Summary

Administración intratecal de vectores en ratas juveniles mediante inyección en cisterna lumbar

Published: March 29, 2024
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Summary

Se describe un procedimiento quirúrgico para realizar inyecciones en la cisterna lumbar de la rata juvenil. Este enfoque se ha utilizado para la administración intratecal de vectores de terapia génica, pero se prevé que este enfoque se pueda utilizar para una variedad de terapias, incluidas las células y los fármacos.

Abstract

La terapia génica es una poderosa tecnología para entregar nuevos genes a un paciente para el tratamiento de una enfermedad, ya sea para introducir un gen funcional, inactivar un gen tóxico o proporcionar un gen cuyo producto pueda modular la biología de la enfermedad. El método de administración del vector terapéutico puede adoptar muchas formas, desde la infusión intravenosa para la administración sistémica hasta la inyección directa en el tejido diana. En el caso de los trastornos neurodegenerativos, a menudo es deseable sesgar la transducción hacia el cerebro y/o la médula espinal. El enfoque menos invasivo para dirigirse a todo el sistema nervioso central implica la inyección en el líquido cefalorraquídeo (LCR), lo que permite que la terapia llegue a una gran fracción del sistema nervioso central. El método más seguro para inyectar un vector en el líquido cefalorraquídeo es la inyección intratecal lumbar, en la que se introduce una aguja en la cisterna lumbar de la médula espinal. Esta técnica, también conocida como punción lumbar, ha sido ampliamente utilizada en roedores neonatos y adultos y en modelos animales grandes. Si bien la técnica es similar en todas las especies y etapas de desarrollo, las diferencias sutiles en el tamaño, la estructura y la elasticidad de los tejidos que rodean el espacio intratecal requieren adaptaciones en el enfoque. En este artículo se describe un método para realizar la punción lumbar en ratas juveniles para administrar un vector adenoasociado al serotipo 9. Aquí, se inyectaron 25-35 μL de vector en la cisterna lumbar y se utilizó un reportero de proteína fluorescente verde (GFP) para evaluar el perfil de transducción resultante de cada inyección. Se discuten los beneficios y desafíos de este enfoque.

Introduction

La promesa de las terapias génicas mediadas por virus finalmente se ha hecho realidad en los últimos años con la aprobación de la FDA de tratamientos para la atrofia muscular espinal, la distrofia de retina, la hemofilia del factor IX, el cáncer y más 1,2,3,4. Un sinnúmero de otras terapias están actualmente en desarrollo. La terapia génica tiene como objetivo administrar un gen terapéutico a las células de un paciente. Los productos de este nuevo gen pueden reemplazar la actividad faltante de un gen endógeno deficiente, inhibir un gen tóxico, matar células cancerosas o proporcionar alguna otra función beneficiosa.

En el caso de las enfermedades que afectan al sistema nervioso central (SNC), suele ser deseable administrar el vector de terapia génica directamente al tejido diana. Los enfoques no sistémicos proporcionan dos beneficios: minimizan los efectos secundarios fuera del objetivo que pueden ser causados por la transducción periférica y reducen en gran medida la cantidad de vector necesaria para lograr niveles adecuados de transducción en el tejido objetivo5.

Existe una variedad de enfoques para administrar vectores de terapia génica al SNC. La inyección intraparenquimatosa, la inyección de un vector directamente en la médula espinal o el tejido cerebral, se puede utilizar para la administración a una región definida. Sin embargo, para muchas enfermedades, se desea una transducción amplia del SNC. Esto se puede lograr mediante la entrega de un vector al líquido cefalorraquídeo (LCR)5, el líquido que fluye dentro y alrededor del cerebro y la médula espinal. Hay tres formas principales de entregar vectores al CSF. El enfoque más invasivo es la administración intracerebroventricular, que consiste en perforar un orificio a través del cráneo y hacer avanzar una aguja a través del cerebro hasta los ventrículos laterales. Esto produce la transducción a través del cerebro. Sin embargo, el procedimiento puede causar hemorragia intracraneal, y el abordaje generalmente produce solo una transducción limitada de la médula espinal6. La inyección en la cisterna magna en la base del cráneo es menos invasiva, pero conlleva el riesgo de daño al tronco encefálico. Si bien se usa a menudo en la investigación con animales5, la inyección en la cisterna magna ya no se usa de manera rutinaria en la clínica7. La punción lumbar es el abordaje menos invasivo para acceder al líquido cefalorraquídeo. Consiste en colocar una aguja entre dos vértebras lumbares y dentro de la cisterna lumbar.

La punción lumbar para el parto del vector se realiza de forma rutinaria en ratas y ratones adultos y en ratones neonatos 8,9. Los autores de este estudio realizaron recientemente punciones lumbares en ratas jóvenes (28-30 días de edad) para administrar vectores del virus adenoasociado del serotipo 9 (AAV9). En ratas adultas, se colocó una aguja de punción lumbar neonatal verticalmente entre las vértebras L3 y L49. La colocación adecuada da como resultado un movimiento de la cola y el líquido cefalorraquídeo que fluye hacia el depósito de la aguja. Sin embargo, en ratas jóvenes, no se pudo lograr ninguna de estas lecturas. A continuación, los autores intentaron adaptar un procedimiento en ratones adultos utilizando una jeringa de insulina de 27 G insertada en un ángulo entre L5 y L610. En ratones adultos, que suelen ser más pequeños que las ratas P28, esto no produce un movimiento de la cola, pero la colocación incorrecta de la aguja es evidente por el reflujo de la inyección. Sin embargo, en ratas jóvenes, este enfoque condujo uniformemente a que la inyección se administrara por vía epidural, probablemente como resultado de la diferente elasticidad entre ratones adultos y ratas juveniles de las capas de tejido que rodean la médula espinal. A continuación, se evaluaron los abordajes de los catéteres. En concreto, se introdujo un catéter a través de una incisión en la duramadre de la cisterna lumbar y hasta la médula espinal torácica media; Sin embargo, este enfoque condujo a un reflujo sustancial del inyectado fuera del sitio de la incisión durante el parto. Los intentos de colocar el catéter en el espacio intratecal por vía percutánea utilizando una aguja guía tampoco tuvieron éxito. Debido a la estrechez del ancho interlaminar, es probable que el catéter golpee la lámina rostral y no avance.

Aquí, se describe un método para lograr una administración exitosa y reproducible de la solución a través de una punción lumbar en la rata juvenil. Este enfoque se puede utilizar para vectores virales y, probablemente, también para células, productos farmacéuticos y otras terapias.

Protocol

Este estudio fue aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Emory (IACUC). En el presente estudio se utilizaron ratas Sprague-Dawley (28-30 días de edad, masa en el rango de aproximadamente 90-135 g, machos y hembras). 1. Preparación del vector Descongele el vector AAV9 (consulte la Tabla de materiales) en hielo al comienzo del procedimiento. Centrifugar brevemente el tubo de microcentrífuga q…

Representative Results

Para determinar la precisión de la técnica de inyección, se utilizó un tinte, el azul de tripano, como sustituto de la terapéutica. Este tinte se une fácilmente a las proteínas, por lo que generalmente permanece dentro de la estructura en la que se inyectó. Esto significa que es posible que el tinte no prediga con precisión la distribución posterior a la inyección del tratamiento; Simplemente se utiliza para revelar la precisión de la inyección. Cuando se introduce con éxito en la cisterna lumbar, el azul d…

Discussion

Una amplia variedad de enfermedades afectan al SNC. Proporcionar una copia funcional del gen relevante a través de un vector viral es una estrategia de tratamiento atractiva para aquellos que son recesivos y de naturaleza monogénica, como la atrofia muscular espinal. Sin embargo, la barrera hematoencefálica (BHE) excluye la mayoría de los vectores de terapia génica administrados por vía intravenosa11. Aquellos que pueden atravesar la barrera hematoencefálica, como el AAV9, deben administrar…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Los autores desean agradecer a Steven Gray, Matthew Rioux, Nanda Regmi y Lacey Stearman de UT Southwestern por una discusión productiva sobre el desafío que plantean las ratas juveniles para la inyección intratecal. Este trabajo fue financiado en parte por Jaguar Gene Therapy (a JLFK).

Materials

200 µL filtered pipette tips MidSci PR-200RK-FL Pipetting virus
AAV9-GFP Vector Builder P200624-1005ynr AAV9 vector expressing GFP
Absorbable Suture with Needle Coated Vicryl Polyglactin 910 FS-2 3/8 Circle Reverse Cutting Needle Size 4 – 0 Braided McKesson J422H Suture
Bench pad VWR 56616-031 Surgery
Braintree Scientific Isothermal Pads, 8'' x 8'' Fisher Scientific 50-195-4664 Maintains body temperature
Buprenorphine McKesson 1013922 Analgesic
Buprenorphine-ER (1 mg/mL) Zoopharma Extended-release analgesic
Cotton swabs Fisher Scientific 19-365-409 Blood removal
Drape, Mouse, Clear Plastic, 12" x 12", with Adhesive Fenestration Steris 1212CPSTF Surgical drape
Dumont #5 Forceps Fine Science Tools 11251-20 Forceps
Electric Blanket CVS Health CVS Health Series 500 Extra Long Heating Pad
Eppendorf Research plus, 1-channel pipette, variable, 20–200 µL Eppendorf 3123000055 Pipetting virus
Fine Scissors Fine Science Tools 14059-11 Curved surgical scissors
Friedman-Pearson Rongeurs Fine Science Tools 16121-14 Laminectomy
Halsey Needle Holders Fine Science Tools 12001-13 Needle driver
Insulin Syringes with Ultra-Fine Needle 12.7 mm x 30 G 3/10 mL/cc BD 328431 Syringe
Isoflurane McKesson 803250 Anesthetic
Isopropanol wipes Fisher Scientific 22-031-350 Skin disinfection
Lidocaine, 1% McKesson 239935 Local anesthesia
Microcentrifuge Tubes: 1.5mL Fisher Scientific 05-408-137 Loading the syringe
Povidone-iodine Fisher Scientific 50-118-0481 Skin disinfection
Scalpel Handle – #4 Fine Science Tools 10004-13 Scalpel blade holder
Sure-Seal Induction Chamber Braintree Scientific EZ-17 Anesthesia box
Surgical Blade Miltex Carbon Steel No. 11 Sterile Disposable Individually Wrapped McKesson 4-111 #11 Scalpel blade
SYSTANE NIGHTTIME Eye Ointment Alcon Eye ointment
Trypan Blue VWR 97063-702 Injection

References

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Cite This Article
Donsante, A., Rasmussen, S. A., Fridovich-Keil, J. L. Intrathecal Vector Delivery in Juvenile Rats via Lumbar Cistern Injection. J. Vis. Exp. (205), e66463, doi:10.3791/66463 (2024).

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