Summary

Интратекальное введение вектора молодым крысам путем инъекции поясничного отдела цистерны

Published: March 29, 2024
doi:

Summary

Описана хирургическая методика выполнения инъекций в поясничный резервуар молодого крыса. Этот подход использовался для интратекальной доставки векторов генной терапии, но ожидается, что этот подход может быть использован для различных терапевтических средств, включая клетки и лекарственные препараты.

Abstract

Генная терапия — это мощная технология доставки новых генов пациенту для лечения заболевания, будь то введение функционального гена, инактивация токсичного гена или предоставление гена, продукт которого может модулировать биологию заболевания. Метод доставки терапевтического вектора может принимать различные формы, начиная от внутривенной инфузии для системной доставки и заканчивая прямым введением в ткань-мишень. При нейродегенеративных расстройствах часто желательно смещение трансдукции в сторону головного и/или спинного мозга. Наименее инвазивный подход к воздействию, направленный на всю центральную нервную систему, включает в себя инъекции в спинномозговую жидкость (ликвор), что позволяет терапевтическому эффекту достичь значительной части центральной нервной системы. Наиболее безопасным подходом для введения вектора в спинномозговую жидкость является поясничная интратекальная инъекция, при которой игла вводится в поясничный резервуар спинного мозга. Этот метод, также известный как люмбальная пункция, широко используется у новорожденных и взрослых грызунов, а также на крупных моделях животных. Несмотря на то, что метод схож у разных видов и стадий развития, тонкие различия в размере, структуре и эластичности тканей, окружающих интратекальное пространство, требуют аккомодации в подходе. В данной статье описан метод проведения люмбальной пункции у молодых крыс с целью доставки аденоассоциированного вектора серотипа 9. Здесь 25-35 мкл вектора вводили в поясничный отдел позвоночника, а для оценки профиля трансдукции, полученного в результате каждой инъекции, использовали репортер зеленого флуоресцентного белка (GFP). Обсуждаются преимущества и проблемы такого подхода.

Introduction

Перспектива вирусно-опосредованной генной терапии, наконец, была реализована в последние годы с одобрением FDA методов лечения спинальной мышечной атрофии, дистрофии сетчатки, гемофилии фактора IX, рака и других заболеваний. В настоящее время в разработке находится бесчисленное множество других терапевтических средств. Генная терапия направлена на доставку терапевтического гена в клетки пациента. Продукты этого нового гена могут замещать недостающую активность дефицитного эндогенного гена, ингибировать токсичный ген, убивать раковые клетки или выполнять какую-либо другую полезную функцию.

При заболеваниях, поражающих центральную нервную систему (ЦНС), часто бывает желательно доставить вектор генной терапии непосредственно в ткань-мишень. Несистемные подходы имеют два преимущества: они минимизируют побочные эффекты, которые могут быть вызваны периферической трансдукцией, и значительно уменьшают количество вектора, необходимого для достижения адекватных уровней трансдукциив целевой ткани.

Существует множество подходов к доставке векторов генной терапии в ЦНС. Интрапаренхиматозная инъекция, то есть инъекция вектора непосредственно в спинной мозг или ткань головного мозга, может быть использована для доставки в определенную область. Однако при многих заболеваниях желательна широкая трансдукция ЦНС. Это может быть достигнуто путем доставки вектора к спинномозговой жидкости (СМЖ)5, жидкости, которая течет в головном и спинном мозге и вокруг них. Существует три основных способа доставки векторов в спинномозговую жидкость. Наиболее инвазивным подходом является внутримозговая доставка, которая включает в себя сверление отверстия в черепе и продвижение иглы через мозг в боковые желудочки. Это приводит к трансдукции по всему мозгу. Тем не менее, процедура может вызвать внутричерепное кровоизлияние, и этот подход обычно приводит лишь к ограниченной трансдукции спинного мозга6. Инъекция в большую цистерну у основания черепа менее инвазивна, но несет риск повреждения ствола мозга. Несмотря на то, что инъекции в большую цистерну часто используются в исследованиях на животных5, они больше не используются рутинно в клинике7. Люмбальная пункция является наименее инвазивным подходом к доступу к спинномозговой жидкости. Это включает в себя введение иглы между двумя поясничными позвонками и в поясничный бачок.

Люмбальная пункция для доставки вектора обычно выполняется у взрослых крыс и мышей, а также у неонатальных мышей 8,9. Авторы этого исследования недавно провели люмбальную пункцию у молодых крыс (в возрасте 28-30 дней) для доставки векторов аденоассоциированного вируса серотипа 9 (AAV9). У взрослых крыс неонатальная игла для люмбальной пункции была размещена вертикально между позвонками L3 и L49. Правильное размещение приводит к взмаху хвостом и стеканию спинномозговой жидкости в игольчатый резервуар. Однако у молодых крыс ни одно из этих показаний не могло быть достигнуто. Затем авторы попытались адаптировать процедуру на взрослой мыши, используя инсулиновый шприц с концентрацией 27 г, вставленный под углом между L5 и L610. У взрослых мышей, которые обычно меньше, чем крысы P28, это не приводит к взмаху хвоста, но неправильное размещение иглы очевидно по обратному потоку инъекции. Однако у молодых крыс этот подход одинаково приводил к эпидуральной стимуляции инъекции, что, вероятно, является результатом разной эластичности слоев тканей, окружающих спинной мозг у взрослых мышей и молодых крыс. Далее оценивались катетерные доступы. В частности, катетер вводили через разрез в твердой мозговой оболочке поясничного отдела и до средней части грудного отдела спинного мозга; Однако такой подход приводил к значительному оттоку инъекции обратно из места разреза во время родов. Попытки ввести катетер в интратекальное пространство чрескожно с помощью направляющей иглы также не увенчались успехом. Из-за узкой межслойной ширины катетер, скорее всего, заденет ростральную пластинку и не сможет продвинуться вперед.

В данной работе описан метод достижения успешной и воспроизводимой доставки раствора с помощью люмбальной пункции у молодых крыс. Этот подход может быть использован для вирусных векторов, а также, вероятно, для клеток, фармацевтических препаратов и других терапевтических средств.

Protocol

Это исследование было одобрено Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) Университета Эмори. В настоящем исследовании использовались крысы Спрэг-Доули (возраст 28-30 дней, масса около 90-135 г, самцы и самки). 1. Подготовка вектора <li…

Representative Results

Чтобы определить точность техники инъекции, в качестве суррогата терапевтического препарата был использован краситель трипановый синий. Этот краситель легко связывается с белками, поэтому он обычно остается в структуре, в которую был введен. Это означает, что краситель может неточно ?…

Discussion

Самые разнообразные заболевания поражают ЦНС. Предоставление функциональной копии соответствующего гена с помощью вирусного вектора является привлекательной стратегией лечения рецессивных и моногенных заболеваний, таких как спинальная мышечная атрофия. Тем не менее, гематоэнцефал…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы хотели бы поблагодарить Стивена Грея, Мэтью Риу, Нанду Регми и Лейси Стирман из Юго-Западного университета Техаса за продуктивное обсуждение проблемы, которую представляют молодые крысы при интратекальной инъекции. Эта работа была частично поддержана финансированием от Jaguar Gene Therapy (JLFK).

Materials

200 µL filtered pipette tips MidSci PR-200RK-FL Pipetting virus
AAV9-GFP Vector Builder P200624-1005ynr AAV9 vector expressing GFP
Absorbable Suture with Needle Coated Vicryl Polyglactin 910 FS-2 3/8 Circle Reverse Cutting Needle Size 4 – 0 Braided McKesson J422H Suture
Bench pad VWR 56616-031 Surgery
Braintree Scientific Isothermal Pads, 8'' x 8'' Fisher Scientific 50-195-4664 Maintains body temperature
Buprenorphine McKesson 1013922 Analgesic
Buprenorphine-ER (1 mg/mL) Zoopharma Extended-release analgesic
Cotton swabs Fisher Scientific 19-365-409 Blood removal
Drape, Mouse, Clear Plastic, 12" x 12", with Adhesive Fenestration Steris 1212CPSTF Surgical drape
Dumont #5 Forceps Fine Science Tools 11251-20 Forceps
Electric Blanket CVS Health CVS Health Series 500 Extra Long Heating Pad
Eppendorf Research plus, 1-channel pipette, variable, 20–200 µL Eppendorf 3123000055 Pipetting virus
Fine Scissors Fine Science Tools 14059-11 Curved surgical scissors
Friedman-Pearson Rongeurs Fine Science Tools 16121-14 Laminectomy
Halsey Needle Holders Fine Science Tools 12001-13 Needle driver
Insulin Syringes with Ultra-Fine Needle 12.7 mm x 30 G 3/10 mL/cc BD 328431 Syringe
Isoflurane McKesson 803250 Anesthetic
Isopropanol wipes Fisher Scientific 22-031-350 Skin disinfection
Lidocaine, 1% McKesson 239935 Local anesthesia
Microcentrifuge Tubes: 1.5mL Fisher Scientific 05-408-137 Loading the syringe
Povidone-iodine Fisher Scientific 50-118-0481 Skin disinfection
Scalpel Handle – #4 Fine Science Tools 10004-13 Scalpel blade holder
Sure-Seal Induction Chamber Braintree Scientific EZ-17 Anesthesia box
Surgical Blade Miltex Carbon Steel No. 11 Sterile Disposable Individually Wrapped McKesson 4-111 #11 Scalpel blade
SYSTANE NIGHTTIME Eye Ointment Alcon Eye ointment
Trypan Blue VWR 97063-702 Injection

References

  1. Wurster, C., Petri, S. Progress in spinal muscular atrophy research. Curr Opin Neurol. 35 (5), 693-698 (2022).
  2. Wu, K. Y., et al. Retinitis pigmentosa: Novel therapeutic targets and drug development. Pharmaceutics. 15 (2), 685 (2023).
  3. Larkin, H. First FDA-approved gene therapy for hemophilia. JAMA. 329 (1), 14 (2023).
  4. Lee, A. Nadofaragene firadenovec: First approval. Drugs. 83 (4), 353-357 (2023).
  5. Taghian, T., et al. A safe and reliable technique for CNS delivery of AAV vectors in the cisterna magna. Mol Ther. 28 (2), 411-421 (2020).
  6. Donsante, A., et al. Intracerebroventricular delivery of self-complementary adeno-associated virus serotype 9 to the adult rat brain. Gene Ther. 23 (5), 401-407 (2016).
  7. Pellot, J. E., Jesus, O. D. Suboccipital puncture. [Updated 2022 Jul 25]. StatPearls [Internet]. , (2022).
  8. Elliger, S. S., Elliger, C. A., Aguilar, C. P., Raju, N. R., Watson, G. L. Elimination of lysosomal storage in brains of MPS vii mice treated by intrathecal administration of an adeno-associated virus vector. Gene Ther. 6 (6), 1175-1178 (1999).
  9. De La Calle, J. L., Paino, C. L. A procedure for direct lumbar puncture in rats. Brain Res Bull. 59 (3), 245-250 (2002).
  10. O’connor, D. M., Lutomski, C., Jarrold, M. F., Boulis, N. M., Donsante, A. Lot-to-lot variation in adeno-associated virus serotype 9 (AAV9) preparations. Hum Gene Ther Methods. 30 (6), 214-225 (2019).
  11. Manfredsson, F. P., Rising, A. C., Mandel, R. J. AAV9: A potential blood-brain barrier buster. Mol Ther. 17 (3), 403-405 (2009).
  12. Hudry, E., Vandenberghe, L. H. Therapeutic AAV gene transfer to the nervous system: A clinical reality. Neuron. 101 (5), 839-862 (2019).
  13. Georg-Fries, B., Biederlack, S., Wolf, J., Zur Hausen, H. Analysis of proteins, helper dependence, and seroepidemiology of a new human parvovirus. Virology. 134 (1), 64-71 (1984).
  14. Schulz, M., et al. Binding and neutralizing anti-aav antibodies: Detection and implications for rAAV-mediated gene therapy. Mol Ther. 31 (3), 616-630 (2023).
  15. Gray, S. J., Nagabhushan Kalburgi, S., Mccown, T. J., Samulski, J. R. Global CNS gene delivery and evasion of anti-aav-neutralizing antibodies by intrathecal aav administration in non-human primates. Gene Ther. 20 (4), 450-459 (2013).
  16. Meyer, K., et al. Improving single injection CSF delivery of AAV9-mediated gene therapy for sma: A dose-response study in mice and non-human primates. Mol Ther. 23 (3), 477-487 (2015).
  17. Hinderer, C., et al. Evaluation of intrathecal routes of administration for adeno-associated viral vectors in large animals. Hum Gene Ther. 29 (1), 15-24 (2018).
  18. Wang, Y. F., et al. Cerebrospinal fluid leakage and headache after lumbar puncture: A prospective non-invasive imaging study. Brain. 138, 1492-1498 (2015).
  19. Hordeaux, J., et al. Adeno-associated virus-induced dorsal root ganglion pathology). Hum Gene Ther. 31 (15-16), 808-818 (2020).
  20. Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species. Prog Neurobiol. 106-107, 1-16 (2013).
  21. Fang, H., et al. Comparison of adeno-associated virus serotypes and delivery methods for cardiac gene transfer. Hum Gene Ther Methods. 23 (4), 234-241 (2012).

Play Video

Cite This Article
Donsante, A., Rasmussen, S. A., Fridovich-Keil, J. L. Intrathecal Vector Delivery in Juvenile Rats via Lumbar Cistern Injection. J. Vis. Exp. (205), e66463, doi:10.3791/66463 (2024).

View Video