Summary

Приготовление и применение Органотипической тимуса срез культуры

Published: August 06, 2016
doi:

Summary

Описано получение тимуса срезов, которые, в сочетании с проточной цитометрии, могут быть использованы для моделирования позитивной и негативной селекции развития Т-клеток. Тимуса ломтики также могут быть адаптированы для на месте анализа тимоцитов миграции, локализации и сигнализации с помощью иммунофлуоресценции и двухфотонной микроскопии.

Abstract

Тимуса продолжается отбор в уникальной и высоко организованной тимуса микросреды приводит к генерации функционального, само толерантные Т – клеточного репертуара. В пробирке модели для изучения T коммитирование и развития предоставили ценную информацию в этом процессе. Тем не менее, эти системы не имеют полную трехмерную тимуса среду , необходимую для развития Т – клеток и, следовательно, являются неполными аппроксимации тимуса селекции в естественных условиях. Некоторые из проблем , связанных с развитием моделирования Т – клеток может быть преодолена путем использования в моделях на места , которые обеспечивают интактного тимуса микросреду , который полностью поддерживает тимуса выбор развивающихся Т – клеток. Тимуса культуры ломтик органотипической дополнение к существующим методам в точке. Тимуса ломтики сохранить целостность тимуса коркового и мозгового регионов и обеспечить платформу для изучения развития накладными тимоцитах определенной стадии развития или эндогенного Т сгезов внутри зрелого тимуса микросреды. Учитывая способность генерировать ~ 20 срезов на мышь, тимуса ломтики представляют собой уникальное преимущество с точки зрения масштабируемости для высокопроизводительных экспериментов. Кроме того, относительная легкость в создании тимуса срезов и потенциал для наложения различных подмножеств тимуса или других клеточных популяций из разных генетических фонов повышает универсальность этого метода. Здесь мы опишем протокол для подготовки тимуса срезов, изоляции и наложения тимоцитов и диссоциации тимуса срезов для анализа проточной цитометрии. Эта система также может быть адаптирована для изучения развития нетрадиционного Т-клеток, а также визуализировать тимоцитов миграции, тимоцитов-стромальных взаимодействий клеток и TCR сигналов, связанных с вилочковой селекции с помощью двухфотонной микроскопии.

Introduction

Т – клетки дифференцируются через ряд промежуточных развития в тимусе , во время которого они сталкиваются несколько контрольно – пропускных пунктов , которые обеспечивают формирование функциональной, само толерантные Т – клеточного репертуара 1-3. Положительный отбор способствует выживанию тимоцитов с рецепторами Т – клеток (TCR) , способных распознавать, с низкой до умеренной аффинностью, пептида , представленные главного комплекса гистосовместимости (MHC молекул) на корковых тимуса эпителиальных клеток (CTEC) 2,3. Отрицательный отбор и развитие клеток регуляторных Т (Т р) способствовать созданию аутотолерантности через ликвидацию или утечки тимоцитов , которые сильно реагируют на само-пептида , представленного MHC 2,4. Незрелые CD4 + CD8 + двойной положительный (DP) тимоцитов выражения ТКО , которые проходят процесс отбора дифференцируются в зрелые субпопуляции Т – клеток, большинство из которых являются MHC класса I-ограниченный CD8 + цитотоксическихили МНС класса II с ограничением CD4 + хелперов одиночных положительных (SP) Т – клетки, перед выходом из тимуса выполнять эффекторные функции во вторичных лимфоидных органах 1-3.

Добавление к сложности развития Т – клеток является динамическая миграция и клеточные столкновения развивающихся тимоцитов в рамках всей сети стромальных клеток 5-9. Эти стромальные клетки играют различные роли в развитии тимоцитов и дифференциально распределены между тимуса коркового и мозгового регионов , где положительные и отрицательные отбор происходят 10. Хотя положительный отбор происходит в основном в коре головного мозга, есть накопление доказательств того, что DP тимоциты мигрируют в костный мозг и продолжают требовать сигналов TCR, прежде чем они дифференцируются в зрелые Т-клетки, предполагающих, что продолговатый может предоставлять дополнительные сигналы, необходимые для завершения положительного отбора и линии дифференциация 11,12. В дальнейшем,несмотря на наличие специализированных медуллярных тимуса эпителиальных клеток (Mtec) , которые выражают и присутствующих тканей с ограничением антигенов , способствующих удаления аутореактивных тимоцитов 13,14, большая часть негативной селекции происходит в коре головного мозга в ответ на Повсеместно выражали себя пептид , представленный дендритные клетки 15,16. Таким образом, точные модели развития Т-клеток должны обеспечивать высокоорганизованной тимуса микросреду, с неповрежденной коркового и мозгового областей, что облегчает взаимодействие между тимоцитов и стромальных клеток, а также поддерживает миграцию тимоцитов, как эти клетки подвергаются позитивной и негативной селекции.

В дополнение к экс виво анализ тимоцитов в качестве средства изучения позитивной и негативной селекции, ряд ин витро, на месте, и в естественных условиях модели развития Т – клеток, были разработаны 17-22. Это было известно, трудно резюмироватьположительный выбор в пробирке, но сокультивирования популяций стволовых клеток или предшественников Т – клеток с стромальных клеток , экспрессирующих лиганд Notch, в частности OP9-DL1 4 клеток /, имеет возможность поддерживать T коммитирование и ограниченный положительный выбор делает его незаменимым в пробирке модель для исследование развития Т – клеток 23-25. Ограничения этой системы, однако, включают в себя тот факт, что эти клетки лишены уникальной обработки пептидный машины нашли в вилочковой стромальных клеток и трехмерную тимуса микросреду.

Хотя технически более громоздким, на месте и в естественных условиях модели тимуса отбора могут преодолеть некоторые из барьеров , связанных с системами в пробирке. Перегруппировываться тимуса культуры органов (РИПЦ) содержат определенные смеси тимоцитов и тимуса стромальных клеток 18,26,27. Эти тимуса эпителиальные reaggregates клеток поддерживать экспрессию класса I и II MHC и может поддерживать developmeнт как обычных подмножеств Т-клеток, но все еще не имеют определенные коркового и мозгового структур. Эмбрионального тимуса органной культуры (FTOC) является популярной моделью развития Т – клеток , которые могут быть посеяны с тимоцитов через висячей капле культуры lymphodepleted тимуса долей или через инъекции тимоцитов в lymphoreplete тимуса долей и поддерживать эффективное развитие CD4 + и CD8 + T клетки с течением времени в культуре 18,28-31. В начала культивирования эмбриональных тимуса долей существует недостаток mTECs, но определенные коркового и мозгового структуры могут развиваться с течением времени в зависимости от условий. Важным моментом является то, что эта модель может преимущественно поддерживать плода по сравнению с развитием взрослых Т-клеток. Наконец, внутритимусной инъекция определенных предшественников тимуса у взрослых мышей является технически сложной задачей, но очевидно, обеспечивает среду для поддержки Развитие Т – клеток в естественных условиях. Они на месте и в естественных условиях модели являются отличными инструментами то развитии исследования Т-клеток и их использование должно рассматриваться на основе эксперимента, по-эксперимента.

Тимуса ломтики, тем не менее, в последнее время появились в качестве универсального, комплементарной модели для исследования тимуса выбор на месте с возможностью размещения уникальной, сложной и в целом выше экспериментов пропускной способности . Тимуса ломтики сохранить целостность коркового и мозгового вещества регионов и обеспечить основу для стромальных клеток , которая поддерживает миграцию тимоцитов в процессе развития, а также эффективной позитивной и негативной селекции 11,32-39. Тимоцитов подмножества добавлены на вершине тимуса ломтиками мигрируют в ткани и их соответствующей нише микросреды 34,37. Накладываемого тимоцитов можно отличить от тимуса срезов эндогенных клеток с помощью конгенных маркеров или флуоресцентных меток и может поддерживаться в культуре в течение нескольких дней. Тимуса срез органотипической культуры могут быть использованы для изучения различных аспектовразвития Т-клеток, включая отбор тимуса, поведение тимоцитов (миграция и клеточных взаимодействий), а также локализации тимоцитов, среди других. Учитывая способность генерировать ~ 20 тимуса ломтиков на мышь, масштабируемость экспериментов , как правило , больше , чем другие в моделях натурных тимуса селекции. Хотя подготовка тимуса срезов требует специального оборудования, такого как vibratome, а срок службы тимуса срезов в культуре ограничено из-за потери клеток с течением времени через гибель клеток и отсутствие инкапсулирования мембраны, тимуса срезы обеспечивают отличную модель для анализа тимуса выбора синхронизированных популяций тимоцитов в зрелом тимуса микросреды. Здесь мы опишем приготовление тимуса срезов (включая заготовки тимус, агароза вложение тимуса долей и vibratome секционирования внедренного ткани), выделение и наложение тимоцитов и диссоциации тимуса срезов для анализа проточной цитометрии.

Protocol

Протоколы для всех исследований на животных были одобрены Комитетом по уходу за животными в Центре де Recherche – Hôpital Maisonneuve-Шиллер. 1. Заготовка мыши Thymus по подготовке тимуса Ломтики и одноклеточных суспензий Эвтаназии мышь с CO 2 с последующим смещением шейных позвонков. …

Representative Results

Тимуса анализ поддержки ломтиков различных аспектов развития Т-клеток, таких как позитивной и негативной селекции. Для успешных экспериментов, качество тимуса среза имеет первостепенное значение. Таким образом, тимуса срезы следует изучить , чтобы гаранти?…

Discussion

Здесь мы опишем протокол для подготовки тимуса срезов и репрезентативных результатов эффективной позитивной и негативной селекции накладным предварительного отбора I-ограниченный TCR трансгенных тимоцитов класса MHC с помощью проточной цитометрии. Эта система была использована с таки…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We would like to thank Marilaine Fournier for her comments on the manuscript and Josée Tessier for technical assistance. C57BL/6-Tg (OT-I)-RAG1<tmMom> #4175 were obtained through the NIAID Exchange Program, NIH. Support for this research is provided by a grant from the SickKids Foundation and CIHR-IHDCYN (NI15-002), an operating grant from the CIHR-III (MOP-142254), and start-up funds from the FRQS (Établissement de jeunes chercheurs) and Hôpital Maisonneuve-Rosemont Foundation to HJM. HJM is a junior 1 scholar of the FRQS, a CIHR New Investigator (MSH-141967), and a Cole Foundation Early Career Transition award recipient.

Materials

Vibratome Leica Biosystems VT1000S 
NuSieve GTG Agarose Lonza 50080 Low melting temperature agarose
Embedding Mold (Truncated – T12) Polyciences 18986 22mm x 22mm square, truncated to 12mm x 12mm
Double Edge Prep Blades Personna 74-0002
Tissue Adhesive 3M  1469SB
0.4 µm Cell Culture Inserts  BD Falcon 353090 Of several brands tested, these maintained the cells atop the slices the best
Dulbecco's Phosphate-Buffered Saline ThermoFisher 21600-010
RPMI-1640 with L-glutamine Wisent 350-000-CL
Fetal Bovine Serum Wisent 080-110 Heat inactivated
L-Glutamine, 200mM Wisent 609-065-EL
Penicillin/Streptomycin, 100X Wisent 450-201-EL
2-Mercaptoethanol Alfa Aesar A15890
15 ml Tenbroeck Tissue Grinders Wheaton 357426
Nylon Mesh Filter Component Supply U-CMN-255
Microcentrifuge Tube Sample Pestle Bel-Art F19922-0000
40 µm Nylon Cell Strainer BD Falcon 352340
Forceps Inox Tip Dumont  RS-5047 Fine tip curved forceps, size .17 X .10mm 
Micro Forceps Dumont  RS-5090 

References

  1. Carpenter, A. C., Bosselut, R. Decision checkpoints in the thymus. Nat Immunol. 11, 666-673 (2010).
  2. Starr, T. K., Jameson, S. C., Hogquist, K. A. Positive and negative selection of T cells. Annu Rev Immunol. 21, 139-176 (2003).
  3. Vrisekoop, N., Monteiro, J. P., Mandl, J. N., Germain, R. N. Revisiting thymic positive selection and the mature T cell repertoire for antigen. Immunity. 41, 181-190 (2014).
  4. Stritesky, G. L., Jameson, S. C., Hogquist, K. A. Selection of self-reactive T cells in the thymus. Annu Rev Immunol. 30, 95-114 (2012).
  5. Bousso, P., Bhakta, N. R., Lewis, R. S., Robey, E. Dynamics of thymocyte-stromal cell interactions visualized by two-photon microscopy. Science. 296, 1876-1880 (2002).
  6. Takahama, Y. Journey through the thymus: stromal guides for T-cell development and selection. Nat Rev Immunol. 6, 127-135 (2006).
  7. Halkias, J., Melichar, H. J., Taylor, K. T., Robey, E. A. Tracking migration during human T cell development. Cell Mol Life Sci. 71, 3101-3117 (2014).
  8. Yin, X., Chtanova, T., Ladi, E., Robey, E. A. Thymocyte motility: mutants, movies and migration patterns. Curr Opin Immunol. 18, 191-197 (2006).
  9. Ladi, E., Yin, X., Chtanova, T., Robey, E. A. Thymic microenvironments for T cell differentiation and selection. Nat Immunol. 7, 338-343 (2006).
  10. Klein, L., Kyewski, B., Allen, P. M., Hogquist, K. A. Positive and negative selection of the T cell repertoire: what thymocytes see (and don’t see). Nat Rev Immunol. 14, 377-391 (2014).
  11. Ross, J. O., et al. Distinct phases in the positive selection of CD8+ T cells distinguished by intrathymic migration and T-cell receptor signaling patterns. Proc Natl Acad Sci U S A. 111, E2550-E2558 (2014).
  12. Hu, Z., Lancaster, J. N., Sasiponganan, C., Ehrlich, L. I. CCR4 promotes medullary entry and thymocyte-dendritic cell interactions required for central tolerance. J Exp Med. 212, 1947-1965 (2015).
  13. Anderson, M. S., et al. Projection of an immunological self shadow within the thymus by the aire protein. Science. 298, 1395-1401 (2002).
  14. Takaba, H., et al. Fezf2 Orchestrates a Thymic Program of Self-Antigen Expression for Immune Tolerance. Cell. 163, 975-987 (2015).
  15. McCaughtry, T. M., Baldwin, T. A., Wilken, M. S., Hogquist, K. A. Clonal deletion of thymocytes can occur in the cortex with no involvement of the medulla. J Exp Med. 205, 2575-2584 (2008).
  16. Stritesky, G. L., et al. Murine thymic selection quantified using a unique method to capture deleted T cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 110, 4679-4684 (2013).
  17. Anderson, G., Jenkinson, E. J. Review article: thymus organ cultures and T-cell receptor repertoire development. Immunology. 100, 405-410 (2000).
  18. Hare, K. J., Jenkinson, E. J., Anderson, G. In vitro models of T cell development. Semin Immunol. 11, 3-12 (1999).
  19. de Pooter, R., Zuniga-Pflucker, J. C. T-cell potential and development in vitro: the OP9-DL1 approach. Curr Opin Immunol. 19, 163-168 (2007).
  20. Lian, Z., et al. Intrathymically injected hemopoietic stem cells can differentiate into all lineage cells in the thymus: differences between c-kit+ cells and c-kit < low cells. Stem Cells. 15, 430-436 (1997).
  21. Manna, S., Bhandoola, A. Intrathymic Injection. Methods Mol Biol. 1323, 203-209 (2016).
  22. Goldschneider, I., Komschlies, K. L., Greiner, D. L. Studies of thymocytopoiesis in rats and mice. I. Kinetics of appearance of thymocytes using a direct intrathymic adoptive transfer assay for thymocyte precursors. J Exp Med. 163, 1-17 (1986).
  23. Schmitt, T. M., Zuniga-Pflucker, J. C. Induction of T cell development from hematopoietic progenitor cells by delta-like-1 in vitro. Immunity. 17, 749-756 (2002).
  24. de Pooter, R. F., Schmitt, T. M., Zuniga-Pflucker, J. C. In vitro generation of T lymphocytes from embryonic stem cells. Methods Mol Biol. 330, 113-121 (2006).
  25. Dervovic, D. D., Ciofani, M., Kianizad, K., Zuniga-Pflucker, J. C. Comparative and functional evaluation of in vitro generated to ex vivo CD8 T cells. J Immunol. 189, 3411-3420 (2012).
  26. White, A., Jenkinson, E., Anderson, G. Reaggregate thymus cultures. J Vis Exp. (18), (2008).
  27. Anderson, G., Owen, J. J., Moore, N. C., Jenkinson, E. J. Thymic epithelial cells provide unique signals for positive selection of CD4+CD8+ thymocytes in vitro. J Exp Med. 179, 2027-2031 (1994).
  28. Anderson, G., Jenkinson, E. J. Fetal thymus organ culture. CSH Protoc. , (2007).
  29. Mazda, O., Watanabe, Y., Gyotoku, J., Katsura, Y. Requirement of dendritic cells and B cells in the clonal deletion of Mls-reactive T cells in the thymus. J Exp Med. 173, 539-547 (1991).
  30. Ceredig, R., Jenkinson, E. J., MacDonald, H. R., Owen, J. J. Development of cytolytic T lymphocyte precursors in organ-cultured mouse embryonic thymus rudiments. J Exp Med. 155, 617-622 (1982).
  31. Fairchild, P. J., Austyn, J. M. Developmental changes predispose the fetal thymus to positive selection of CD4+CD8 T cells. Immunology. 85, 292-298 (1995).
  32. Bhakta, N. R., Oh, D. Y., Lewis, R. S. Calcium oscillations regulate thymocyte motility during positive selection in the three-dimensional thymic environment. Nat Immunol. 6, 143-151 (2005).
  33. Le Borgne, M., et al. The impact of negative selection on thymocyte migration in the medulla. Nat Immunol. 10, 823-830 (2009).
  34. Ehrlich, L. I., Oh, D. Y., Weissman, I. L., Lewis, R. S. Differential contribution of chemotaxis and substrate restriction to segregation of immature and mature thymocytes. Immunity. 31, 986-998 (2009).
  35. Ueda, Y., et al. Mst1 regulates integrin-dependent thymocyte trafficking and antigen recognition in the thymus. Nat Commun. 3, 1098 (2012).
  36. Dzhagalov, I. L., Chen, K. G., Herzmark, P., Robey, E. A. Elimination of self-reactive T cells in the thymus: a timeline for negative selection. PLoS Biol. 11, e1001566 (2013).
  37. Halkias, J., et al. Opposing chemokine gradients control human thymocyte migration in situ. J Clin Invest. 123, 2131-2142 (2013).
  38. Au-Yeung, B. B., et al. Quantitative and temporal requirements revealed for Zap70 catalytic activity during T cell development. Nat Immunol. 15, 687-694 (2014).
  39. Melichar, H. J., Ross, J. O., Herzmark, P., Hogquist, K. A., Robey, E. A. Distinct temporal patterns of T cell receptor signaling during positive versus negative selection in situ. Sci Signal. 6, (2013).
  40. Hu, Q., Nicol, S. A., Suen, A. Y., Baldwin, T. A. Examination of thymic positive and negative selection by flow cytometry. J Vis Exp. (68), e4269 (2012).
  41. Mombaerts, P., et al. RAG-1-deficient mice have no mature B and T lymphocytes. Cell. 68, 869-877 (1992).
  42. Hogquist, K. A., et al. T cell receptor antagonist peptides induce positive selection. Cell. 76, 17-27 (1994).
  43. Weist, B. M., Kurd, N., Boussier, J., Chan, S. W., Robey, E. A. Thymic regulatory T cell niche size is dictated by limiting IL-2 from antigen-bearing dendritic cells and feedback competition. Nat Immunol. 16, 635-641 (2015).
  44. Melichar, H. J., Ross, J. O., Taylor, K. T., Robey, E. A. Stable interactions and sustained TCR signaling characterize thymocyte-thymocyte interactions that support negative selection. J Immunol. 194, 1057-1061 (2015).
  45. Hadjantonakis, A. K., Macmaster, S., Nagy, A. Embryonic stem cells and mice expressing different GFP variants for multiple non-invasive reporter usage within a single animal. BMC Biotechnol. 2, (2002).
  46. Schaefer, B. C., Schaefer, M. L., Kappler, J. W., Marrack, P., Kedl, R. M. Observation of antigen-dependent CD8+ T-cell/ dendritic cell interactions in vivo. Cell Immunol. 214, 110-122 (2001).

Play Video

Cite This Article
Sood, A., Dong, M., Melichar, H. J. Preparation and Applications of Organotypic Thymic Slice Cultures. J. Vis. Exp. (114), e54355, doi:10.3791/54355 (2016).

View Video