Summary

Einzel Sensillum Recordings in der Insekten Drosophila melanogaster Und Anopheles gambiae</em

Published: February 17, 2010
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Summary

Elektrophysiologische Reaktionen der Riechzellen auf Duftstoffe können bei Insekten mit einzelnen Sensillum Aufnahmen gemessen werden. In diesem Video-Artikel werden wir zeigen, wie man einzelne Sensillum Aufnahmen in den Antennen der Fruchtfliege führen (<em> Drosophila melanogaster</em>) Und der oberen Palpen der Malaria-Mücke (<em> Anopheles gambiae</em>).

Abstract

Der Geruchssinn ist für Insekten wichtig, Nahrungsmittel, Kollegen, Raubtiere, und Eiablage Seiten 3 zu finden. Insect Riechzellen (OSN) sind in Sinneshärchen genannte Sensillen, die die Oberfläche des Geruchsorgane Abdeckung umschlossen. Die Oberfläche jedes Sensillum ist mit winzigen Poren bedeckt, durch die Geruchs-und Pass lösen sich in einer Flüssigkeit namens Sensillum Lymphe, welche die sensorischen Dendriten der OSN in einem bestimmten Sensillum untergebracht badet. Die OSN Dendriten ausdrückliche Geruchsrezeptoren (OR)-Proteine, die in Insekten Funktion als Geruchs-gesteuerte Ionenkanäle 4, 5. Das Zusammenspiel von Geruchsstoffen mit ORs entweder erhöht oder verringert den basalen Feuerrate der OSN. Diese neuronale Aktivität in Form von Aktionspotentialen verkörpert die erste Darstellung der Qualität, Intensität und zeitlichen Eigenschaften des Geruchs 6, 7.

Angesichts der leichten Zugang zu diesen Sinneshärchen, ist es möglich, extrazelluläre Ableitungen von einzelnen OSNs durch die Einführung einer Aufnahme-Elektrode in die Sensillum Lymphe, während die Referenz-Elektrode in die Lymphe des Auges oder Körper des Insekts platziert ist durchzuführen. In Drosophila, Sensillen Haus zwischen einem und vier OSNs, aber jeder OSN zeigt typischerweise eine charakteristische Spitze Amplitude. Spike Sortierung Techniken machen es möglich, Aufstocken Antworten auf individuelle OSNs zuweisen. Diese Single Sensillum Aufnahme (SSR)-Technik überwacht die Potentialdifferenz zwischen den Sensillum Lymphe und die Referenzelektrode als elektrische Spikes, die durch den Rezeptor-Aktivität auf OSNs 1, 2, 8 erzeugt werden. Änderungen in der Anzahl der Spikes in Reaktion auf den Duftstoff bilden die zelluläre Basis der Duftkodierung in Insekten. Hier beschreiben wir das Verfahren zur Herstellung derzeit in unserem Labor verwendet werden, um SSR auf Drosophila melanogaster und Anopheles gambiae durchzuführen, und zeigen repräsentative Spuren durch die Geruchsstoffe in einer Sensillum-spezifische Weise induziert.

Protocol

1. Odor Verdünnungen Die meisten Riechstoffe sind löslich in Paraffinöl. Allerdings kann DMSO oder Ethanol auch als alternative Lösungsmittel für bestimmte Gerüche eingesetzt werden. Bereiten Sie geeigneten Verdünnungen (zB 1:10 Volumen: Volumen, v: v) aus reinem Geruchsstoffe in Glasflaschen. Die meisten Geruch Verdünnungen sind bei Raumtemperatur stabil, aber für leichtflüchtigen Verbindungen ist es besser, arbeiten Verdünnungen auf einer wöchentlichen Basis zu machen. Jeder Sensillum reagiert a…

Discussion

Olfaktorische Signale werden von Organismen verwendet werden, um Nahrung, potenzielle Partner und Raubtieren zu erkennen. Riechzellen (OSN) sind die ersten Relais-Center zwischen externen Reizen und höheren Zentren des Gehirns, wo die Informationen weiterverarbeitet wird. In Drosophila melanogaster und Anopheles gambiae sind OSNs leicht zugänglich und ihre elektrische Aktivität kann überwacht werden, während durch Geruch Puffs stimuliert werden.

Die einzigen Sensillum …

Materials

Material Name Type Company Catalogue Number Comment
Paraffin oil Odors Fluka 76235  
High purity odors (>98%) Odors Sigma-Aldrich   Methyl acetate
#296996
1-octen-3-ol
#74950
Filter paper strips Odors Fisherbrand 05-714-1 Chromatography paper
Connectors Odors Cole-Parmer EW-06365-40 1/16×1/8″
Glass vials Odors Agilent Technologies 5182-0556  
Air line plastic tubing Odor Delivery Python Products 500PAL  
1 serological pipette Odor Delivery Corning 4101 10 mL
Plastic tubing Odor Delivery Cole-Parmer EW-06418-0 0.050″x0.090″OD
Disposable borosilicate glass Pasteur pipettes Odor Delivery FisherBrand 13-678-20A 5-3/4 inches
Programmable stimulus controller Odor Delivery Syntech CS-55  
Anti-vibration table Electrophysiology Equipment TMC 63533 36”Wx30”Dx29”H
Faraday cage Electrophysiology Equipment TMC MI8133303  
Inverted microscope Electrophysiology Equipment Nikon E600FN ECLIPSE Recording microscope
10x and 100x objectives Electrophysiology Equipment Nikon 10x Plan Fluor 100x L Plan  
Dissecting microscope Electrophysiology Equipment Nikon EZ645 electrode sharpening/insect prep microscope
Magnetic stands Electrophysiology Equipment Newport MODEL 150  
IDAC Electrophysiology Equipment Syntech IDAC-4  
Acquisition software Electrophysiology Equipment Syntech Autospike  
1 macromanipulator Electrophysiology Equipment NARISHIGE MN-151 Joystick manipulator
Used for positioning reference electrode
1 micromanipulator Electrophysiology Equipment EXFO PCS-6000 Used for positioning recording electrode
Crocodile clip Electrophysiology Equipment Pomona AL-B-12-0  
Electric cable Electrophysiology Equipment Pomona B-36-0 Test Cable Assembly
2 electrode holders Electrophysiology Equipment Syntech N/A Electrode holders (set of 2) for tungsten wire electrode
AC probe Electrophysiology Equipment Syntech N/A Universal single ended probe (10xAC)
Tungsten electrodes Electrophysiology Equipment Microprobes M210 straight tungsten rods, 0.005“x3“
Potassium hydroxide Electrophysiology Equipment Sigma-Aldrich 221473  
Syringe Electrophysiology Equipment BD 301625 20 mL
Power supply Electrophysiology Equipment WILD HEERBRUGG 6V 40W e.g MTR32  
Vertical puller Insect prep Narishige PB-7  
Razor blade Insect prep VWR 55411-050  
Dental wax Insect prep Patterson 091-1503  
Microscope slide Insect prep FisherBrand 12-550A  
Cover glass Insect prep FisherBrand 12-541A 18X18 #1.5
Polypropylene mesh Insect prep Small Parts inc. CMP-0500-B  
Glass electrode Insect prep Frederick Haer & Co. 27-32-0-075 Capillary tubing borosilicate 1.5mm OD x 1.12mm ID x 75 mm
Double-sided tape (3M) Insect prep 3M MMM6652P3436 Double-sided tape (3M)
Forceps Insect prep Fine Science Tools 021×0053 Dumont #5 Mirror Finish Forceps
Small plastic cup Insect prep VWR 89009-662 7 x 5.7 (23/4 x 21/4)
Electric aspirator Insect prep Gempler’s RHM200  

References

  1. Boeckh, J. Elektrophysiologische Untersuchungen an einzelnen Geruchsrezeptoren auf der Antenne des TotengrAbers (Necrophorus Coleoptera). Z. Vergl. Physiol. 46, 212-248 (1962).
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  3. Touhara, K., Vosshall, L. B. Sensing odorants and pheromones with chemosensory receptors. Annu Rev Physiol. 71, 307-332 (2009).
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  5. Wicher, D. Drosophila odorant receptors are both ligand-gated and cyclic-nucleotide-activated cation channels. Nature. 452, 1007-1011 (2008).
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  8. Boeckh, J., Kaissling, K. E., Schneider, D. Insect olfactory receptors. Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 30, 263-280 (1965).
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Cite This Article
Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae. J. Vis. Exp. (36), e1725, doi:10.3791/1725 (2010).

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