Summary

Оптический пинцет для изучения РНК-белковых взаимодействий в регуляции трансляции

Published: February 12, 2022
doi:

Summary

Этот протокол представляет собой полный экспериментальный рабочий процесс для изучения РНК-белковых взаимодействий с использованием оптического пинцета. Описано несколько возможных экспериментальных установок, включая комбинацию оптического пинцета с конфокальной микроскопией.

Abstract

РНК принимает различные структурные складки, которые необходимы для ее функций и, таким образом, могут влиять на различные процессы в клетке. Кроме того, структура и функция РНК могут модулироваться различными транс-действующими факторами, такими как белки, метаболиты или другие РНК. Например, молекулы РНК со сдвигом кадров представляют собой регуляторные РНК, расположенные в кодирующих областях, которые направляют трансляцию рибосом в альтернативную открытую рамку считывания и, таким образом, действуют как переключатели генов. Они также могут принимать различные складки после связывания с белками или другими транс-факторами. Чтобы проанализировать роль РНК-связывающих белков в трансляции и то, как они модулируют структуру и стабильность РНК, крайне важно одновременно изучить взаимодействие и механические особенности этих РНК-белковых комплексов. Эта работа иллюстрирует, как использовать одномолекулярные флуоресцентно-связанные оптические пинцеты для изучения конформационного и термодинамического ландшафта РНК-белковых комплексов с высоким разрешением. В качестве примера разработано взаимодействие запрограммированного рибосомного элемента сдвига рамки SARS-CoV-2 с короткой изоформой трансактивного фактора противовирусного белка цинк-пальцев. Кроме того, флуоресцентно-меченые рибосомы контролировали с использованием конфокальной единицы, что в конечном итоге позволило бы изучать удлинение трансляции. Флуоресцентный связанный анализ OT может быть широко применен для изучения различных РНК-белковых комплексов или транс-действующих факторов, регулирующих трансляцию, и может облегчить исследования регуляции генов на основе РНК.

Introduction

Передача генетической информации от ДНК к белкам через мРНК – сложный биохимический процесс, который точно регулируется на всех уровнях посредством макромолекулярных взаимодействий внутри клеток. Для трансляционной регуляции РНК-белковые взаимодействия играют решающую роль в быстрой реакции на различные раздражители и сигналы1,2. Некоторые РНК-белковые взаимодействия влияют на стабильность мРНК и тем самым изменяют время, в течение которого РНК является трансляционно активной. Другие РНК-белковые взаимодействия связаны с механизмами перекодирования, такими как стоп-кодон, обход или запрограммированное рибосомное сдвиги кадра (PRF)3,4,5,6,7. Недавно было продемонстрировано, что ряд РНК-связывающих белков (RBP) взаимодействуют со стимулирующими элементами мРНК и механизмом трансляции, чтобы диктовать, когда и сколько перекодирования произойдет в клетке7,8,9,10,11. Таким образом, чтобы проанализировать роль РНК-связывающих белков в трансляции и то, как они модулируют структуру и стабильность РНК, важно детально изучить принципы взаимодействия и механические свойства этих РНК-белковых комплексов.

Десятилетия работы заложили основу для изучения многоступенчатого и многокомпонентного процесса трансляции, который опирается на сложную связь между РНК и белковыми компонентами механизма трансляции для достижения скорости и точности12,13,14. Следующим важным шагом в понимании сложных регуляторных событий является определение сил, временных шкал и структурных детерминант во время трансляции с высокой точностью12,15,16,17. Изучение конформационной динамики РНК и особенно того, как трансдействующие вспомогательные факторы действуют на структуру РНК во время трансляции, было дополнительно освещено появлением одномолекулярных инструментов, включая оптические пинцеты или волноводы нулевого режима16,17,18,19,20,21,22,23,24 ,25,26.

Оптический пинцет (OT) представляет собой высокоточный одномолекулярный метод, который был применен для изучения многих видов РНК-зависимых динамических процессов, включая транскрипцию и трансляцию26,27,28,29,30,31,32. Использование оптического пинцета позволило детально исследовать молекулярные взаимодействия, структуры нуклеиновых кислот и термодинамические свойства, кинетику и энергетику этих процессов16,17,22,33,34,35,36,37,38,39 . Оптический пинцет основан на захвате микроскопических объектов сфокусированным лазерным лучом. В типичном эксперименте с ОТ интересующая молекула привязана между двумя прозрачными (обычно полистирольными) шариками (рисунок 1А)27. Эти бусины затем захватываются оптическими ловушками, которые ведут себя как пружины. Таким образом, сила, приложенная к молекуле, может быть рассчитана на основе смещения шарика от центра сфокусированного лазерного луча (центра ловушки). В последнее время оптический пинцет был объединен с конфокальной микроскопией (рисунок 1B), что позволяет проводить флуоресценцию или измерения резонансного переноса энергии Фёрстера (FRET)40,41,42. Это открывает совершенно новую область возможных экспериментов, позволяющих одновременно измерять и, следовательно, точно соотносить данные силовой спектроскопии и флуоресценции.

Здесь мы демонстрируем эксперименты с использованием оптического пинцета в сочетании с конфокальной микроскопией для изучения белково-РНК-взаимодействий, регулирующих трансляционное смещение кадра. Между объективом и конденсатором проточная ячейка с пятью каналами обеспечивает непрерывное применение пробы с ламинарной подачей. Через микрофлюидные каналы различные компоненты могут быть введены напрямую, что уменьшает практическое время, а также позволяет очень мало потреблять образец на протяжении всего эксперимента.

Во-первых, предлагается базовое руководство, помогающее в разработке экспериментов ОТ, и обсуждаются преимущества, а также подводные камни различных установок. Далее описывается подготовка образцов и экспериментальные рабочие процессы, а также предоставляется протокол анализа данных. Чтобы представить пример, мы излагаем результаты, полученные в результате экспериментов по растяжению РНК для изучения элементов РНК, изменяющих кадр SARS-CoV-2 (рисунок 2A) с трансдействующим фактором короткой изоформой противовирусного белка цинк-пальца (ZAP), который изменяет трансляцию вирусной РНК из альтернативного кадра считывания43. Кроме того, показано, что флуоресцентно-меченые рибосомы могут быть использованы в этом конфокальном анализе ОТ, который был бы полезен для мониторинга процессивности и скорости машины перевода. Метод, представленный здесь, может быть использован для быстрого тестирования эффекта различных буферов, лигандов или других клеточных компонентов для изучения различных аспектов трансляции. Наконец, обсуждаются распространенные экспериментальные подводные камни и способы их устранения. Ниже изложены некоторые важные моменты в экспериментальном проектировании.

Проектирование конструкций
В принципе, существует два общих подхода к созданию OT-совместимой конструкции РНК. Первый подход использует длинную молекулу РНК, которая гибридизуется с комплементарными ручками ДНК, что дает конструкцию, состоящую из двух гибридных областей РНК/ДНК, фланкирующих одноцепочечную последовательность РНК посередине (рисунок 2B). Этот подход используется в большинстве экспериментов с ОТ РНК33,44,45.

Второй подход использует преимущества дескрипторов dsDNA с короткими (около 20 нт) свесами15,17. Эти выступы затем гибридизуются с молекулой РНК. Несмотря на более сложную конструкцию, использование дескрипторов dsDNA преодолевает некоторые ограничения гибридной системы ДНК/РНК. В принципе, могут быть реализованы даже очень длинные ручки (>10кб), что более удобно для конфокальных измерений. Кроме того, молекула РНК может быть лигирована на ручки ДНК для повышения стабильности троса.

Стратегия конечной маркировки
Конструкция должна быть привязана к бусинам посредством сильного молекулярного взаимодействия. Хотя существуют подходы к ковалентному связыванию ручек с бусинами46, сильные, но нековалентные взаимодействия, такие как стрептавидин-биотин и дигоксигенин-антитело, обычно используются в экспериментах OT15,33,35,45. В описанном протоколе конструкция маркирована биотином или дигоксигенином, а шарики покрыты стрептавидином или антителами против дигоксигенина соответственно (фиг.1А). Этот подход был бы пригоден для приложения сил примерно до 60 пН (на трос)47. Кроме того, использование различных стратегий маркировки 5′ и 3′ позволяет определить ориентацию троса, образованного между бусинами17.

Маркировка белка для измерения флуоресценции
Для конфокальной визуализации существует несколько широко используемых подходов к флуоресцентной маркировке. Например, флуорофоры могут быть ковалентно присоединены к аминокислотным остаткам, которые находятся в белках или вводятся сайт-направленным мутагенезом через реакционноспособную органическую группу. Тиоловые или амино-реактивные красители могут быть использованы для маркировки остатков цистеина и лизина соответственно. Существует несколько обратимых методов защиты для повышения специфичности маркировки48,49, однако нативные белки обычно маркируются несколькими остатками. Хотя небольшой размер флуорофора может дать преимущество, неспецифическая маркировка может влиять на активность белка и, таким образом, интенсивность сигнала может варьироваться49. Также в зависимости от эффективности маркировки интенсивность сигнала может отличаться в разных экспериментах. Поэтому перед экспериментом следует выполнить проверку активности.

В случае, если интересующий белок содержит N- или C-концевую метку, такую как His-tag или strep-tag, специфическая маркировка этих меток представляет собой другой популярный подход. Кроме того, маркировка, нацеленная на метки, снижает вероятность вмешательства флуорофора в активность белка и может повысить растворимость49. Тем не менее, маркировка, специфичная для метки, обычно дает монофлуорофорные меченые белки, которые может быть трудно обнаружить. Другой способ специфической маркировки может быть достигнут путем использования антител.

Настройка микрофлюидики
Сочетание ОТ с системой микрофлюидики позволяет быстро переходить между различными экспериментальными условиями. Кроме того, современные системы используют преимущества поддержания ламинарного потока внутри проточной ячейки, что исключает смешивание жидкостей из других каналов в перпендикулярном направлении относительно направления потока. Поэтому ламинарный поток особенно выгоден для экспериментального проектирования. В настоящее время обычно используются проточные ячейки с 5 каналами (рисунок 3).

Protocol

1. Пробоподготовка Клонируйте интересующую последовательность в вектор, содержащий фрагменты лямбда-ДНК, которые служат дескрипторными последовательностями (рисунок 2)43,50. Сначала сгенерируют шаблон ДНК для последую?…

Representative Results

В этом разделе основное внимание уделяется измерениям взаимодействий РНК-белок/лиганд флуоресцентным оптическим пинцетом. Описание общих экспериментов с оптическим пинцетом РНК и соответствующих репрезентативных результатов см. в разделе32. Для более подробного обсужде…

Discussion

Здесь мы демонстрируем использование флуоресцентно-связанных оптических пинцетов для изучения взаимодействий и динамического поведения молекул РНК с различными лигандами. Ниже обсуждаются критические шаги и ограничения данной методики.

Критические шаги в проток…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Мы благодарим Ануджу Кибе и профессора Редмонда Смита за критическое рецензирование рукописи. Благодарим Татьяну Кох за экспертную техническую помощь. Благодарим Кристину Пекаркову за помощь в записи экспериментальных видео. Работа в нашей лаборатории поддерживается Ассоциацией Гельмгольца и финансированием гранта Европейского исследовательского совета (ERC) Nr. 948636 (NC).

Materials

Bacterial Strains
E. coli HB101 lab collection N/A cloning of the vectors
Chemicals and enzymes
Sodium chloride Sigma-Aldrich 31424 Buffers
Biotin-16-dUTP Roche 11093070910 Biotinylation
BSA Sigma-Aldrich A4737 Buffers
Catalase Lumicks N/A Oxygen scavanger system
Dithiothreitol (DTT) Melford Labs D11000 Buffers
DNAse I from bovine pancreas Sigma-Aldrich D4527 in vitro transcription
dNTPs Th.Geyer 11786181 PCR
EDTA Sigma-Aldrich E9884 Buffers
Formamide Sigma-Aldrich 11814320001 Buffers
Glucose Sigma-Aldrich G8270-1KG Oxygen scavanger system
Glucose-oxidase Lumicks N/A Oxygen scavanger system
HEPES Carl Roth HN78.3 Buffers
Magnesium chloride Carl Roth 2189.1 Buffers
Phusion DNA polymerase NEB M0530L Gibson assembly, cloning
Potassium chloride Merck 529552-1KG Buffers
PrimeSTAR GXL DNA Polymerase Takara Bio Clontech R050A PCR
Pyrophosphotase, thermostabile, inorganic NEB M0296L in vitro transcription
RNase Inhibitor Molox 1000379515 Buffers
rNTPS life technologies R0481 in vitro transcription
Sodium thiosulophate Sigma-Aldrich S6672-500G Bleach deactivation
Sytox Green Lumicks N/A confocal measurements
T4 DNA Polymerase NEB M0203S Biotinylation
T5 exonuclease NEB M0363S Gibson assembly, cloning
T7 RNA polymerase Produced in-house N/A in vitro transcription
Taq DNA polymerase NEB M0267S PCR
Taq ligase Biozym L6060L Gibson assembly, cloning
TWEEN 20 BioXtra Sigma-Aldrich P7949 Buffers
Kits
Monolith Protein Labeling Kit RED-NHS 2nd Generation (Amine Reactive) Nanotemper MO-L011 Used for ribosome labeling
Purefrex 2.0 GeneFrontier PF201-0.25-EX Ribosomes used for the labeling
Oligonucleotides
5' handle T7 forward Microsynth custom order 5’ – CTTAATACGACTCACTATAGGTC
CTTTCTGTGGACGCC – 3’, used to generate OT in vitro transcription template in PCR 1
3’ handle reverse Microsynth custom order 5' -  GTCAAAGTGCGCCCCGTTATCC – 3', used to generate OT in vitro transcription template in PCR 1
5' handle forward Microsynth custom order 5' – TCCTTTCTGTGGACGCCGC – 3' , used to generate 5' handle in PCR 2
5’ handle reverse Microsynth custom order 5’ – CATAAATACCTCTTTACTAATATA
TATACCTTCGTAAGCTAGCGT – 3’, used to generate 5' handle in PCR 2
3’ handle forward Microsynth custom order 5' – ATCCTGCAACCTGCTCTTCGCC
AG – 3', used to generate 3' handle in PCR 3
3’ handle reverse 5’labeled with digoxigenin Microsynth custom order 5' -[Dig]-GTCAAAGTGCGCCCCGTTATCC – 3', used to generate 3' handle in PCR 3
DNA vectors
pMZ_OT produced in-house N/A further description in "Structural studies of Cardiovirus 2A protein reveal the molecular basis for RNA recognition and translational control"
Chris H. Hill, Sawsan Napthine, Lukas Pekarek, Anuja Kibe, Andrew E. Firth, Stephen C. Graham, Neva Caliskan, Ian Brierley
bioRxiv 2020.08.11.245035; doi: https://doi.org/10.1101/2020.08.11.245035
Software and Algorithms
Atom https://atom.io/packages/ide-python N/A
Bluelake Lumicks N/A
Graphpad https://www.graphpad.com/ N/A
InkScape 0.92.3 https://inkscape.org/ N/A
Matlab https://www.mathworks.com/products/matlab.html N/A
POTATO https://github.com/lpekarek/POTATO.git N/A
RNAstructure https://rna.urmc.rochester.edu/RNAstructure.html N/A
Spyder https://www.spyder-ide.org/ N/A
其他
Streptavidin Coated Polystyrene Particles, 1.5-1.9 µm, 5 ml, 1.0% w/v Spherotech SVP-15-5
Anti-digoxigenin Coated Polystyrene Particles, 2.0-2.4 µm, 2 ml, 0.1% w/v Spherotech DIGP-20-2
Syringes VWR TERUMO SS+03L1
Devices
C-trap Lumicks N/A  optical tweezers coupled with confocal microscopy

References

  1. Balcerak, A., Trebinska-Stryjewska, A., Konopinski, R., Wakula, M., Grzybowska, E. A. RNA-protein interactions: disorder, moonlighting and junk contribute to eukaryotic complexity. Open Biology. 9 (6), 190096 (2019).
  2. Armaos, A., Zacco, E., Sanchez de Groot, N., Tartaglia, G. G. RNA-protein interactions: Central players in coordination of regulatory networks. BioEssays. 43 (2), 2000118 (2021).
  3. Firth, A. E., Brierley, I. Non-canonical translation in RNA viruses. Journal of General Virology. 93, 1385-1409 (2012).
  4. Caliskan, N., Peske, F., Rodnina, M. V. Changed in translation: mRNA recoding by −1 programmed ribosomal frameshifting. Trends in Biochemical Sciences. 40 (5), 265-274 (2015).
  5. Jaafar, Z. A., Kieft, J. S. Viral RNA structure-based strategies to manipulate translation. Nature Reviews Microbiology. 17 (2), 110-123 (2019).
  6. Eswarappa, S. M., et al. Programmed translational readthrough generates antiangiogenic VEGF-Ax. Cell. 157 (7), 1605-1618 (2014).
  7. Rodnina, M. V., et al. Translational recoding: canonical translation mechanisms reinterpreted. Nucleic Acids Research. 48 (3), 1056-1067 (2020).
  8. Li, Y., et al. Transactivation of programmed ribosomal frameshifting by a viral protein. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111 (21), 2172 (2014).
  9. Napthine, S., et al. Protein-directed ribosomal frameshifting temporally regulates gene expression. Nature Communications. 8 (1), 15582 (2017).
  10. Patel, A., et al. Molecular characterization of the RNA-protein complex directing -2/-1 programmed ribosomal frameshifting during arterivirus replicase expression. Journal of Biological Chemistry. 295 (52), 17904-17921 (2020).
  11. Napthine, S., Bell, S., Hill, C. H., Brierley, I., Firth, A. E. Characterization of the stimulators of protein-directed ribosomal frameshifting in Theiler’s murine encephalomyelitis virus. Nucleic Acids Research. 47 (15), 8207-8223 (2019).
  12. Marshall, R. A., Aitken, C. E., Dorywalska, M., Puglisi, J. D. Translation at the Single-Molecule Level. Annual Review of Biochemistry. 77 (1), 177-203 (2008).
  13. Rodnina, M. V. The ribosome in action: Tuning of translational efficiency and protein folding. Protein science : A publication of the Protein Society. 25 (8), 1390-1406 (2016).
  14. Rodnina, M. V., Fischer, N., Maracci, C., Stark, H. Ribosome dynamics during decoding. Philosophical Transactions of Royal Society of London B Biological Sciences. 372 (1716), (2017).
  15. Yan, S., Wen, J. D., Bustamante, C., Tinoco, I. Ribosome excursions during mRNA translocation mediate broad branching of frameshift pathways. Cell. 160 (5), 870-881 (2015).
  16. Liu, T., et al. Direct measurement of the mechanical work during translocation by the ribosome. eLife. 3, 03406 (2014).
  17. Desai, V. P., et al. Co-temporal force and fluorescence measurements reveal a ribosomal gear shift mechanism of translation regulation by structured mRNAs. Molecular Cell. 75 (5), 1007-1019 (2019).
  18. Choi, J., O’Loughlin, S., Atkins, J. F., Puglisi, J. D. The energy landscape of -1 ribosomal frameshifting. Science Advances. 6 (1), (2020).
  19. Prabhakar, A., Puglisi, E. V., Puglisi, J. D. Single-molecule fluorescence applied to translation. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 11 (1), 032714 (2019).
  20. Bao, C., et al. mRNA stem-loops can pause the ribosome by hindering A-site tRNA binding. Elife. 9, 55799 (2020).
  21. Chen, J., Tsai, A., O’Leary, S. E., Petrov, A., Puglisi, J. D. Unraveling the dynamics of ribosome translocation. Current Opinion in Structural Biology. 22 (6), 804-814 (2012).
  22. Qu, X., et al. The ribosome uses two active mechanisms to unwind messenger RNA during translation. Nature. 475 (7354), 118-121 (2011).
  23. Zheng, Q., et al. Ultra-stable organic fluorophores for single-molecule research. Chemical Society Reviews. 43 (4), 1044-1056 (2014).
  24. Blanchard, S. C. Single-molecule observations of ribosome function. Current Opinion in Structural Biology. 19 (1), 103-109 (2009).
  25. Juette, M. F., et al. The bright future of single-molecule fluorescence imaging. Current Opinion in Chemical Biology. 20, 103-111 (2014).
  26. McCauley, M. J., Williams, M. C. Mechanisms of DNA binding determined in optical tweezers experiments. Biopolymers. 85 (2), 154-168 (2007).
  27. Ashkin, A., Dziedzic, J. M., Bjorkholm, J. E., Chu, S. Observation of a single-beam gradient force optical trap for dielectric particles. Optics Letters. 11 (5), 288-290 (1986).
  28. Bustamante, C., Smith, S. B., Liphardt, J., Smith, D. Single-molecule studies of DNA mechanics. Current Opinion in Structural Biology. 10 (3), 279-285 (2000).
  29. Choudhary, D., Mossa, A., Jadhav, M., Cecconi, C. Bio-molecular applications of recent developments in optical tweezers. Biomolecules. 9 (1), 23 (2019).
  30. Moffitt, J. R., Chemla, Y. R., Smith, S. B., Bustamante, C. Recent advances in optical tweezers. Annual Reviews of Biochemistry. 77, 205-228 (2008).
  31. Li, P. T. X., Vieregg, J., Tinoco, I. How RNA Unfolds and Refolds. Annual Review of Biochemistry. 77 (1), 77-100 (2008).
  32. Stephenson, W., Wan, G., Tenenbaum, S. A., Li, P. T. Nanomanipulation of single RNA molecules by optical tweezers. Journal of Visualized Experiments. (90), e51542 (2014).
  33. Halma, M. T. J., Ritchie, D. B., Cappellano, T. R., Neupane, K., Woodside, M. T. Complex dynamics under tension in a high-efficiency frameshift stimulatory structure. Proceedings of the National Academy of Sciences. 116 (39), 19500 (2019).
  34. Hansen, T. M., Reihani, S. N. S., Oddershede, L. B., Sørensen, M. A. Correlation between mechanical strength of messenger RNA pseudoknots and ribosomal frameshifting. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (14), 5830-5835 (2007).
  35. Zhong, Z., et al. Mechanical unfolding kinetics of the SRV-1 gag-pro mRNA pseudoknot: possible implications for -1 ribosomal frameshifting stimulation. Science Reports. 6, 39549 (2016).
  36. McCauley, M. J., Rouzina, I., Li, J., Núñez, M. E., Williams, M. C. Significant differences in RNA structure destabilization by HIV-1 GagDp6 and NCp7 proteins. Viruses. 12 (5), 484 (2020).
  37. de Messieres, M., et al. Single-molecule measurements of the CCR5 mRNA unfolding pathways. Biophysics Journal. 106 (1), 244-252 (2014).
  38. Yang, L., et al. Single-molecule mechanical folding and unfolding of RNA hairpins: Effects of single A-U to A·C pair substitutions and single proton binding and implications for mRNA structure-induced -1 ribosomal frameshifting. Journal of American Chemical Society. 140 (26), 8172-8184 (2018).
  39. McCauley, M. J., et al. Targeted binding of nucleocapsid protein transforms the folding landscape of HIV-1 TAR RNA. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (44), 13555-13560 (2015).
  40. Whitley, K. D., Comstock, M. J., Chemla, Y. R. High-resolution "Fleezers": Dual-trap optical tweezers combined with single-molecule fluorescence detection. Methods in Molecular Biology. 1486, 183-256 (2017).
  41. Yerramilli, V. S., Kim, K. H. Labeling RNAs in live cells using malachite green aptamer scaffolds as fluorescent probes. ACS Synthetic Biology. 7 (3), 758-766 (2018).
  42. Gross, P., Farge, G., Peterman, E. J., Wuite, G. J. Combining optical tweezers, single-molecule fluorescence microscopy, and microfluidics for studies of DNA-protein interactions. Methods in Enzymology. 475, 427-453 (2010).
  43. Zimmer, M. M., et al. The short isoform of the host antiviral protein ZAP acts as an inhibitor of SARS-CoV-2 programmed ribosomal frameshifting. Nature Communications. 12 (1), 7193 (2021).
  44. Neupane, K., Yu, H., Foster, D. A. N., Wang, F., Woodside, M. T. Single-molecule force spectroscopy of the add adenine riboswitch relates folding to regulatory mechanism. Nucleic acids research. 39 (17), 7677-7687 (2011).
  45. Ritchie, D. B., Soong, J., Sikkema, W. K., Woodside, M. T. Anti-frameshifting ligand reduces the conformational plasticity of the SARS virus pseudoknot. Journal of the American Chemical Society. 136 (6), 2196-2199 (2014).
  46. Janissen, R., et al. Invincible DNA tethers: covalent DNA anchoring for enhanced temporal and force stability in magnetic tweezers experiments. Nucleic Acids Research. 42 (18), 137 (2014).
  47. Smith, S. B., Cui, Y., Bustamante, C. Overstretching B-DNA: The elastic response of individual double-stranded and single-stranded DNA molecules. Science. 271 (5250), 795 (1996).
  48. Puljung, M. C., Zagotta, W. N. Labeling of specific cysteines in proteins using reversible metal protection. Biophysical Journal. 100 (10), 2513-2521 (2011).
  49. Toseland, C. P. Fluorescent labeling and modification of proteins. Journal of Chemical Biology. 6 (3), 85-95 (2013).
  50. Hill, C. H., et al. Structural and molecular basis for Cardiovirus 2A protein as a viral gene expression switch. Nature Communications. 12 (1), 7166 (2021).
  51. Butterworth, S. On the theory of filter amplifiers. Experimental Wireless and the Wireless Engineer. 7, 536-541 (1930).
  52. Wang, M. D., Yin, H., Landick, R., Gelles, J., Block, S. M. Stretching DNA with optical tweezers. Biophysics Journal. 72 (3), 1335-1346 (1997).
  53. Mukhortava, A., et al. Structural heterogeneity of attC integron recombination sites revealed by optical tweezers. Nucleic Acids Research. 47 (4), 1861-1870 (2019).
  54. Buck, S., Pekarek, L., Caliskan, N. POTATO: An automated pipeline for batch analysis of optical tweezers data. bioRxiv. , (2021).
  55. Zhang, Y., Jiao, J., Rebane, A. A. Hidden Markov modeling with detailed balance and its application to single protein folding. Biophysical Journal. 111 (10), 2110-2124 (2016).
  56. Sgouralis, I., Pressé, S. An introduction to infinite HMMs for single-molecule data analysis. Biophysics Journal. 112 (10), 2021-2029 (2017).
  57. Müllner, F. E., Syed, S., Selvin, P. R., Sigworth, F. J. Improved hidden Markov models for molecular motors, part 1: basic theory. Biophysical Journal. 99 (11), 3684-3695 (2010).
  58. Elms, P. J., Chodera, J. D., Bustamante, C. J., Marqusee, S. Limitations of constant-force-feedback experiments. Biophysical Journal. 103 (7), 1490-1499 (2012).
  59. Re, A., Joshi, T., Kulberkyte, E., Morris, Q., Workman, C. T. RNA-protein interactions: an overview. Methods Molecular Biology. 1097, 491-521 (2014).
  60. Jankowsky, E., Harris, M. E. Specificity and nonspecificity in RNA-protein interactions. Nature reviews. Molecular Cell Biology. 16 (9), 533-544 (2015).
  61. Lim, F., Peabody, D. S. RNA recognition site of PP7 coat protein. Nucleic Acids Research. 30 (19), 4138-4144 (2002).
  62. Sunbul, M., Jäschke, A. SRB-2: a promiscuous rainbow aptamer for live-cell RNA imaging. Nucleic Acids Research. 46 (18), 110 (2018).
  63. Sanchez de Groot, N., et al. RNA structure drives interaction with proteins. Nature Communications. 10 (1), 3246 (2019).
  64. Zeffman, A., Hassard, S., Varani, G., Lever, A. The major HIV-1 packaging signal is an extended bulged stem loop whose structure is altered on interaction with the Gag polyprotein. Journal of Molecular Biology. 297 (4), 877-893 (2000).
  65. Mangeol, P., et al. Probing ribosomal protein-RNA interactions with an external force. Proceedings of the National Academy of Sciences. 108 (45), 18272 (2011).
  66. Luo, X., et al. Molecular mechanism of RNA recognition by Zinc-Finger antiviral protein. Cell Reports. 30 (1), 46-52 (2020).
  67. Qu, X., Lancaster, L., Noller, H. F., Bustamante, C., Tinoco, I. Ribosomal protein S1 unwinds double-stranded RNA in multiple steps. Proceedings of the National Academy of Science U. S. A. 109 (36), 14458-14463 (2012).
  68. Chandra, V., Hannan, Z., Xu, H., Mandal, M. Single-molecule analysis reveals multi-state folding of a guanine riboswitch. Nature Chemical Biology. 13 (2), 194-201 (2017).
  69. Savinov, A., Perez, C. F., Block, S. M. Single-molecule studies of riboswitch folding. Biochimica et Biophysica Acta. 1839 (10), 1030-1045 (2014).
  70. Kelly, J. A., et al. Structural and functional conservation of the programmed ribosomal frameshift signal of SARS coronavirus 2 (SARS-CoV-2). Journal of Biological Chemistry. 295 (31), 10741-10748 (2020).
  71. Neupane, K., et al. Structural dynamics of single SARS-CoV-2 pseudoknot molecules reveal topologically distinct conformers. Nature Communications. 12 (1), 4749 (2021).
  72. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  73. Zheng, Q., Jockusch, S., Zhou, Z., Blanchard, S. C. The contribution of reactive oxygen species to the photobleaching of organic fluorophores. Photochemistry and Photobiology. 90 (2), 448-454 (2014).
  74. Deerinck, T. J. The application of fluorescent quantum dots to confocal, multiphoton, and electron microscopic imaging. Toxicologic Pathology. 36 (1), 112-116 (2008).
  75. Rill, N., Mukhortava, A., Lorenz, S., Tessmer, I. Alkyltransferase-like protein clusters scan DNA rapidly over long distances and recruit NER to alkyl-DNA lesions. Proceedings of the National Academy of Science U. S. A. 117 (17), 9318-9328 (2020).
  76. Swoboda, M., et al. Enzymatic oxygen scavenging for photostability without pH drop in single-molecule experiments. ACS Nano. 6 (7), 6364-6369 (2012).
  77. Aitken, C. E., Marshall, R. A., Puglisi, J. D. An oxygen scavenging system for improvement of dye stability in single-molecule fluorescence experiments. Biophysical Journal. 94 (5), 1826-1835 (2008).
  78. Wen, J. -. D., et al. Force unfolding kinetics of RNA using optical tweezers. I. Effects of experimental variables on measured results. Biophysical journal. 92 (9), 2996-3009 (2007).

Play Video

Cite This Article
Pekarek, L., Buck, S., Caliskan, N. Optical Tweezers to Study RNA-Protein Interactions in Translation Regulation. J. Vis. Exp. (180), e62589, doi:10.3791/62589 (2022).

View Video