Summary

Une méthode pour électrochimique systématique et l'évaluation électrophysiologique des neurones électrodes d'enregistrement

Published: March 03, 2014
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Summary

Différents revêtements d'électrodes affectent les performances d'enregistrement de neurones par des changements aux propriétés électrochimiques, chimiques et mécaniques. Comparaison des électrodes in vitro est relativement simple, mais la comparaison de la réponse in vivo est généralement compliquée par les variations de la distance électrode / des neurones et entre les animaux. Cet article fournit une méthode robuste de comparer les électrodes d'enregistrement de neurones.

Abstract

Les nouveaux matériaux et designs pour les implants neuronaux sont généralement testés séparément, avec une démonstration de performance, mais sans référence à d'autres caractéristiques des implants. Ceci s'oppose à une sélection rationnelle d'un implant particulier comme optimale pour une application particulière et le développement de nouveaux matériaux à base de paramètres de performance les plus critiques. Cet article développe un protocole pour in vitro et in vivo de dépistage d'électrodes d'enregistrement neural. Paramètres recommandés pour le test électrochimique et électrophysiologique sont documentés avec les étapes clés et les problèmes potentiels évoqués. Cette méthode élimine ou réduit l'incidence de nombreuses erreurs systématiques présentes dans plus simples vivo dans des paradigmes de test, en particulier les variations de la distance électrode / de neurones et entre les modèles animaux. Il en résulte une forte corrélation entre la critique in vitro et in vivo des réponses, telles que l'impédance et sirapport gnal sur bruit. Ce protocole peut être facilement adapté pour tester d'autres matériaux d'électrode et des dessins. Les techniques in vitro peuvent être étendus à toute autre méthode non destructive pour déterminer les indicateurs de performance encore importants. Les principes retenus pour l'approche chirurgicale dans la voie auditive peuvent également être modifiés à d'autres régions ou de tissus neuronaux.

Introduction

Implants neuronaux sont utilisés de plus en plus pour la recherche, le contrôle des prothèses et le traitement des troubles tels que la maladie de Parkinson, l'épilepsie et perte sensorielle 1,2. Mesurer et / ou contrôler à la fois la composition électrique du cerveau chimique et constitue la base de tous les implants neuronaux. Cependant, il est important d'administrer un traitement uniquement lorsque le tissu neural est dans l'état anormal pour réduire les effets secondaires 3. Par exemple, les stimulateurs cérébraux profonds pour traitement de l'épilepsie ne devraient s'appliquer qu'à une impulsion électrique au cerveau pendant une crise. Certains effets secondaires peuvent être dystonie, perte de mémoire, désorientation, altération des fonctions cognitives, hallucinations induites, la dépression ou anti-dépression 3,4. Dans de nombreux dispositifs, un système en boucle fermée est donc nécessaire d'enregistrer l'activité électrique et de déclencher une stimulation quand un état anormal est détecté. Électrodes d'enregistrement sont également utilisés pour contrôler prodispositifs Sthetic. Il est essentiel d'enregistrer l'activité neuronale cible avec le plus haut rapport signal-sur-bruit pour réaliser le déclenchement le plus précis et le contrôle de l'appareil. Un grand rapport signal sur bruit est également très souhaitable pour des applications de recherche, que des données plus fiables peuvent être obtenus, ce qui entraîne moins de sujets de test requises. Cela permettra également une meilleure compréhension des mécanismes et des voies de signalisation impliquées dans la stimulation et l'enregistrement de neurones.

Après un implant neural a été placé dans le cerveau, une réponse immunitaire est déclenchée 5,6. L'évolution dans le temps de la réaction est généralement divisé en phases aiguë et chronique, chacun étant constitué de différents processus biologiques 7. La réponse immunitaire peut avoir des effets dramatiques sur la performance de l'implant, telles que l'isolement des électrodes à partir des neurones cibles par encapsulation dans une cicatrice gliale ou de la dégradation chimique des matériaux d'implant 8.Cela peut réduire le rapport signal-sur-bruit d'une électrode d'enregistrement et de la puissance de sortie d'une électrode de stimulation, et le plomb à l'électrode 9 défaillance. Un choix judicieux de la conception et des matériaux implant sont nécessaires pour prévenir l'échec sur la durée de vie de l'implant.

Beaucoup différents matériaux et modèles d'implants ont été développés récemment pour améliorer le rapport signal-sur-bruit et la stabilité de l'implant pour l'enregistrement de neurones. matériaux d'électrode ont inclus le platine, l'iridium, le tungstène, l'oxyde d'iridium, l'oxyde de tantale, de graphène, nanotubes de carbone, les polymères conducteurs dopés, et plus récemment, des hydrogels. matériaux de substrats testés comprend également du silicium, de l'oxyde de silicium, nitrure de silicium, la soie, le téflon, un polyimide, et de silicone. Diverses modifications d'électrodes ont également été étudiés, en utilisant des revêtements tels que la laminine, les neurotrophines, ou monocouches et des traitements auto-assemblées à l'aide électrochimique, le plasma et des techniques optiques. Conception de l'implants peut être de 1 -, 2 – ou 3-dimensionnelle avec les électrodes généralement à l'extrémité d'une sonde ou d'isolant le long du bord d'une tige pour pénétrer dans les électrodes ou dans un tableau à 2 dimensions de cortex implants de surface. Indépendamment de la conception ou de matériau électrode, la littérature antérieure a généralement démontré la performance du nouvel implant sans référence à d'autres constructions d'implants. Cela empêche une évaluation systématique de leurs propriétés.

Ce protocole fournit un procédé pour la comparaison de différents matériaux d'électrode par l'intermédiaire d'une gamme de techniques analytiques et électrophysiologiques. Il est basé sur un article récemment publié qui compare 4 dopé différente conduite revêtements de polymère (de polypyrrole (Ppy) et le poly-3 ,4-éthylènedioxythiophène (PEDOT) dopé avec du sulfate (SO 4) ou para-toluène sulfonate (PTS)) et 4 revêtement différentes épaisseurs 10. Cet article a trouvé un matériau, PEDOT-pts avec un temps de dépôt de 45 sec,eu le rapport le plus élevé et le pic comptage signal-sur-bruit avec le bruit de fond le plus petit et que ces paramètres étaient dépendants de l'impédance d'électrode. PEDOT-PTS également affiché biostabilité aigu supérieur comparé aux autres polymères dopées conductrice et les électrodes d'iridium nues. Le protocole permet aux paramètres critiques commander le rapport et la stabilité de signal-sur-bruit doit être déterminée et utilisée pour améliorer encore les performances d'électrodes d'enregistrement neural.

Protocol

Le protocole a été approuvé par l'Université La Trobe (09-28P) et de l'Université RMIT comités d'éthique des animaux (1315). Une. Préparation de l'électrode et les tests préliminaires in vitro Préparer des solutions de dépôt de revêtement de l'électrode, par exemple 10 mM de 3,4-éthylènedioxythiophène (EDOT) et de sodium 0,1 M para-toluène sulfonate (Na 2 pts) pour former le poly-3 ,4-éthylènedioxythiophène-PTS…

Representative Results

Un réseau typique d'électrode utilisé pour ce protocole expérimental est représenté sur la figure 1. Il ya 32 électrodes en iridium sur 4 tiges avec 413 μ m 2 de surface géométrique nominale et un μ m hauteur 200. Chaque seconde électrode sur la matrice a été revêtue d'un des quatre revêtements d'électrodes différents, marqués 1 à 4. Les matériaux de revêtement ont été soigneusement choisis pour leurs propriétés chimiques, mécaniques et…

Discussion

Ce protocole fournit une méthode de comparaison de neurones revêtements d'électrode d'enregistrement à l'intérieur d'un animal. La conception de l'électrode utilisée est idéal pour l'implantation dans un rat colliculus inférieur (IC), avec des dimensions de même ordre de grandeur. Des variantes de cette électrode tels que plus d'espace entre tiges empêcheraient tous les tiges étant chez le rat IC en même temps, alors que plus des tiges et un pas plus grand entre les électrodes …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Les auteurs reconnaissent le soutien de l'Australian Research Council à travers le Centre d'excellence pour Electromaterials science.

Materials

Programmable Attenuator TDT PA5 Controls the amplitude of the acoustic signal across frequencies
Electrostatic speaker driver TDT ED1 Drives the electrostatic speakers (EC1)
Coupled electrostatic speaker TDT EC1 Delivers sound to the animal
Processing base station TDT RZ2 Records neural activity from electrode array (using PZ2 preamplifier)
Preamplifier TDT PZ2-256 256-channel high impedance preamplifier
Multifunction Processor TDT RX6 Used to generate acoustic stimuli
Multichannel electrode NeuroNexus Technologies A4 × 8–5mm-200-200-413 4-shank 32-channel electrode array
Potentiostat CH Instruments CHI660B Deposits electrode coatings and performs cyclic voltammetry and EIS (used with CHI684)
Multiplexer CH Instruments CHI684 Switches between electrodes on the potentiostat
di-sodium phosphate Fluka 71644 Used in the test solution
3,4-ethylenedioxythiophene (EDOT) Sigma Aldrich 483028 An electrode coating material
para-toluene sulfonate (Na2pTS) Sigma Aldrich 152536 An electrode coating material
Urethane Sigma Aldrich U2500 Used to anaesthetise the animal
Silver/Silver chloride electrode CH Instruments CHI111 Used for testing the electrode in vitro
Platinum electrode CH Instruments MW4130 Used for testing the electrode in vitro
Motorized microdrive Sutter Instruments DR1000 To control the electrode array position during surgery
Enzymatic cleaner Advanced Medical Optics Ultrazyme Cleans the protein off the electrode array after implantation
Acoustic enclosure TMC Ametek 83-501 Isolates the animal from acoustic and electrical noise
Stereotaxic frame David Kopf Instruments 1430 Secures and positions the animal
Temperature controller World Precision Instruments ATC1000 Controls the animal temperature
Bone drill KaVo Dental K5Plus Used to perform the craniectomy
Aspirator Flaem Suction pro Used to perform the craniectomy

References

  1. Oluigbo, C. O., Rezai, A. R. Addressing Neurological Disorders With Neuromodulation. IEEE Trans. Biomed. Eng. 58, 1907-1917 (2011).
  2. Shivdasani, M. N., Mauger, S. J., Rathbone, G. D., Paolini, A. G. Inferior Colliculus Responses to Multichannel Microstimulation of the Ventral Cochlear Nucleus: Implications for Auditory Brain Stem Implants. J. Neurophysiol. 99, 1-13 (2008).
  3. Perlmutter, J. S., Mink, J. W. Deep Brain Stimulation. Ann. Rev. Neurosci. 29, 229 (2006).
  4. Weaver, F. M., et al. Bilateral Deep Brain Stimulation vs Best Medical Therapy for Patients With Advanced Parkinson Disease. J. Am. Med. Assoc. 301, 63-73 (2009).
  5. Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays. Exp. Neurol. 195, 115-126 (2005).
  6. McConnell, G. C., et al. Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration. J. Neural Eng. 6, (2009).
  7. Liu, X., et al. Stability of the interface between neural tissue and chronically implanted intracortical microelectrodes. IEEE Trans. Rehab. Eng. 7, 315-326 (1999).
  8. Rousche, P. J., Normann, R. A. Chronic recording capability of the Utah Intracortical Electrode Array in cat sensory cortex. J. Neurosci. Methods. 82, 1-15 (1998).
  9. Williams, J. C., Rennaker, R. L., Kipke, D. R. Long-term neural recording characteristics of wire microelectrode arrays implanted in cerebral cortex. Brain Res. Protoc. 4, 303-313 (1999).
  10. Harris, A. R., et al. Conducting polymer coated neural recording electrodes. J. Neural Eng. 10, (2013).
  11. Bard, A. J., Faulkner, L. R. . Electrochemical Methods. , (2001).
  12. Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film. J. Neural Eng. 3, 59 (2006).

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Cite This Article
Harris, A. R., Morgan, S. J., Wallace, G. G., Paolini, A. G. A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes. J. Vis. Exp. (85), e51084, doi:10.3791/51084 (2014).

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