000-100 | inner and outer diameters of 1.13 and 1.55 mm (thick walled glass capillaries) | |
| Miniature barbed polypropylene fitting | Cole-Palmer | 6365-90 | ||
| Vetbond tissue adhesive | 3M | 1469SB | ||
| Collagenase XI | Sigma | C7657 | ||
| Microelectrode puller | Sutter Instruments | Model P-97 | ||
| Amplifier | Molecular Devices | Axopatch 200B | ||
| Head stage | Molecular Devices | CV203BU | ||
| Motorized micromanipulator | Sutter Instruments | MP-285 | ||
| Tygon tubing | Fisher | 14-169-1B | ID 1/16 IN, OD 1/8 IN and WALL 1/32 IN (flexible laboratory tubing) | |
| Electrode holder | Molecular Devices | 1-HC-U | ||
| Pharmaseal Three-Way Stopcocks | Baxter | K75 | ||
| Digitizer | Axon Instruments | Digidata 1440A | ||
| Inverted microscope | Zeiss | Axioskop2 FS plus | ||
| 40x/0.80w Achroplan objective | Zeiss | |||
| Data acquisition and analysis software | Axon Instruments | PClamp 10 – Clampex and Clampfit | ||
| Micropipette puller | Sutter Instruments | Model P-97 | ||
| Name | Company | Catalog Number | Comments | |
| Dissection and Recording Solutions(in mM) | ||||
| All solutions, except the intracellular, are stable for ~ 2 – 3 months when filtered (0.22 mm filter cups) and stored at room temperature (RT). | ||||
| The intracellular solution is filtered (0.2 mm syringe filters) and stored frozen (-20°C) in small aliquots that are individually thawed on the day of use. | ||||
| Dissection/Ringer’s solution | 145 NaCl, 3 KCl, 1.8 CaCl2.2H2O, 10 HEPES; pH 7.4 (with NaOH) | |||
| Pipette (intracellular) recording solution | 135 KCl, 10 EGTA-acid, 10 HEPES; pH 7.4 (with KOH). | |||
| Bath (extracellular) recording solution/voltage and current-clamp | 125 NaCl, 2 KCl, 10 CaCl2.2H2O, 5 HEPES; pH 7.4 (with NaOH). | |||
| Alexa-594 hydrazine salt stock solution. | Prepare a 13.2 mM stock in ddH2O, aliquot (~ 100 µl) and store at -20°C. For use, dilute the stock solutiond 132 fold with pipette solution to a final concentration of 100 mM. After dilution, filter the Alexa-594 containing pipette solution with a centrifuge tube filter. | |||
| Name | Company | Catalog Number | Comments | |
| Immobilizing agents | ||||
| 0.4 % ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate salt (Tricaine) | Prepare a 0.4% stock solution in 0.2M Tris, pH9 (0.4 g Tricaine/100 ml 0.2 M Tris | |||
| Adjust pH to 7 with NaOH and store at -20°C. | ||||
| For use, dilute the stock solution ~ 25 fold in embryo media | ||||
| 250 μM α-bungarotoxin | Prepare a 250 μM stock in ddH2O (1 mg/500 μl), prepare 100 µl aliquots, and sotre at -20°C. | |||
| For use, dilute 2,500-fold with extracellular solution to a final concentration of 100 nM. | ||||
| 1 mM Tetrodotoxin | Prepare a 1 mM stock in ddH2O (1 mg/3 ml), prepare 100 µl aliquots, and sotre at -20°C. | |||
| For use, dilute 2,000-fold with extracellular solution to a final concentration of 500 nM. | ||||
References
- Drapeau, P., Ali, D. W., Buss, R. R., Saint-Amant, L. In vivo recording from identifiable neurons of the locomotor network in the developing zebrafish. J Neurosci Methods. 88 (1), 1-13 (1999).
- Drapeau, P., Saint-Amant, L., Buss, R. R., Chong, M., McDearmid, J. R., Brustein, E. Development of the locomotor network in zebrafish. Prog Neurobiol. 68 (2), 85-111 (2002).
- Saint-Amant, L., Drapeau, P. Whole cell patch-clamp recordings from identified spinal neurons in the zebrafish embryo. Methods Cell Sci. 25, 59-64 (2003).
- Masino, M. A., Fetcho, J. R. Fictive Swimming Motor Patterns in Wild Type and Mutant Larval Zebrafish. J Neurophysiol. 93 (6), 3177-3188 (2005).
- Wen, H., Brehm, P. Paired motor neuron-muscle recordings in zebrafish test the receptor blockade model for shaping synaptic current. J Neurosci. 25 (35), 8104-8111 (2005).
- Ribera, A. B., Nüsslein-Volhard, C. Zebrafish Touch-Insensitive Mutants Reveal an Essential Role for the Developmental Regulation of Sodium Current. J Neurosci. 18, 9181-9191 (1998).
- Pineda, R. H., Heiser, R. A., Ribera, A. B. Developmental, molecular, and genetic dissection of INa in vivo in embryonic zebrafish sensory neurons. J Neurophysiol. 93, 3582-3593 (2005).
- Moreno, R. L., Ribera, A. B. Zebrafish motor neuron subtypes differ electrically prior to axonal outgrowth. J Neurophysiol. 102, 2477-2484 (2009).
- Moreno, R. L., Ribera, A. B. Spinal neurons require Islet1 for subtype-specific differentiation of electrical excitability. Neural Dev. 9 (1), 19 (2014).
- Streisinger, G., Walker, C., Dower, N., Knauber, D., Singer, F. Production of clones of homozygous diploid zebra fish (Brachydanio rerio). Nature. 291 (5813), 293-296 (1981).
- Driever, W., et al. A genetic screen for mutations affecting embryogenesis in zebrafish. Development. 123, 37-46 (1996).
- Haffter, P., et al. The identification of genes with unique and essential functions in the development of the zebrafish, Danio rerio. Development. 123, 1-36 (1996).
- Vogel, G. Genomics: Sanger will sequence zebrafish genome. Science. 290 (5497), 1671 (2000).
- Patton, E. E., Zon, L. I. The art and design of genetic screens: zebrafish. Nature Reviews Genetics. 2 (12), 956-966 (2001).
- Lawson, N. D., Wolfe, S. A. Forward and reverse genetic approaches for the analysis of vertebrate development in the zebrafish. Dev Cell. 21 (1), 48-64 (2011).
- Yates, A., et al. Ensembl. Nucleic Acids Res. 44 (D1), D710-D716 (2016).
- Kawakami, K. Transgenesis and gene trap methods in zebrafish by using the Tol2 transposable element. Methods Cell Biol. 77, 201-222 (2004).
- Kwan, K. M., et al. The Tol2kit: a multisite gateway-based construction kit for Tol2 transposon transgenesis constructs. Dev Dyn. 236 (11), 3088-3099 (2007).
- Huang, P., Xiao, A., Zhou, M., Zhu, Z., Lin, S., Zhang, B. Heritable gene targeting in zebrafish using customized TALENs. Nat Biotechnol. 29, 699-700 (2011).
- Sander, J. D., et al. Targeted gene disruption in somatic zebrafish cells using engineered TALENs. Nat Biotechnol. 29 (8), 697-698 (2011).
- Chang, N., et al. Genome editing with RNA-guided Cas9 nuclease in zebrafish embryos. Cell Res. 23 (4), 465-472 (2013).
- Hwang, W. Y., et al. Efficient genome editing in zebrafish using a CRISPR-Cas system. Nat Biotechnol. 31 (3), 227-229 (2013).
- Lieschke, G. J., Currie, P. D. Animal models of human disease: zebrafish swim into view. Nature Rev Genet. 8 (5), 353-367 (2007).
- Levin, E. D., Cerutti, D. T., Buccafusco, J. J. Behavioral neuroscience of zebrafish. Methods of behavior analysis in neuroscience. , (2009).
- Stewart, A., Gaikwad, S., Kyzar, E., Green, J., Roth, A., Kalueff, A. Modeling anxiety using adult zebrafish: A conceptual review. Neuropharmacology. 62, 135-143 (2012).
- Mushtaq, M. Y., Verpoorte, R., Kim, H. K. Zebrafish as a model for systems biology. Biotechnol Genet Eng Rev. 29 (2), 187-205 (2013).
- Phillips, J. B., Westerfield, M. Zebrafish models in translational research: tipping the scales toward advancements in human health. Dis Model Mech. 7 (7), 739-743 (2014).
- Weis, J. S. Analysis of the development of nervous system of the zebrafish, Brachydanio rerio. I. The normal morphology and development of the spinal cord and ganglia of the zebrafish. J Embryol Exp Morphol. 19 (2), 109-119 (1968).
- Bernhardt, R. R., Chitnis, A. B., Lindamer, L., Kuwada, J. Y. Identification of spinal neurons in the embryonic and larval zebrafish. J Comp Neurol. 302 (3), 603-616 (1990).
- Tsuchida, T., et al. Topographic organization of embryonic motor neurons defined by expression of LIM homeobox genes. Cell. 79 (6), 957-970 (1994).
- Guillemot, F. Spatial and temporal specification of neural fates by transcription factor codes. Development. 134, 3771-3780 (2007).
- Goulding, M. Circuits controlling vertebrate locomotion: Moving in a new direction. Nat Rev Neurosci. 10, 507-518 (2009).
- Fetcho, J. R., McLean, D. L. Some principles of organization of spinal neurons underlying locomotion in zebrafish and their implications. Ann N Y Acad Sci. 1198, 94-104 (2010).
- Del Barrio, M. G., et al. A transcription factor code defines nine sensory interneuron subtypes in the mechanosensory area of the spinal cord. PLoS One. 8 (11), (2013).
- Satou, C., Kimura, Y., Hirata, H., Suster, M. L., Kawakami, K., Higashijima, S. Transgenic tools to characterize neuronal properties of discrete populations of zebrafish neurons. Development. 140 (18), 3927-3931 (2013).
- McLean, D. L., Fan, J., Higashijima, S., Hale, M. E., Fetcho, J. R. A topographic map of recruitment in spinal cord. Nature. 446, 71-75 (2007).
- McLean, D. L., Masino, M. A., Koh, I. Y., Lindquist, W. B., Fetcho, J. R. Continuous shifts in the active set of spinal interneurons during changes in locomotor speed. Nat. Neurosci. 11, 1419-1429 (2008).
- McLean, D. L., Fetcho, J. R. Spinal interneurons differentiate sequentially from those driving the fastest swimming movements in larval zebrafish to those driving the slowest ones. J. Neurosci. 29, 13566-13577 (2009).
- Ampatzis, K., Song, J., Ausborn, J., El Manira, A. Separate microcircuit modules of distinct V2a interneurons and motoneurons control the speed of locomotion. Neuron. 83, 934-943 (2014).
- Ljunggren, E. E., Haupt, S., Ausborn, J., Ampatzis, K., El Manira, A. Optogenetic activation of excitatory premotor interneurons is sufficient to generate coordinated locomotor activity in larval zebrafish. J. Neurosci. 34, 134-139 (2014).
- Menelaou, E., VanDunk, C., McLean, D. L. Differences in the morphology of spinal V2a neurons reflect their recruitment order during swimming in larval zebrafish. J Comp Neurol. 522, 1232-1248 (2014).
- Hubbard, J. M., et al. Intraspinal Sensory Neurons Provide Powerful Inhibition to Motor Circuits Ensuring Postural Control during Locomotion. Curr Biol. 26 (21), 2841-2853 (2016).
- Song, J., Ampatzis, K., Björnfors, E. R., El Manira, A. Motor neurons control locomotor circuit function retrogradely via gap junctions. Nature. 529 (7586), 399-402 (2016).
- Lamborghini, J. E. Rohon-beard cells and other large neurons in Xenopus embryos originate during gastrulation. J. Comp. Neurol. 189, 323-333 (1980).
- Myers, P. Z., Eisen, J. S., Westerfield, M. Development and axonal outgrowth of identified motoneurons in the zebrafish. J Neurosci. 6, 2278-2289 (1986).
- Kimmel, C. B., Westerfield, M., Edelman, G. M., Gall, W. E., Cowan, W. M. Primary neurons of the zebrafish. Signals and Sense: Local and Global Order in Perceptual Maps. , 561-588 (1990).
- Metcalfe, W. K., Myers, P. Z., Trevarrow, B., Bass, M. B., Kimmel, C. B. Primary neurons that express the L2/HNK-1 carbohydrate during early development in the zebrafish. Development. 110 (2), 491-504 (1990).
- Rossi, C. C., Kaji, T., Artinger, K. B. Transcriptional control of Rohon-Beard sensory neuron development at the neural plate border. Dev Dyn. 238, 931-943 (2009).
- Lewis, K. E., Eisen, J. S. From cells to circuits: development of the zebrafish spinal cord. Progress in Neurobiology. 69 (6), 419-449 (2003).
- Reimer, M. M., et al. Dopamine from the brain promotes spinal motor neuron generation during development and adult regeneration. Dev Cell. 25 (5), 478-491 (2013).
- Lambert, A. M., Bonkowsky, J. L., Masino, M. A. The conserved dopaminergic diencephalospinal tract mediates vertebrate locomotor development in zebrafish larvae. J Neurosci. 32 (39), 13488-13500 (2012).
- Westerfield, M. . The zebrafish book. A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio). , (1995).
- Oesterle, A. . Pipette Cookbook 2015 P-97 & P-1000 Micropipette pullers. , (2015).
- Spitzer, N. C. The ionic basis of the resting potential and a slow depolarizing response in Rohon-Beard neurons of Xenopus tadpoles. J Physiol. 255 (1), 105-135 (1976).
- Higashijima, S., Hotta, Y., Okamoto, H. Visualization of cranial motor neurons in live transgenic zebrafish expressing green fluorescent protein under the control of the islet-1 promoter/enhancer. J Neurosci. 20, 206-218 (2000).
- Blader, P., Plessy, C., Strahle, U. Multiple regulatory elements with spatially and temporally distinct activities control neurogenin1 expression in primary neurons of the zebrafish embryo. Mech Dev. 120, 211-218 (2003).
- Palanca, A. M., et al. New transgenic reporters identify somatosensory neuron subtypes in larval zebrafish. Dev Neurobiol. 73, 152-167 (2013).
- Flanagan-Street, H., Fox, M. A., Meyer, D., Sanes, J. R. Neuromuscular synapses can form in vivo by incorporation of initially aneural postsynaptic specializations. Development. 132, 4471-4481 (2005).
- Arkhipova, V., Wendik, B., Devos, N., Ek, O., Peers, B., Meyer, D. Characterization and regulation of the hb9/mnx1 beta-cell progenitor specific enhancer in zebrafish. Dev Biol. 365, 290-302 (2012).
- Balciunas, D., Davidson, A. E., Sivasubbu, S., Hermanson, S. B., Welle, Z., Ekker, S. C. Enhancer trapping in zebrafish using the Sleeping Beauty transposon. BMC Genomics. 5 (1), 62 (2004).
- Meng, A., Tang, H., Ong, B. A., Farrell, M. J., Lin, S. Promoter analysis in living zebrafish embryos identifies a cis-acting motif required for neuronal expression of GATA-2. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 94, 6267-6272 (1997).
- Menelaou, E., McLean, D. L. A gradient in endogenous rhythmicity and oscillatory drive matches recruitment order in an axial motor pool. J Neurosci. 32, 10925-10939 (2012).
- Rohrbough, J., Pinto, S., Mihalek, R. M., Tully, T., Broadie, K. latheo, a Drosophila gene involved in learning, regulates functional synaptic plasticity. Neuron. 23 (1), 55-70 (1999).
- McKeown, K. A., Moreno, R., Hall, V. L., Ribera, A. B., Downes, G. B. Disruption of Eaat2b, a glutamate transporter, results in abnormal motor behaviors in developing zebrafish. Dev Biol. 362 (2), 162-171 (2012).
- Carmean, V., et al. pigk mutation underlies macho behavior and affects Rohon-Beard cell excitability. J Neurophysiol. 114 (2), 1146-1157 (2015).
