Summary

真空安定化イメージングシステムを用いた実験的急性肺損傷における肺微小循環の生体内広視野蛍光顕微鏡

Published: April 06, 2022
doi:

Summary

生体内蛍光顕微鏡は、白血球 – 内皮相互作用および毛細血管灌流をリアルタイムで研究するために利用することができる。このプロトコルは、真空安定化肺画像化システムを使用して肺微小循環におけるこれらのパラメータを画像化および定量化する方法を記載する。

Abstract

白血球-内皮相互作用の生体内イメージングは、生きた動物における免疫媒介性疾患に関する貴重な洞察を提供する。急性肺損傷(ALI)/急性呼吸窮迫症候群(ARDS)および他の呼吸器病変の インビボでの 研究は、肺のアクセスが限られており、固有の運動アーチファクトのために困難である。しかし、これらの課題を克服するために、様々なアプローチが開発されてきた。このプロトコールは、ALIの実験モデルにおいて肺微小循環におけるリアルタイムの白血球 – 内皮相互作用を研究するための生体内蛍光顕微鏡法の方法を記載している。 in vivo 肺イメージングシステムと3Dプリントされた生体内顕微鏡プラットフォームを使用して、麻酔をかけられたマウスを固定し、肺の交絡損傷を最小限に抑えながら肺を安定させます。調製後、広視野蛍光顕微鏡を用いて、白血球接着、白血球圧延、毛細血管機能を研究する。ここで提示されるプロトコルは、炎症性肺疾患の急性モデルにおける画像化に焦点を当てているが、肺における他の病理学的および生理学的プロセスを研究するためにも適合され得る。

Introduction

インバイタル顕微鏡(IVM)は、生体内のさまざまな生物物理学的プロセスを視覚化および研究するための有用なイメージングツールです。肺は、その囲まれた位置、その組織の脆弱な性質、および呼吸および心拍によって誘発される運動アーチファクトのために、インビボで画像化することは非常に困難である1,2。これらの課題を克服するために、肺微小循環における白血球-内皮相互作用のリアルタイムイメージングのために、さまざまな生体内顕微鏡(IVM)セットアップが開発されています。このようなアプローチは、画像化のために肺を外科的に露出させ、安定化させることに基づいている。

動物は、典型的には、外科的処置によって肺IVMのために調製される。まず、動物を挿管して換気し、胸部窓の外科的切除とその後の介入を可能にして、画像化のために肺を安定させる。1つの技法は、実質をガラスカバースリップ3に接着することを含み、これは、画像化された組織に重大な物理的外傷のリスクを冒す手順である。より高度なのは、ガラス窓4の下で肺を安定させるための真空システムの利用である。このセットアップは、広い局所領域に広がる可逆的真空を介して肺表面のカバースリップへの緩やかな接着を容易にし、x、y、およびz寸法4での動きを制限しながら肺を膨張させる。真空は、セットアップの撮像領域を囲むチャネルを介して均等に適用され、組織を撮像グレードのカバースリップ4に面した浅い円錐形領域に引き込む。この覗き窓を通して、肺微小循環は、様々な光学画像化モダリティを用いて研究することができる。

肺IVMは、多数の微小循環パラメータの定量的イメージングを可能にします。これらには、白血球トラック速度および長さ5、赤血球流速6および酸素化7、腫瘍転移8、免疫細胞亜集団910、11の区別、微粒子12の可視化肺胞動態13、14、血管透過性15および毛細血管機能16などの測定が含まれる。.ここでの焦点は、白血球の動員と毛細血管機能にあります。肺微小循環における白血球動員の開始は、白血球と内皮細胞との間の一過性の転がり相互作用および強固な接着相互作用を伴い、どちらも炎症条件下で増加する16,17。典型的には、圧延は、オペレータ定義の基準線を通過する白血球の数によって定量化され、一方、接着は、内皮16上で不動である白血球の数によって定量化される。毛細血管機能はまた、炎症状態において影響を受ける可能性があり、しばしば灌流の減少をもたらす。これは、赤血球変形能の低下18および病理学的シャント19をもたらす内皮細胞による誘導性NO合成酵素の多彩な発現を含むいくつかの要因に起因し得る。典型的には、面積当たりの灌流毛細血管の凝集体長が測定され、機能的毛細血管密度(FCD)として報告される。

肺における白血球動員をリアルタイムで研究するには、蛍光色素または蛍光標識抗体20で生物学的標的を標識する必要がある。あるいは、リゾチームM−green蛍光タンパク質(LysM−GFP)マウスなどの様々なトランスジェニックマウス系統を利用して、好中球2122などの特異的免疫細胞サブセットを画像化することができる。蛍光標識された白血球は、次いで、広視野蛍光顕微鏡、共焦点顕微鏡、または多光子顕微鏡を用いて可視化することができる。これらの技術は、特定の励起波長を利用し、放出された蛍光を検出すると同時に、励起波長の検出を遮断することによってコントラストを達成し、標識された物体を強調する。

マウス肺における白血球の転がり、接着、および機能的毛細血管密度の定量化に関する既存の研究は、主に手動ビデオ分析に依存してきた。これは、Fiji 6,23などのオープンソースソフトウェア、CapImage12などの独自のソフトウェア、またはカスタムメイドの画像処理システム24によって可能になります。逆に、様々なプロプライエタリなソフトウェアプラットフォーム(例えば、NIS Element、Imaris、Volocity、MetaMorph)は、ここで以前に言及したものの多くを含む、広範囲の他の生理学的パラメータの自動測定を可能にする5678910、11121315

肺IVMを用いた急性肺損傷(ALI)および急性呼吸窮迫症候群(ARDS)の病理に関して重要な観察がなされている。ARDSは、肺水腫および肺胞障害を含む肺における多数の病態生理学的プロセスによって特徴付けられる、内皮および上皮障壁25の機能不全によって引き起こされる。マウスモデルを用いて、敗血症誘発性ALIが肺環境における免疫細胞輸送における有意な有害な変化と関連していることが見出された26。敗血症誘発性ALIを有するマウスの毛細血管に動員された好中球は、微小循環を妨害し、それによってALI26における低酸素症を増加させることが見出された。さらに、IVMは、ARDS27の発症後の修復の根底にあるメカニズムについての洞察を得るために使用されている。肺IVMはまた、様々な閉塞性肺疾患における病態生理学的変化を理解する上で貴重なツールとなっている。例えば、嚢胞性線維症(CF)および慢性閉塞性肺疾患(COPD)などの疾患における粘液輸送の可視化は、粘液クリアランスに対する新規および既存の治療法の研究を促進している28。これらの条件下での白血球の密売も分析されている17.

このプロトコールは、Lammら29 によって最初に記載されたアプローチを拡張し、従来の蛍光顕微鏡を用いて白血球-内皮相互作用を研究する。説明されている手順は、16.5 cm x 12.7 cmの金属ベース、マイクロマニピュレータ、および真空イメージングウィンドウを含む in vivo 肺イメージングシステムを採用しています(図1)。このシステムは、20 cm x 23.5 cm の3Dプリントプラットフォーム(補足ファイル1)に取り付けられ、換気チューブと加熱パッドにしっかりと取り付けることができます。この方法は、 インビボでのマウス肺微小循環の再現性および定量化可能なイメージングを提供する。外科的準備の重要な側面、ならびに真空安定化肺画像化システムの適切な利用について詳細に説明される。最後に、ALIの実験モデルを用いて、炎症に関連する変化した白血球転がり、白血球接着、および毛細血管灌流の代表的な画像化および分析を提供する。このプロトコールの使用は、急性疾患状態における肺微小循環の病態生理学的変化に関するさらなる重要な調査を容易にするはずである。

Protocol

ここで説明するすべての手順は、ダルハウジー大学実験動物委員会(UCLA)の事前承認を得て実施されました。 1. 準備 肺イメージングシステム:窓を準備するには、真空チャンネルの汚染を避けながら、外輪の上部に真空グリースの薄い層を投与します。清潔な8 mmガラスのカバースリップを窓の上に置き、静かに押し下げてシールを作成します。 …

Representative Results

このプロトコールを通じて達成可能な結果を例示するために、急性肺損傷(ALI)は、鼻腔内細菌性リポ多糖(LPS)点眼のモデルを用いた画像化の6時間前に誘導された。簡単に言えば、マウス(n = 3)をイソフルランで麻酔し、滅菌生理食塩水(10mg / mL)中の 緑膿菌 からのLPSの小さな液滴を5mg / kgの用量で左ナリスにピペットで移した。これをナイーブマウスと比較した(n=3;鼻腔内投与なし)。 <p…

Discussion

ここで紹介するプロトコルでは、いくつかの重要なステップに練習と注意が必要です。まず、挿管や手術を開始する前にイメージングウィンドウを準備することが重要です。最小限の量の真空グリースを使用して、イメージングウィンドウの外輪をコーティングし、カバーガラスを塗布し、蒸留水1滴で吸引をテストします。これを事前に準備しておくと、そうでなければセットアップ中に露…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

著者らは、この原稿の編集と改訂において重要な専門知識を提供してくれたピナ・コラルッソ博士に感謝したいと思います。

Materials

1 mL BD Luer Slip Tip Syringe sterile, single use Becton, Dickinson and Company 309659 1 mL syringe
ADSON Dressing Forceps, Tip width 0.6 mm, teeth length 11.5 mm, 12 cm RWD Life Science Co. F12002-12 Blunt forceps
Albumin-Fluorescein Isothiocyanate Sigma-Aldrich A9771-1G FITC-albumin
Alcohol Swab Isopropyl Alcohol 70% v/v Canadian Custom Packaging Company 80002455 Alcohol wipe
AVDC110 Advanced Digital Video Converter Canopus 00631069602029 Digital video converter
B/W – CCD – Camera Horn Imaging BC-71 Camera
Bovie Deluxe High Temperature Cautery Kit Fine Science Tools 18010-00 Cauterizer
C57BL/6 Mice Charles River Laboratories International C57BL/6NCrl C57BL/6 Mice
Cotton Tipped Applicators Puritan 806-WC Cotton applicator
CS-8R 8mm Round Glass Coverslip Warner Instruments 64-0701 Glass coverslip
Digital Pressure Gauge ITM Instruments Inc. DG2551L0NAM02L0IM&V Digital Pressure Gauge
Dr Mom Slimline Stainless LED Otoscope Dr. Mom Otoscopes 1001 Otoscope
Ethyl Alchohol 95% Vol Commercial Alcohols P016EA95 95% ethanol
Fine Scissors – Martensitic Stainless Steel Fine Science Tools 14094-11 Scissors
Fisherbrand Colored Labeling Tape Fisher Scientific 1590110 Labeling tape
Gast DOA-P704-AA High-Capacity Vacuum Pump Cole-Parmer Canada Company ZA-07061-40 Vacuum pump
Hartman Hemostats Fine Science Tools 13003-10 Hemostatic forceps
High Vacuum Grease Dow Corning DC976VF Vacuum grease
Isoflurane USP Fresenius Kabi CP0406V2 Isoflurane
LIDOcaine HCl Injection 1% 50 mg/5 mL Teligent Canada 0121AD01 Lidocaine HCl 1%
Lung SurgiBoard Luxidea, Inc. IMCH-0001 Designed for intravital microscopy of the lung
Mineral Oil Teva Canada 00485802 Mineral oil
Mouse Endotracheal Intubation Kit Kent Scientific Corporation ETI-MSE Intubation stand, anesthesia mask, 20 G endotracheal cannula, fibre optic cable
MST49 Fluorescence Microscope Leica Microsystems 10 450 022 Fluorescence Microscope
N Plan L 20x/0.40 Long Working Distance Microscope Objective Leica Microsystems 566035 20x objective
Non-Woven Sponges 2" x 2" AMD-Ritmed A2101-CH Gauze
Optixcare Eye Lube Plus Aventix 5914322 Tear gel
Original Prusa i3 MK3S+ 3D Printer Prusa Research PRI-MK3S-KIT-ORG-PEI 3D printer
Oxygen, Compressed Linde Canada Inc. Oxygen
PrecisionGlide Needle 30 G x 1/2 (0.3 mm x 13 mm) Becton, Dickinson and Company 305106 30 G needle
Pyrex 5340-2L 5340 Filtering Flasks, 2000 mL Cole-Parmer Canada Company 5340-2L Vacuum flask
Rhodamine 6 G Sigma-Aldrich 252433 Rhodamine 6G
Secure Soft Cloth Medical Tape – 3" Primed PM5-630709 Cloth tape
Silastic Medical Grade Tubing .040 in. ID x .085 in. OD Dow Corning 602-205 1.0 mm I.D. polyethylene tubing
Somnosuite Low-Flow Anesthesia System Kent Scientific Corporation SS-01, SS-04-module Small rodent ventilator, Low-flow anesthesia system, Heating pad, Rectal temperature probe, Pulse oximeter
Tissue Forceps, 12.5cm long, Curved, 1 x 2 Teeth World Precision Instruments 501216 Toothed forceps
Transpore Medical Tape, 1527-1, 1 in x 10 yd (2.5 cm x 9.1 m) 3M 7000002795 Medical tape
Tubing,Clear,3/8 in Inside Dia. Grainger Canada USSZUSA-HT3314 1.0 cm I.D. polyethylene tubing
Whatman 6720-5002 50 mm In-Line Filters, PTFE, 0.2 µm Cole-Parmer Canada Company 6720-5002 Inline 0.2µm filter

Referenzen

  1. Alizadeh-Tabrizi, N., Hall, S., Lehmann, C. Intravital imaging of pulmonary immune response in inflammation and infection. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 620471 (2021).
  2. Gaertner, M., et al. Toward a comprehensive interpretation of intravital microscopy images in studies of lung tissue dynamics. Journal of Biomedical Optics. 20 (6), 066009 (2015).
  3. Kreisel, D., et al. In vivo two-photon imaging reveals monocyte-dependent neutrophil extravasation during pulmonary inflammation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (42), 18073-18078 (2010).
  4. Looney, M., et al. Stabilized imaging of immune surveillance in the mouse lung. Nature Methods. 8 (2), 91-96 (2011).
  5. Bennewitz, M. F., Watkins, S. C., Sundda, P. Quantitative intravital two-photon excitation microscopy reveals absence of pulmonary vasoocclusion in unchallenged sickle cell disease mice. IntraVital. 3 (2), 29748 (2014).
  6. Blueschke, G., et al. Automated measurement of microcirculatory blood flow velocity in pulmonary metastases of rats. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (93), e51630 (2014).
  7. Tabuchi, A., et al. Precapillary oxygenation contributes relevantly to gas exchange in the intact lung. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 188 (4), 474-481 (2013).
  8. Rodriguez-Tirado, C., et al. Long-term high-resolution intravital microscopy in the lung with a vacuum stabilized imaging window. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (116), e54603 (2016).
  9. Fiole, D., et al. Two-photon intravital imaging of lungs during anthrax infection reveals long-lasting macrophage-dendritic cell contacts. Infection and Immunity. 82 (2), 864-872 (2014).
  10. Thanabalasuriar, A., Neupane, A. S., Wang, J., Krummel, M. F., Kubes, P. iNKT cell emigration out of the lung vasculature requires neutrophils and monocyte-derived dendritic cells in inflammation. Cell Reports. 16 (12), 3260-3272 (2016).
  11. Neupane, A. S., et al. Patrolling alveolar macrophages conceal bacteria from the immune system to maintain homeostasis. Cell. 183 (1), 110-125 (2020).
  12. Tschernig, T., et al. Direct visualisation of microparticles in the living lung. Experimental and Toxicologic Pathology. 65 (6), 883-886 (2013).
  13. Mertens, M., et al. Alveolar dynamics in acute lung injury: Heterogeneous distension rather than cyclic opening and collapse. Critical Care Medicine. 37 (9), 2604-2611 (2009).
  14. Matuszak, J., Tabuchi, A., Kuebler, W. M. Ventilation and perfusion at the alveolar level: Insights from lung intravital microscopy. Frontiers in Physiology. 11, 291 (2020).
  15. Margraf, A., et al. 6% Hydroxyethyl starch (HES 130/0.4) diminishes glycocalyx degradation and decreases vascular permeability during systemic and pulmonary inflammation in mice. Critical Care. 22 (1), 1-12 (2018).
  16. Roller, J., et al. Direct in vivo observations of P-selectin glycoprotein ligand-1-mediated leukocyte-endothelial cell interactions in the pulmonary microvasculature in abdominal sepsis in mice. Inflammation Research. 62 (3), 275-282 (2012).
  17. Marques, P., et al. Cigarette smoke increases endothelial CXCL16-leukocyte CXCR6 adhesion in vitro and in vivo. Potential consequences in chronic obstructive pulmonary disease. Frontiers in Immunology. 8, 1766 (2017).
  18. Condon, M. R., Kim, J. E., Deitch, E. A., Machiedo, G. W., Spolarics, Z. Appearance of an erythrocyte population with decreased deformability and hemoglobin content following sepsis. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 284 (6), 2177-2184 (2003).
  19. Trzeciak, S., et al. Early microcirculatory perfusion derangements in patients with severe sepsis and septic shock: Relationship to hemodynamics, oxygen transport, and survival. Annals of Emergency Medicine. 49 (1), 88-98 (2007).
  20. Kim, Y. M., Jeong, S., Choe, Y. H., Hyun, Y. M. Two-photon intravital imaging of leukocyte migration during inflammation in the respiratory system. Acute and Critical Care. 34 (2), 101-107 (2019).
  21. Faust, N., Varas, F., Kelly, L. M., Heck, S., Graf, T. Insertion of enhanced green fluorescent protein into the lysozyme gene creates mice with green fluorescent granulocytes and macrophages. Blood. 96 (2), 719-726 (2000).
  22. Orthgiess, J., et al. Neurons exhibit Lyz2 promoter activity in vivo: Implications for using LysM-Cre mice in myeloid cell research. European Journal of Immunology. 46 (6), 1529-1532 (2016).
  23. Schindelin, J., et al. Fiji: An open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  24. Tabuchi, A., Mertens, M., Kuppe, H., Pries, A. R., Kuebler, W. M. Intravital microscopy of the murine pulmonary microcirculation. Journal of Applied Physiology. 104 (2), 338-346 (2008).
  25. Butt, Y., Kurdowska, A., Allen, T. C. Acute lung injury: A clinical and molecular review. Archives of Pathology and Laboratory Medicine. 140 (4), 345-350 (2016).
  26. Park, I., et al. Neutrophils disturb pulmonary microcirculation in sepsis-induced acute lung injury. European Respiratory Journal. 53 (3), 1800786 (2019).
  27. Kim, J. K., et al. In vivo imaging of tracheal epithelial cells in mice during airway regeneration. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 47 (6), 864-868 (2012).
  28. Pieper, M., Schulz-Hildebrandt, H., Mall, M. A., Hüttmann, G., König, P. Intravital microscopic optical coherence tomography imaging to assess mucus-mobilizing interventions for muco-obstructive lung disease in mice. American Journal of Physiology – Lung Cellular and Molecular Physiology. 318 (3), 518-524 (2020).
  29. Lamm, W. J. E., Bernard, S. L., Wiltz, W., Wagner, J., Glenny, R. W. Intravital microscopic observations of 15-µm microspheres lodging in the pulmonary microcirculation. Journal of Applied Physiology. 98 (6), 2242-2248 (2005).
  30. Entenberg, D., et al. A permanent window for the murine lung enables high-resolution imaging of cancer metastasis. Nature Methods. 15 (1), 73-80 (2018).
  31. Amato, M. B. P., et al. Effect of a protective-ventilation strategy on mortality in the acute respiratory distress syndrome. New England Journal of Medicine. 338 (6), 347-354 (2009).
  32. Looney, M. R., Bhattacharya, J. Live imaging of the lung. Annual Review of Physiology. 76, 431-445 (2013).

Play Video

Diesen Artikel zitieren
Hall, S., Faridi, S., Euodia, I., Tanner, S., Chojnacki, A. K., Patel, K. D., Zhou, J., Lehmann, C. Intravital Widefield Fluorescence Microscopy of Pulmonary Microcirculation in Experimental Acute Lung Injury Using a Vacuum-Stabilized Imaging System. J. Vis. Exp. (182), e63733, doi:10.3791/63733 (2022).

View Video