Modelo de paro cardíaco en ratón para la obtención de imágenes cerebrales y la monitorización de la fisiología cerebral durante la isquemia y la reanimación
Summary
Este protocolo demuestra un modelo único de ratón de paro cardíaco por asfixia que no requiere compresión torácica para la reanimación. Este modelo es útil para monitorizar y obtener imágenes de la dinámica de la fisiología cerebral durante el paro cardíaco y la reanimación.
Abstract
La mayoría de los sobrevivientes de paro cardíaco (AC) experimentan diversos grados de déficits neurológicos. Para comprender los mecanismos que sustentan la lesión cerebral inducida por AC y, posteriormente, desarrollar tratamientos efectivos, la investigación experimental de AC es esencial. Con este fin, se han establecido algunos modelos de CA de ratón. En la mayoría de estos modelos, los ratones se colocan en decúbito supino para realizar la compresión torácica para la reanimación cardiopulmonar (RCP). Sin embargo, este procedimiento de reanimación dificulta la obtención de imágenes/monitorización en tiempo real de la fisiología cerebral durante la AC y la reanimación. Para obtener este conocimiento crítico, el presente protocolo presenta un modelo de AC de asfixia en ratón que no requiere el paso de RCP por compresión torácica. Este modelo permite el estudio de los cambios dinámicos en el flujo sanguíneo, la estructura vascular, los potenciales eléctricos y el oxígeno del tejido cerebral desde la línea de base pre-AC hasta la reperfusión post-CA temprana. Es importante destacar que este modelo se aplica a ratones envejecidos. Por lo tanto, se espera que este modelo de AC de ratón sea una herramienta crítica para descifrar el impacto de la AC en la fisiología cerebral.
Introduction
El paro cardíaco (AC) sigue siendo una crisis de salud pública mundial1. Más de 356,000 casos de AC fuera del hospital y 290,000 en el hospital se reportan anualmente solo en los EE. UU., y la mayoría de las víctimas de CA tienen más de 60 años. Cabe destacar que las alteraciones neurológicas post-AC son comunes entre los sobrevivientes, y representan un desafío importante para el manejo de la AC 2,3,4,5. Para comprender los cambios patológicos cerebrales post-AC y sus efectos en los resultados neurológicos, se han aplicado diversas técnicas de monitorización neurofisiológica y de tejido cerebral en pacientes 6,7,8,9,10,11,12. Utilizando espectroscopía de infrarrojo cercano, también se ha realizado un monitoreo cerebral en tiempo real en ratas CA para predecir resultados neurológicos13.
Sin embargo, en los modelos murinos de AC, este enfoque de imagen se ha complicado por la necesidad de compresiones torácicas para restaurar la circulación espontánea, lo que siempre implica un movimiento físico sustancial y, por lo tanto, dificulta los delicados procedimientos de imagen. Además, los modelos de AC se realizan normalmente con ratones en posición supina, mientras que los ratones deben girarse a la posición prona para muchas modalidades de imágenes cerebrales. Por lo tanto, en muchos casos se requiere un modelo de ratón con un movimiento corporal mínimo durante la cirugía para realizar imágenes/monitoreo en tiempo real del cerebro durante todo el procedimiento de AC, que abarca desde antes de la AC hasta después de la reanimación.
Anteriormente, Zhang et al. informaron de un modelo de CA de ratón que podría ser útil para la obtención de imágenescerebrales 14. En su modelo, la AC fue inducida por inyecciones en bolo de vecuronio y esmolol seguidas del cese de la ventilación mecánica. Demostraron que después de 5 min de AC, la reanimación se podía lograr mediante la infusión de una mezcla de reanimación. Sin embargo, cabe destacar que el paro circulatorio en su modelo se produjo sólo unos 10 segundos después de la inyección de esmolol. Por lo tanto, este modelo no recapitula la progresión de la AC inducida por asfixia en los pacientes, incluida la hipercapnia y la hipoxia tisular durante el período previo a la detención.
El objetivo general del procedimiento quirúrgico actual es modelar la asfixia clínica de la AC en ratones, seguida de la reanimación sin compresiones torácicas. Este modelo de AC, por lo tanto, permite el uso de técnicas de imagen complejas para estudiar la fisiología cerebral en ratones15.
Protocol
Representative Results
Discussion
En estudios experimentales de AC, se ha utilizado asfixia, inyecciones de cloruro de potasio o fibrilación ventricular derivada de corriente eléctrica para inducir AC 16,17,18,19,20,21,22,23. Normalmente, se requiere RCP para la reanimación en estos mode…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Los autores agradecen a Kathy Gage por su apoyo editorial. Este estudio contó con el apoyo de fondos del Departamento de Anestesiología (Centro Médico de la Universidad de Duke), una subvención de la American Heart Association (18CSA34080277) y subvenciones de los Institutos Nacionales de la Salud (NIH) (NS099590, HL157354, NS117973 y NS127163).
Materials
| Adrenalin | Par Pharmaceutical | NDC 42023-159-01 | |
| Alcohol swabs | BD | 326895 | |
| Animal Bio Amp | ADInstruments | FE232 | |
| BP transducer | ADInstruments | MLT0699 | |
| Bridge Amp | ADInstruments | FE117 | |
| Heparin sodium injection, USP | Fresenius Kabi | NDC 63323-540-05 | |
| Isoflurane | Covetrus | NDC 11695-6777-2 | |
| Laser Doppler perfusion monitor | Moor Instruments | moorVMS-LDF1 | |
| Laser speckle imaging system | RWD | RFLSI III | |
| Lubricant eye ointment | Bausch + Lomb | 339081 | |
| Micro clip | Roboz | RS-5431 | |
| Mouse rectal probe | Physitemp | RET-3 | |
| Needle electrode | ADInstruments | MLA1213 | 29 Ga, 1.5 mm socket |
| Nitrogen | Airgas | UN1066 | |
| Optic plastic fibre | Moor Instruments | POF500 | |
| Otoscope | Welchallyn | 728 | 2.5 mm Speculum |
| Oxygen | Airgas | UN1072 | |
| PE-10 tubing | BD | 427401 | Polyethylene tubing |
| Povidone-iodine | CVS | 955338 | |
| PowerLab 8/35 | ADInstruments | ||
| Rimadyl (carprofen) | Zoetis | 6100701 | Injectable 50 mg/ml |
| Small animal ventilator | Kent Scientific | RoVent Jr. | |
| Temperature controller | Physitemp | TCAT-2DF | |
| Triple antibioric & pain relief | CVS | NDC 59770-823-56 | |
| Vaporizer | RWD | R583S | |
| 0.25% bupivacaine | Hospira | NDC 0409-1159-18 | |
| 0.9% sodium chroride | ICU Medical | NDC 0990-7983-03 | |
| 1 mL plastic syringe | BD | 309659 | |
| 4-0 silk suture | Look | SP116 | Black braided silk |
| 6-0 nylon suture | Ethilon | 1698G | |
| 8.4% sodium bicarbonate Inj., USP | Hospira | NDC 0409-6625-02 | |
| 20 G IV catheter | BD | 381534 | 20GA 1.6 IN |
| 30 G PrecisionGlide needle | BD | 305106 | 30 G X 1/2 |
References
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