Summary

Herstellung von Adeno-assoziierten Virusvektoren in Zellstapeln für präklinische Studien in Großtiermodellen

Published: June 30, 2021
doi:

Summary

Hier bieten wir ein detailliertes Verfahren für die großtechnische Produktion von AAV-Vektoren in Forschungsqualität unter Verwendung von adhärenten HEK 293-Zellen, die in Zellstapeln gezüchtet wurden, und affinitätschromatographischer Aufreinigung. Dieses Protokoll liefert konsistent >1 x 1013 Vektorgenomen/ml und liefert Vektormengen, die für Großtierstudien geeignet sind.

Abstract

Adeno-assoziierte Virus (AAV) -Vektoren gehören zu den klinisch fortschrittlichsten Gentherapievektoren, wobei drei AAV-Gentherapien für den Menschen zugelassen sind. Die klinische Weiterentwicklung neuartiger Anwendungen für AAV beinhaltet den Übergang von Kleintiermodellen wie Mäusen zu größeren Tiermodellen, einschließlich Hunden, Schafen und nichtmenschlichen Primaten. Eine der Einschränkungen bei der Verabreichung von AAV an größere Tiere ist der Bedarf an großen Mengen an Hochtiterviren. Während die Suspensionszellkultur eine skalierbare Methode für die AAV-Vektorproduktion ist, verfügen nur wenige Forschungslabore über die Ausrüstung (z. B. Bioreaktoren) oder wissen, wie man AAV auf diese Weise herstellt. Darüber hinaus sind AAV-Titer oft signifikant niedriger, wenn sie in HEK 293-Suspensionszellen im Vergleich zu adhärenten HEK293-Zellen hergestellt werden. Hier beschrieben ist ein Verfahren zur Herstellung großer Mengen von High-Titer-AAV unter Verwendung von Zellstapeln. Ein detailliertes Protokoll zur Titerierung von AAV sowie Methoden zur Validierung der Vektorreinheit werden ebenfalls beschrieben. Abschließend werden repräsentative Ergebnisse der AAV-vermittelten Transgenexpression in einem Schafmodell vorgestellt. Dieses optimierte Protokoll für die Großproduktion von AAV-Vektoren in adhärenten Zellen wird es molekularbiologischen Labors ermöglichen, die Erprobung ihrer neuartigen AAV-Therapien in größeren Tiermodellen voranzutreiben.

Introduction

Die Gentherapie unter Verwendung von Adeno-assoziierten Virus (AAV) -Vektoren hat in den letzten drei Jahrzehnten große Fortschritte gemacht1,2. Nachgewiesene Verbesserungen bei einer Vielzahl von genetischen Erkrankungen, einschließlich angeborener Blindheit, Hämophilie und Erkrankungen des Bewegungsapparates und des zentralen Nervensystems, haben die AAV-Gentherapie an die Spitze der klinischen Forschung gebracht3,4. Im Jahr 2012 genehmigte die Europäische Arzneimittel-Agentur (EMA) Glybera, einen AAV1-Vektor, der Lipoproteinlipase (LPL) zur Behandlung von LPL-Mangel exprimiert, und ist damit die erste Marktzulassung für eine Gentherapie in Europa oder den Vereinigten Staaten5. Seitdem haben zwei weitere AAV-Gentherapien, Luxturna6 und Zolgensma7,die FDA-Zulassung erhalten, und es wird erwartet, dass der Markt in den nächsten 5 Jahren mit bis zu 10-20 Gentherapien, die bis 2025 erwartet werden, schnell expandierenwird 8. Verfügbare klinische Daten deuten darauf hin, dass die AAV-Gentherapie eine sichere, gut verträgliche und wirksame Modalität ist, die sie zu einem der vielversprechendsten viralen Vektoren macht, mit über 244 klinischen Studien mit AAV, die bei ClinicalTrials.gov registriert wurden. Das zunehmende Interesse an klinischen Anwendungen mit AAV-Vektoren erfordert robuste und skalierbare Produktionsmethoden, um die Bewertung von AAV-Therapien in Großtiermodellen zu erleichtern, da dies ein kritischer Schritt in der translationalen Pipelineist 9.

Für die AAV-Vektorproduktion sind die beiden Hauptanforderungen das AAV-Genom und das Kapsid. Das Genom des Wildtyps (wt)-AAV ist eine einzelsträngige DNA mit einer Länge von etwa 4,7 kb10. Das wt-AAV-Genom umfasst invertierte terminale Wiederholungen (ITRs) an beiden Enden des Genoms, die für die Verpackung wichtig sind, sowie die Rep- und Cap-Gene 11. Die Rep- und Cap-Gene, die für die Genomreplikation, die Assemblierung des viralen Kapsids und die Verkapselung des Genoms in das virale Kapsid notwendig sind, werden aus dem viralen Genom entfernt und in trans für die AAV-Vektorproduktionbereitgestellt 12. Die Entfernung dieser Gene aus dem viralen Genom bietet Raum für therapeutische Transgene und alle notwendigen regulatorischen Elemente, einschließlich des Promotors und des PolyA-Signals. Die ITRs verbleiben im Vektorgenom, um eine ordnungsgemäße Genomreplikation und Virusverkapselung zu gewährleisten13,14. Um die Kinetik der Transgenexpression zu verbessern, können AAV-Vektorgenome so konstruiert werden, dass sie selbstkomplementär sind, was die Notwendigkeit einer Umwandlung von einzelsträngiger zu doppelsträngiger DNA-Umwandlung während der AAV-Genomreplikation verringert, aber die Kodierungskapazität auf ~ 2,4 kb15reduziert.

Über das AAV-Genomdesign hinaus bestimmt die Auswahl des Kapsidserotyps den Gewebe- und Zelltropismus des AAV-Vektors in vivo2. Zusätzlich zum Gewebetropismus wurde gezeigt, dass verschiedene AAV-Serotypen unterschiedliche Genexpressionskinetik aufweisen16. Zum Beispiel klassifizierten Zincarelli et al.17 verschiedene AAV-Serotypen in Serotypen mit niedriger Expression (AAV2, 3, 4, 5), Serotypen mit moderater Expression (AAV1, 6, 8) und Serotypen mit hoher Expression (AAV7 und 9). Sie kategorisierten auch AAV-Serotypen in langsam einsetzende Expression (AAV2, 3, 4, 5) oder schnell einsetzende Expression (AAV1, 6, 7, 8 und 9). Diese divergierenden Tropismen und Genexpressionskinetik sind auf Aminosäurevariationen in den Kapsidproteinen, Kapsidproteinbildungen und Wechselwirkungen mit Wirtszellrezeptoren / Co-Rezeptoren zurückzuführen18. Einige AAV-Kapside haben zusätzliche vorteilhafte Eigenschaften wie die Fähigkeit, die Blut-Hirn-Schranke nach intravaskulärer Verabreichung (AAV9) zu überwinden oder sich in langlebigen Muskelzellen für eine dauerhafte Transgenexpression zu befinden (AAV6, 6.2FF, 8 und 9)19,20.

Dieser Artikel zielt darauf ab, eine kostengünstige Methode zur Herstellung von hochreinen, hochtiterhaltigen AAV-Vektoren in Forschungsqualität für den Einsatz in präklinischen Großtiermodellen zu beschreiben. Die Produktion von AAV unter Verwendung dieses Protokolls wird durch Dual-Plasmid-Transfektion in adhärente menschliche embryonale Nieren (HEK) 293 Zellen erreicht, die in Zellstapeln gezüchtet werden. Darüber hinaus beschreibt die Studie ein Protokoll zur Aufreinigung der Heparinsulfataffinitätschromatographie, das für AAV-Serotypen verwendet werden kann, die Heparin-bindende Domänen enthalten, einschließlich AAV2, 3, 6, 6.2FF, 13 und DJ21,22.

Für die Herstellung von AAV-Vektoren stehen eine Reihe von Verpackungssystemen zur Verfügung. Unter diesen hat die Verwendung eines Zwei-Plasmid-Co-Transfektionssystems, bei dem die Rep- und Cap-Gene sowie die Ad-Helfergene (E1A, E1B55K, E2A, E4orf6 und VA-RNA) in einem Plasmid (pHelper) enthalten sind, einige praktische Vorteile gegenüber der üblichen Drei-Plasmid-(Dreifach-) Transfektionsmethode, einschließlich reduzierter Kosten für die Plasmidproduktion23,24 . Das AAV-Genomplasmid, das die Transgenexpressionskassette (pTransgene) enthält, muss von ITRs flankiert werden und darf eine Länge von ~4,7 kb nicht überschreiten. Vektortiter und Reinheit können durch das Transgen aufgrund möglicher zytotoxischer Wirkungen während der Transfektion beeinflusst werden. Die Beurteilung der Vektorreinheit wird hierin beschrieben. Mit dieser Methode hergestellte Vektoren, die jeweils 1 x10 13 vg/ml ergeben, wurden in Mäusen, Hamstern und Schafmodellen bewertet.

Tabelle 1: Zusammensetzung der erforderlichen Lösungen. Notwendige Informationen, einschließlich Prozentsätze und Volumen, von Komponenten, die für verschiedene Lösungen im gesamten Protokoll benötigt werden. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.

Protocol

1. Doppelplasmidtransfektion von HEK293-Zellen in Zellstapeln Tauen Sie eine Kryo-Durchstechflasche mit HEK293-Zellen in einem Perlenbad bei 37 °C auf.HINWEIS: Komplettes DMEM während des Auftauens der Zellen auf 37 °C vorwärmen, um sicherzustellen, dass die kalte Temperatur die Zellen beim Beschichten nicht schockt. Stellen Sie sicher, dass die Zellen eine niedrige Passagenzahl haben, idealerweise weniger als 20, um eine optimale Wachstums- und Transfektionseffizienz zu gewährleisten. Stellen Sie sich…

Representative Results

Die Translation von kleinen Nagetiermodellen in größere Tiermodelle und die letztendliche klinische Anwendung stellt aufgrund der großen Menge an AAV, die erforderlich ist, um größere Tiere zu transduzieren und therapeutische Effekte zu erzielen, eine erhebliche Herausforderung dar. Um die Transduktionseffizienz des rational entwickelten AAV6.2FF-Kapsids zu vergleichen, das zuvor eine 101-fache Steigerung der Transduktionseffizienz in murinen Muskelzellen im Vergleich zu AAV63zeigte, wurde M?…

Discussion

Die Herstellung von rekombinanten AAV (rAAV) -Vektoren, die in diesem Artikel beschrieben werden, verwendet gängige Materialien, Reagenzien und Geräte, die in den meisten molekularbiologischen Forschungslabors und -einrichtungen zu finden sind. Dieses Papier ermöglicht die Herstellung hochwertiger in vitro und in vivo rAAV durch das Lesegerät. Vor allem dieses Protokoll für die rAAV-Produktion ist im Vergleich zu langwierigeren Protokollen mit Cäsiumchloridreinigung effizient und vermeidet den Ein…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Amira D. Rghei, Brenna A. Y. Stevens, Sylvia P. Thomas und Jacob G. E. Yates waren Empfänger von Ontario Veterinary College Student Stipends sowie Ontario Graduate Scholarships. Amira D. Rghei erhielt ein Mitacs Accelerate Studentship. Diese Arbeit wurde durch den Canadian Institutes for Health Research (CIHR) Project Grant (#66009) und einen Collaborative Health Research Projects (NSERC Partnered) Grant (#433339) an SKW finanziert.

Materials

0.22 μm filter Millipore Sigma S2GPU05RE
0.25% Trypsin Fisher Scientific SM2001C
1-Butanol Thermo Fisher Scientific A399-4 CAUTION. Use under a laminar flow hood. Wear gloves
10 chamber cellstack Corning 3271
1L PETG bottle Thermo Fisher Scientific 2019-1000
30% Acrylamide/Bis Solution Bio-Rad 1610158
96-well skirted plate FroggaBio FS-96
Adhesive plate seals Thermo Fisher Scientific 08-408-240
Ammonium persulfate (APS) Bio-Rad 161-0700 CAUTION. Use under a laminar flow hood. Wear gloves
Blood and Tissue Clean up Kit Qiagen 69506 Use for DNA clean up in section 4.6 of protocol
Bromophenol blue Fisher Scientific B392-5 CAUTION. Use under a laminar flow hood. Wear gloves
Cell Culture Dishes Greiner bio-one 7000232 15 cm plates
Culture Conical Tube Thermo Fisher Scientific 339650 15 mL conical tube
Culture Conical Tube Fisher Scientific 14955240 50 mL conical tube
Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) with 1000 mg/L D-glucose, L-glutamine Cytiva Life Sciences SH30022.01
ECL Western Blotting Substrate Thermo Fisher Scientific 32209
Ethanol Greenfield P016EA95 Dilute ethyl alcohol(95% vol) to 20% for section 3.7.4 and 70% for section 6.1.1.1
Fetal Bovine Serum (FBS) Thermo Fisher Scientific SH30396.03
Glacial acetic acid Fisher Scientific A38-500 CAUTION. Use under a laminar flow hood. Wear gloves
Glycerol Fisher Scientific BP229-1
Glycine Fisher Scientific BP381-500
HBSS with Mg2+ and Ca2+ Thermo Fisher Scientific SH302268.02
HBSS without Mg2+ and Ca2+ Thermo Fisher Scientific SH30588.02
HEK293 cells American Tissue Culture Collection CRL-1573 Upon receipt, thaw the cells and culture as described in manufacturer’s protocol. Once cells have been minimally passaged and are growing well, freeze a subfraction for future in aliquots and store in liquid nitrogen. Always use cells below passage number 30. Once cultured cells have been passaged more than 30 times, it is recommended to restart a culture from the stored aliquots
HEK293 host cell protein ELISA kit Cygnus Technologies F650S Follow manufacturer’s instructions
Heparin sulfate column Cytiva Life Sciences 17040703
Kimwipe Thermo Fisher Scientific KC34120
 L-glutamine (200 mM) Thermo Fisher Scientific SH30034.02
Large Volume Centrifuge Tube Support Cushion Corning CLS431124 Support cushion must be used with large volume centrifuge tubes uless the centrifuge rotor has the approriate V-bottom cushions
Large Volume Centrifuge Tubes Corning CLS431123-6EA 500 mL centrifuge tubes
MgCl Thermo Fisher Scientific 7791-18-6
Microcentrifuge tube Fisher Scientific 05-408-129 1.5 mL microcentrifuge tube, sterilize prior to use
Molecular Grade Water Cytiva Life Sciences SH30538.03
N-Lauroylsarcosine sodium salt Sigma Aldrich L5125 CAUTION. Wear gloves
NaCl Thermo Fisher Scientific BP35810
Optimem, reduced serum medium Thermo Fisher Scientific 31985070
Pasteur pipets Fisher Scientific 13-678-20D Sterilize prior to use
PBS (10x) Thermo Fisher Scientific 70011044 Dilute to 1x for use on cells
Penicillin-Streptomycin Solution Cytiva Life Sciences SV30010
pHelper plasmid De novo design or obtained from plasmid repository NA
Pipet basin Thermo Fisher Scientific 13-681-502 Purchase sterile pipet basins
Polyethylene glycol tert-octylphenyl ether (Triton X-100) Thermo Fisher Scientific 9002-93-1 CAUTION. Wear gloves
Polyethylenimine (PEI) Polyscience 24765-1 Follow manufacturer’s instructions to produce a 1L solution. 0.22μm filter and store at 4°C
Polypropylene semi-skirted PCR Plate FroggaBio WS-96
Polysorbate 20 (Tween 20) Thermo Fisher Scientific BP337-100 CAUTION. Wear gloves
polyvinylidene difluoride (PVDF) membrane Cytiva Life Sciences 10600023 Use forceps to manipulate. Wear gloves.
Primary antibody Progen 65158
Protein Ladder FroggaBio PM008-0500
Proteinase K Thermo Fisher Scientific AM2546
pTrangene plasmid De novo design or obtained from plasmid repository NA Must contain SV40 polyA in genome to be compatible with AAV titration in section 5.0
Pump tubing Cole-Parmer RK-96440-14 Optimize length of tubing and containment of virus in fractions E1-E5
RQ1 Dnase 10 Reaction Buffer Promega M6101 Use at 10x concentration in protocol from section 4.0
RQ1 Rnase-free Dnase Promega M6101
Sample dilutent Cygnus Technologies I700 Must be purchased separately for use with HEK293 host cell protein ELISA kit
Secondary antibody, HRP Thermo Fisher Scientific G-21040
Skim milk powder Oxoid LP0033B
Sodium dodecyl sulfate (SDS) Thermo Fisher Scientific 28312 CAUTION. Use under a laminar flow hood. Wear gloves
Sodium hydroxide (NaOH) Thermo Fisher Scientific SS266-4
SV40 polyA primer probe IDT Use sequence in Table X for quote from IDT for synthesis
Tetramethylethylenediamine (TEMED) Thermo Fisher Scientific 15524010 CAUTION. Use under a laminar flow hood. Wear gloves
Tris Base Fisher Scientific BP152-5
Trypan blue Bio-Rad 1450021
Ultra-Filter Millipore Sigma UFC810024 Ultra-4 Centrifugal 10K device must be used, as it has a 10000 molecular weight cutoff
Universal Nuclease for cell lysis Thermo Fisher Scientific 88702
Universal qPCR master mix NEB M3003L
Whatman Paper Millipore Sigma WHA1001325
β-mercaptoethanol Fisher Scientific 21985023 CAUTION. Use under a laminar flow hood. Wear gloves
CAUTION: Refer to the Materials Table for guidelines on the use of dangerous chemicals.

Riferimenti

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Citazione di questo articolo
Rghei, A. D., Stevens, B. A. Y., Thomas, S. P., Yates, J. G. E., McLeod, B. M., Karimi, K., Susta, L., Bridle, B. W., Wootton, S. K. Production of Adeno-Associated Virus Vectors in Cell Stacks for Preclinical Studies in Large Animal Models. J. Vis. Exp. (172), e62727, doi:10.3791/62727 (2021).

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