A surgical procedure was developed to deliver mammary tumor cells to the murine liver via portal vein injection. This model permits investigation of late stages of liver metastasis in a fully immune competent host, including tumor cell extravasation, seeding, survival, and metastatic outgrowth in the liver.
乳腺癌是全世界妇女癌症相关死亡的主要原因。肝转移是参与乳腺癌转移的病例的30%以上,并导致仅为4.8中位生存率不良后果 – 15个月。乳腺癌转移的电流啮齿动物模型,包括原发性肿瘤细胞异种移植物和自发肿瘤模型,很少转移到肝脏。心内和脾内注射模型并导致肝脏转移,但这些模型可以通过二级伴随现场转移混淆,或免疫力受损,由于切除脾脏,以避免在注射部位肿瘤的生长。以解决需要改进的肝脏转移模型,鼠门静脉注射方法,该方法首先和直接将肿瘤细胞到肝脏的开发。该模型提供了肿瘤细胞向肝脏而不在其他器官或取出脾脏并发转移并发症。该选择在注射部位以控制失血10微升,≥32号针头,和止血纱布 – imized门静脉协议使用5的小注射体积。在Balb / c小鼠通过关于变转移潜能测试了三款同基因乳腺肿瘤行门静脉注射的方法;高转移性4T1细胞,温和转移性D2A1细胞和低转移性D2.OR细胞。在〜20中的等待时间的≤10,000个细胞/注射的结果的浓度 – 40天的肝转移具有较高转移性4T1和D2A1线的发展,而对于不太积极D2.OR线>55天。这个模型是一个重要的工具,以乳腺癌转移研究到肝脏,并且可以适用于频繁转移至肝脏,包括结肠直肠癌和胰腺癌等癌症。
乳腺癌转移至肝
肝脏是乳腺癌转移的一个共同的部位,骨和肺1-3沿。乳腺癌患者肝转移是非常差的结果4,5独立的预后因素,如乳腺癌患者肝转移范围中位生存期从4.8至15个月6-9。与此相反,乳腺癌患者的肺或骨转移有9至27.4个月8,9和16.3〜56个月8,10-12,分别平均存活率。转移是一个多步骤的过程,称为转移级联,这与在原发肿瘤的肿瘤细胞的传播的开始与患者的死亡率因远处器官13-15中循环的肿瘤细胞的播种和生长结束。转移的啮齿动物模型已经表明,转移级联是非常低效的,只有0.02 – 10%的循环肿瘤细胞建立显性转移16,17。转移性低效的一个主要瓶颈是由唯一的组织微环境在辅助站点决定的,称为转移性龛18,突出理解位点特异性转移的重要性。转移性利基是唯一的复发的部位,并且,在部分,其特征在于由不同的细胞外基质蛋白19,20的沉积,各种免疫细胞群21-23的渗透,和改变的组织稳态包括失调生产大量细胞因子,趋化因子和生长因子15,18,24,25。因此,组织特异性转移利基的理解之前的如何定位转移性疾病的认识。然而,肝转移的可靠的模型所缺乏的。此外,改进的肝转移模型将是识别用于乳腺癌患者的Wi新颖目标和有效的治疗方法必需日肝转移。
建立的模型,以乳腺癌转移研究肝
目前可用的模型来研究乳腺癌转移到肝脏包括在免疫缺陷小鼠的人肿瘤细胞异种移植物。这些模型通常使用充分研究的人乳腺癌细胞系如MCF-7和MDA-MB-231和裸体,RAG1 – / –或SCID免疫缺陷鼠主机26-29。异种移植模型提供涉及人来源癌细胞系的优点,但是,在转移30-32和在治疗性33-35给出了免疫细胞的最近升值,转移在一个完全的免疫感受态宿主的研究是至关重要的。模型来研究乳腺癌转移到在免疫活性宿主的肝脏包括原位注射同基因的肿瘤细胞( 例如 ,4T1和D2A1细胞系)的到乳腺脂肪垫,有或没有外科切除原发肿瘤和转移36-38的后续评估。值得注意的是,肝转移从原位移植模型的速率是非常低的或相对于其他转移部位,如肺39,40不存在的,或者是建立肺转移后发生,肝特异性转移37,39的研究并发。
从自发遗传工程乳腺癌模型肿瘤外植体可以被重新注入到幼稚主机作为同基因肿瘤细胞的乳腺脂肪垫。例如,最近有报道,从K14 的Cre ECAD F / F P53 F / F小鼠自发性肿瘤哪个型号浸润性小叶乳腺癌,肿瘤发展原位时注入野生型主机。下列手术切除这些肿瘤一旦达到15 mm 2时,小鼠的18%发展为肝脏转移40,41。第三种方法来模拟肝转移开发前景自发转移在遗传工程小鼠。迄今为止,这很容易扩散到肝脏乳腺癌转移的自发小鼠模型的报告是少见。例外情况包括H19-IGF2,p53的FP / FP MMTV-Cre重组酶的Wap-Cre重组酶和K14 的Cre ECAD F / F P53 F / F遗传工程小鼠模型,其中肝转移小鼠的比例很低开发38,41- 43。因此,虽然基因工程小鼠模型有助于转移级联,提供强大的临床相关模型的各个阶段的研究中,他们是有限的,由于肝转移38的低利率。
几个转移模型绕过转移级联的初始步骤包括从原发肿瘤和血管内的肿瘤细胞的传播。这些模型允许调查的后续步骤转移级联,从外渗到二级站点建立肿瘤。的intracardiac喷射模型提供肿瘤细胞进入左心室,它通过主动脉瘤细胞分配到循环系统。心内注射需要注射部位或其他成像方式,如荧光素酶的生物发光的超声引导下的成像标记为细胞,以确认成功的注入。通过左心室肿瘤细胞注射可能导致骨,脑,肺,和/或肝脏转移,除其他器官44-48。因为多器官转移,这些小鼠经常需要公开肝转移显影之前进行安乐死,否定充分调查肝脏内的转移性生长的能力。该多部位转移的发展显著最小化的另一种方法是在脾内注射模型。脾内注射经由与肠系膜上静脉联接成为门静脉49,50脾静脉提供肿瘤细胞。动物可以outgr被监控owth在肝脏转移性病灶因为其他部位形成转移的是罕见的,并且作为结果,动物的总体健康状况被保持49,50。然而,要注意的是,脾内模型要求脾切除,以避免脾肿瘤49,50是很重要的,一个过程,影响免疫功能。例如,心肌缺血再灌注损伤的特征在于的Ly6C +单核细胞亚群,从脾脏起源和是缺血51,52伤口愈合过程中负责吞噬细胞和蛋白水解活性的浸润。与脾切除,有在单核细胞群体所观察到的减少了有助于伤口愈合52。另外,脾切除已显示减少原发肿瘤的生长和肺转移的非小细胞肺癌模型中,特别是通过在循环内和肿瘤CCR2 +细胞CD11b +的Ly6C +单核髓的数量减少ID细胞53。另外,脾切除以下结肠癌细胞的脾内注射导致肠系膜淋巴结和肝转移升高54抗肿瘤自然杀伤细胞的水平降低。总之,这些发现表明,脾切除与转移性细胞命运随后后果损害免疫系统的作用。
肝转移的门静脉注入模型
调查乳腺癌转移到肝脏在完全的免疫感受态宿主,其中小鼠不损害由于多器官转移的条件下,门静脉注射模型。静脉内注射模型此前已用于研究的大肠癌55,56和黑素瘤16细胞系肝转移;在这里,我们描述了门静脉注射的应用同基因乳腺肿瘤细胞转移模型。该模型可用于研究转移级联的后期阶段,包括乳腺癌细胞外渗和播种,关于死亡/增殖/休眠肿瘤细胞命运的决定,并生长成显性病变。在这种模式下,同基因乳腺肿瘤细胞系通过免疫活性的Balb / c雌性小鼠的门静脉,即首先和直接将肿瘤细胞到肝脏不除去脾脏的方法注入。为了开发这种模式,利用被雇用的范围内的转移能力,从低到高四乳腺肿瘤细胞系:D2.OR,D2A1和4T1,并采用D2A1标记的绿色荧光蛋白(D2A1-GFP),以探讨肿瘤细胞注射后早期的时间点。 4T1是从410.4肿瘤,在一个MMTV +的Balb / c雌性小鼠36,37自发产生和转移至肺,肝,脑,和骨从乳房脂肪垫的原发性肿瘤39,57,58衍生的高转移性细胞系。 D2A1肿瘤细胞WERE也最初从D2的增生的肺泡结节细胞移植之后在一个只Balb / c主机引起的自发乳腺肿瘤衍生的,并证实为从原发肿瘤转移至肺59,60。 D2.OR肿瘤细胞是一种非转移性姐姐线到D2A1线,虽然他们逃脱原发肿瘤及辅助站点到达时,他们很少建立远处转移60,61。
另外,为了避免使用通常用于疼痛管理的药物包括非甾体类抗炎药(NSAIDs)期间或之后的手术过程是重要的。的NSAIDs有在某些乳腺癌62-65的抗肿瘤活性,和NSAID的一些类增加肝66,67的风险,潜在地损害肝脏转移的研究和肝转移利基。此外,研究表明,NSAIDs的直接影响组织的微环境,降低亲转移性分机racellular基质蛋白肌腱蛋白-C 68和纤维状胶原62,65。可替代地,使用阿片样物质衍生物,丁丙诺啡,被使用,因为其在啮齿类动物疼痛管理69功效由于缺乏证据和阿片类具有抗肿瘤活性的70。这个门静脉注射模型为5小注射体积优化 – 10微升,以避免对肝造成不必要的损害。该模型也被优化,以包括具有较小直径(≥32表压),利用止血纱布的立即注射的过程中,以减少失血以下针。相对于这些优化注射参数,细胞数目应的个体基础上确定,基于所述细胞系的致瘤潜力。但是,建议开始≤10,000个细胞/注射长期研究。对于更短的端点( 例如,24小时后注射)相当多的肿瘤细胞( 例如 ,1×10 5 -如有必要1×10 6个 ),可以使用。总之,这里详述的门静脉注射模型表示为乳腺癌转移到肝脏研究的有用的工具和规避其他一些肝转移模型的局限性。这种模式有利于肿瘤细胞外渗,播种,免疫小鼠主管主机存活,增殖和休眠和转移性生长早期的命运决定的研究。
在Balb / c小鼠门静脉注射模型允许乳腺癌病灶的研究中在没有混杂多器官转移的肝脏,并在充分的免疫感受态宿主。我们的协议是允许进入门静脉对肿瘤细胞的直接注射到肝16,55,56先前公布的外科手术过程的进步。我们已经取得一个进步是显著减少注射肿瘤细胞的数量从≥1×10 5细胞/注射16,55,56降至≤万肿瘤细胞/注射。我们还扩展为乳腺癌转移到肝脏的研究模型。使用该协议,与已知的转移两个可能乳癌细胞系开发具有更短的延迟肝转移比更静态的乳腺肿瘤细胞系。此外,在早期时间点,肿瘤细胞在整个肝实质作为单个CE的单个或一小群分布肿瘤细胞注射后LLS。该模型有望解决转移效率问题,包括肿瘤细胞外渗,细胞存活,休眠,和增殖 – 有助于微转移和公开转移性疾病的肝脏中发展的所有表型。
考虑之前发起的研究门静脉注射方案的许多方面是很重要的。强烈建议小心决定细胞系,细胞浓度,总细胞数,和基于较小探索性研究兴趣端点。另外,使用的免疫能干主机和同基因细胞系是对于理解宿主 – 肿瘤细胞相互作用至关重要。新开发的“发光头”小鼠表达EGFP和荧光素酶从垂体前叶是用于消除宿主反应外感EGFP和荧光素酶的重要工具,蛋白质经常用来标记乳腺肿瘤系75 </sup>。在“发光的头”鼠标和同系的使用标记的肿瘤细胞会方便识别单个细胞播散和微转移灶免疫组化,而不对绿色荧光蛋白或荧光素酶炎症反应的关注。同样,强烈建议仔细选择疼痛管理策略,以确保最小抗或药物治疗方案有利于肿瘤的影响。在这个协议中的关键步骤包括:整个手术无菌维护条件,确保感染不会发生,因为这会混淆任何结果。同样重要的是,该针被适当地放置在门静脉,以确保肿瘤细胞被递送到肝脏。践行着染料如墨汁的协议将有助于这个问题。在皮肤切口部位肿瘤的生长发生不当针的位置的最佳指标。最后,这是至关重要的来自门静脉血液损失充分控制,并且停止向suturi完全事先纳克动物。使用止血纱布的大大削弱来自门静脉注射后不受控制失血的风险。在我们手中,由于从门静脉注射后失血程序相关的死亡率从30%降低到小鼠2%与使用止血纱布。
值得注意的是,门静脉注射模型不复制的充分转移级联是很重要的,但不限于肿瘤细胞外渗,肿瘤细胞小生境相互作用以下外渗和肿瘤生长研究。模型准确复制的充分转移级联到肝脏,如发生在患者中,迫切需要。门静脉注射模型的一个额外的限制是,它是由手术的主机上的冲击混淆,与已知影响疾病的进展76,77伤口愈合。
门静脉注入模型代表了其他注射的改进模型来研究肝转移,包括心内和脾内的机型。具体地,门静脉注射模型允许更大范围的疾病进展比心内模型,这通常是由在其他组织中伴随转移限制的研究。此外,门静脉模型不被取出脾脏复杂的,因为在脾内模型完成。
门静脉注射模型可以证明对于肝转移研究一般的有用工具。肝转移是腺癌转移的最频繁的部位整体,在胰腺癌特别高率(转移85%的肝),结肠和直肠的腺癌(> 70%),以及胃和食管(> 30 %)1。虽然胰腺癌和结肠癌腺癌的自发和原位原发肿瘤模型更容易转移到肝脏78,79,门静脉注入模型可以提供图片E要了解这些癌症的转移过程中肿瘤细胞的控制下交付有用允许生物化学,分子和组织学评估,在肿瘤细胞后到达指定的时间。总之,门静脉注射模型表示对乳腺癌的可用肝转移模型的一个重要改进,并且通常还可以是适用于肝转移字段。
The authors have nothing to disclose.
The authors would like to acknowledge Alexandra Quackenbush for assisting with surgical procedures during filming of the video protocol, Hadley Holden for histological support, Sonali Jindal for input on tumor and liver pathology during method development, and Breanna Caruso for critical review of the manuscript. The D2A1 and D2.OR mammary tumor cells were a gift from Dr. Ann Chambers, the D2A1-GFP tumor cells were a gift from Dr. Jeffrey Green, and the 4T1 tumor cells were a gift from Dr. Heide Ford. The OHSU Advanced Light Microscopy Core at the Jungers Center was utilized for imaging. The work included in this manuscript includes funding from NIH/NCI NRSA F31CA186524 (to ETG) and NIH/NCI 5R01CA169175 (to PS).
1 ml Syringe w/ 26-gauge Needle | BD Syringe | 309597 | For subcutaneous buprenorphine injection; use caution, sharp |
Alcohol Prep Pads | Fisher Scientific | 06-669-62 | For cleaning of abdomen prior to surgical incision |
All Purpose Sponges, Sterile | Kendall | 8044 | 4" x 4", use dipped in sterile saline to keep large and small intestines protected and hydrated during surgery |
Artificial Tears | Rugby | 370114 | Mineral oil 15%, white petrolatum 83%; use to protect eyes during surgery |
Buprenorphine HCl, 0.3 mg/ml | Mfg. by Reckitt Benckiser | NDC-12496-0757-1 | Use at 0.05 – 0.1 mg/kg body weight, 1-2x daily for 72 hours, injected subcutaneously |
Bupivacaine HCl, 0.5% (5 mg/ml) | Mfg. by Humira Inc | NDC-04091163-01 | Use at 0.5%, 1x immediately after surgery, 10 ul injected subcutaneously at incision site |
anti-CD45 antibody | BD Pharmingen | 550539 | Use in multiplex immunofluorescence to exclude leukocytes in identification of metastatic foci |
Celox™ Rapid Hemostatic Gauze | Medtrade Products Ltd. | FG08839011 | Cut into 5mm² pieces, use to stop blood flow out of the portal vein with pressure following injection |
Chemical Depilatory | Use to remove hair from surgical area; multiple suppliers | ||
Chlorhexidine, 2% Solution | Vet One | 1CHL008 | Use caution, do not get chlorhexidine in mucous membranes or ears of the mouse |
anti-CK18 antibody | Abcam | ab53118 | Use in multiplex immunofluorescence to identify metastatic foci |
Cotton Tipped Applicators, Sterile | Fisher Scientific | 23-400-114 | 6" Wooden Shaft 2 pc/envelope |
DMEM, High-Glucose | HyClone | SH30243.01 | Cell culture media base for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines |
Dry Glass Bead Sterilizer | Use between surgeries to sterilize stainless steel tools, use caution, extremely hot; multiple suppliers | ||
Ethanol, 70% solution | Use caution flammable; use to clean surgical area as needed; multiple suppliers | ||
Fetal Bovine Serum | HyClone | SH30071.03 | Cell culture media additive for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines, use at 10% in DMEM high glucose |
Gauze, Sterile | Kendall | 2146 | 2" x 2", use dipped in chlorhexidine 2% solution for cleaning of abdomen prior to surgical incision |
anti-Green Fluorescent Protein antibody | Vector Laboratories | BA0702 | Use to stain for GFP tagged D2A1 or other mammary tumor cell lines |
L-Glutamine 200 mM (100X) | Gibco | 25030-081 | Cell culture media additive for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines, use at 2 mM (1x) in DMEM high glucose |
Heating Pad, x2-3 | Use to maintain body heat during surgery and recovery; multiple suppliers | ||
Hemocytometer | Hausser Scientific | 1483 | For use in cell culture to count cells |
Hemostatic Forceps | Stainless steel; multiple suppliers | ||
anti-Heppar-1 antibody | Dako | M7158 | Use in multiplex immunofluorescence to exclude hepatocytes in identification of metastatic foci |
Insulin Syringe, 0.3 ml, 29-gauge | BD | 324702 | For bupivacaine injection at suture site; use caution, sharp |
Isoflurane | Piramal | NDC-66794-017-25 | Administered at 2.5% |
Isoflurane Vaporizer | VetEquip | 911103 | Use caution, vaporizes anesthetic gases |
Light Source | Use for visualizing the surgical field; multiple suppliers | ||
Neutral buffered formalin, 10% | Anatech Ltd. | 135 | Use caution, toxic; use as a tissue fixative for metastasis endpoints and assesment of metastatic burden by histology |
Opal™ 4-color fIHC kit | PerkinElmer, Inc. | NEL794001KT | Use for multiplex immunofluorescence of Heppar-1/CD45/CK18 to detect metastases in murine liver |
Operating Scissors | Stainless steel; use caution, sharp; multiple suppliers | ||
Penicillin/Streptomycin, 100x | Corning | 30-002-Cl | Cell culture media additive for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines, use at 1x in DMEM high glucose |
Phosphate-buffered Saline | Use at 1x for resuspending tumor cells prior to injection, multiple suppliers | ||
Removable Needle Syringe, 25 ul, Model 1702 | Hamilton | 7654-01 | For portal vein injection; use caution, paricularly while working with tumor cell-loaded needles, sharp when needle is attached |
Scalpel handle | Stainless steel; multiple suppliers | ||
Scalpel blade, #15 | Carbon steel, sterile, size 15; multiple suppliers | ||
Small Hub Removable Needles, 32-gauge | Hamilton | 7803-04 | For portal vein injection, 1" length, point style 4, 12°angle, 33- to 34-gauge reusable needles can also be used; use caution, paricularly while working with tumor cell loaded needles, sharp |
Sodium Hypochlorite | Use caution, corrosive; use at 10% to disinfect workspace and surfaces, multiple suppliers | ||
Sterile Saline | Fisher Scientific | BP358-212 | 0.9% NaCl solution; alternatively, can be homemade and sterile filtered |
Surgical Gloves, Sterile | Multiple suppliers | ||
Sutures, Sterile | Ethicon | J310H | 4-0 27" coated vicryl w/ 22 mm 1/2c taper ethalloy needle; use caution, sharp |
Table Top Portable Anesthesia Machine | VetEquip | 901801 | Use with isoflurane vaporizer for mouse anesthesia |
Thumb Dressing Forceps | Stainless steel, serrated, blunted; multiple suppliers | ||
Towel Drapes, Sterile | Dynarex | 4410 | 18" x 26", to cover heating pad and provide a sterile workspace during surgery |
Trypan Blue | Life Technologies | T10282 | For use in cell culture to assess viability, use 1:1 with cells in 1x PBS |
Trypsin/EDTA, 0.05% (1x) | Gibco | 25300-054 | Use in cell culture to detach tumor cells from tissue culture plates |