Summary

Мышиная модель остановки сердца для визуализации мозга и мониторинга физиологии мозга во время ишемии и реанимации

Published: April 14, 2023
doi:

Summary

Данный протокол демонстрирует уникальную мышиную модель остановки сердца при асфиксии, не требующую компрессии грудной клетки для проведения реанимации. Эта модель полезна для мониторинга и визуализации динамики физиологии мозга при остановке сердца и реанимации.

Abstract

Большинство людей, перенесших остановку сердца (КА), испытывают различные степени неврологического дефицита. Чтобы понять механизмы, лежащие в основе повреждения головного мозга, вызванного СА, и, следовательно, разработать эффективные методы лечения, необходимы экспериментальные исследования КА. С этой целью было создано несколько моделей CA для мышей. В большинстве этих моделей мышей помещают в положение лежа на спине, чтобы выполнить компрессию грудной клетки для сердечно-легочной реанимации (СЛР). Тем не менее, эта процедура реанимации затрудняет визуализацию/мониторинг физиологии мозга в режиме реального времени во время КА и реанимации. Для получения таких критически важных знаний в настоящем протоколе представлена модель СА асфиксии мыши, которая не требует этапа СЛР с компрессией грудной клетки. Эта модель позволяет изучать динамические изменения кровотока, структуры сосудов, электрических потенциалов и кислорода в тканях головного мозга от исходного уровня до ранней реперфузии после КА. Важно отметить, что эта модель применима к старым мышам. Таким образом, ожидается, что эта модель СА мыши станет важным инструментом для расшифровки влияния СА на физиологию мозга.

Introduction

Остановка сердца (КА) остается глобальным кризисом общественного здравоохранения1. Только в США ежегодно регистрируется более 356 000 внебольничных и 290 000 стационарных случаев КА, и большинство жертв КА старше 60 лет. Примечательно, что неврологические нарушения после КА распространены среди выживших, и они представляют собой серьезную проблему для ведения КА 2,3,4,5. Для понимания патологических изменений головного мозга после СА и их влияния на неврологические исходы были применены различные методы нейрофизиологического мониторинга и мониторинга тканей мозга у пациентов 6,7,8,9,10,11,12. Используя ближнюю инфракрасную спектроскопию, у крыс с СА также был проведен мониторинг мозга в режиме реального времени для прогнозирования неврологических исходов13.

Однако в мышиных моделях СА такой подход к визуализации был осложнен необходимостью компрессий грудной клетки для восстановления спонтанного кровообращения, что всегда влечет за собой значительные физические движения и, таким образом, препятствует деликатным процедурам визуализации. Кроме того, модели СА обычно выполняются с мышами в положении лежа на спине, в то время как мыши должны быть повернуты в положение лежа для многих методов визуализации мозга. Таким образом, во многих случаях требуется модель мыши с минимальными движениями тела во время операции для выполнения визуализации/мониторинга мозга в режиме реального времени во время всей процедуры СА, охватывающей период до СА до реанимации.

Ранее Zhang et al. сообщили о мышиной модели CA, которая может быть полезна для визуализации мозга14. В их модели КА индуцировали болюсными инъекциями векурония и эсмолола с последующим прекращением искусственной вентиляции легких. Они показали, что после 5 мин КА реанимация может быть достигнута путем инфузии реанимационной смеси. Примечательно, однако, что остановка кровообращения в их модели произошла только через 10 с после инъекции эсмолола. Таким образом, данная модель не повторяет прогрессирование асфиксийно-индуцированного КА у пациентов, включая гиперкапнию и гипоксию тканей в предарестном периоде.

Общей целью данной хирургической процедуры является моделирование клинической асфиксии СА у мышей с последующей реанимацией без компрессии грудной клетки. Таким образом, эта модель СА позволяет использовать сложные методы визуализации для изучения физиологии мозга у мышей15.

Protocol

Все процедуры, описанные здесь, были проведены в соответствии с рекомендациями Национальных институтов здравоохранения (NIH) по уходу и использованию животных в исследованиях, а протокол был одобрен Комитетом по уходу и использованию животных Института Дьюка (IACUC). Для настоящего исслед…

Representative Results

Чтобы вызвать КА, мышь обезболивали 1,5% изофлураном и вентилировали 100% азотом. Это состояние приводило к тяжелой брадикардии через 45 с (рис. 1). Через 2 мин аноксии частота сердечных сокращений резко снизилась (рис. 2), артериальное давление снизилось ниже 20 ?…

Discussion

В экспериментальных исследованиях СА асфиксия, инъекции хлорида калия или фибрилляция желудочков, вызванная электрическим током, использовались для индуцирования СА 16,17,18,19,20,21,22,23.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы благодарят Кэти Гейдж за редакционную поддержку. Это исследование было поддержано средствами кафедры анестезиологии (Медицинский центр Университета Дьюка), грантом Американской кардиологической ассоциации (18CSA34080277) и грантами Национальных институтов здоровья (NIH) (NS099590, HL157354, NS117973 и NS127163).

Materials

Adrenalin Par Pharmaceutical NDC 42023-159-01
Alcohol swabs BD 326895
Animal Bio Amp ADInstruments FE232
BP transducer ADInstruments MLT0699
Bridge Amp ADInstruments FE117
Heparin sodium injection, USP Fresenius Kabi NDC 63323-540-05
Isoflurane Covetrus NDC 11695-6777-2
Laser Doppler perfusion monitor Moor Instruments moorVMS-LDF1
Laser speckle imaging system RWD RFLSI III
Lubricant eye ointment Bausch + Lomb 339081
Micro clip Roboz RS-5431
Mouse rectal probe Physitemp RET-3
Needle electrode ADInstruments MLA1213 29 Ga, 1.5 mm socket
Nitrogen Airgas UN1066
Optic plastic fibre Moor Instruments POF500
Otoscope Welchallyn 728 2.5 mm Speculum
Oxygen Airgas UN1072
PE-10 tubing BD 427401 Polyethylene tubing
Povidone-iodine CVS 955338
PowerLab 8/35 ADInstruments
Rimadyl (carprofen) Zoetis 6100701 Injectable 50 mg/ml
Small animal ventilator Kent Scientific RoVent Jr.
Temperature controller Physitemp TCAT-2DF
Triple antibioric & pain relief CVS NDC 59770-823-56
Vaporizer RWD R583S
0.25% bupivacaine Hospira NDC 0409-1159-18
0.9% sodium chroride ICU Medical NDC 0990-7983-03
1 mL plastic syringe BD 309659
4-0 silk suture Look SP116 Black braided silk
6-0 nylon suture Ethilon 1698G
8.4% sodium bicarbonate Inj., USP Hospira NDC 0409-6625-02
20 G IV catheter BD 381534 20GA 1.6 IN
30 G PrecisionGlide needle BD 305106 30 G X 1/2

References

  1. Smith, A., Masters, S., Ball, S., Finn, J. The incidence and outcomes of out-of-hospital cardiac arrest in metropolitan versus rural locations: A systematic review and meta-analysis. Resuscitation. 185, 109655 (2022).
  2. Amacher, S. A., et al. Predicting neurological outcome in adult patients with cardiac arrest: systematic review and meta-analysis of prediction model performance. Critical Care. 26 (1), 382 (2022).
  3. Matsuyama, T., Ohta, B., Kiyohara, K., Kitamura, T. Intra-arrest partial carbon dioxide level and favorable neurological outcome after out-of-hospital cardiac arrest: A nationwide multicenter observational study in Japan (the JAAM-OHCA registry). European Heart Journal of Acute Cardiovascular Care. 12 (1), 14-21 (2023).
  4. Takahagi, M., Sawano, H., Moriyama, T. Long-term neurological outcome of extracorporeal cardiopulmonary resuscitation for out-of-hospital cardiac arrest patients with nonshockable rhythms: A single-center, consecutive, retrospective observational study. The Journal of Emergency Medicine. 63 (3), 367-375 (2022).
  5. Mork, S. R., Botker, M. T., Christensen, S., Tang, M., Terkelsen, C. J. Survival and neurological outcome after out-of-hospital cardiac arrest treated with and without mechanical circulatory support. Resuscition Plus. 10, 100230 (2022).
  6. Koenig, M. A., Kaplan, P. W., Thakor, N. V. Clinical neurophysiologic monitoring and brain injury from cardiac arrest. Neurologic Clinics. 24 (1), 89-106 (2006).
  7. Cavazzoni, E., Schibler, A. Monitoring of brain tissue oxygen tension and use of vasopressin after cardiac arrest in a child with catecholamine-induced cardiac arrhythmia. Critical Care & Resuscitation. 10 (4), 316-319 (2008).
  8. Topjian, A. A., et al. Multimodal monitoring including early EEG improves stratification of brain injury severity after pediatric cardiac arrest. Resuscitation. 167, 282-288 (2021).
  9. Beekman, R., et al. Bedside monitoring of hypoxic ischemic brain injury using low-field, portable brain magnetic resonance imaging after cardiac arrest. Resuscitation. 176, 150-158 (2022).
  10. Sinha, N., Parnia, S. Monitoring the brain after cardiac arrest: A new era. Current Neurology Neuroscience Report. 17 (8), 62 (2017).
  11. Reis, C., et al. Pathophysiology and the monitoring methods for cardiac arrest associated brain injury. International Journal of Molecular Sciences. 18 (1), 129 (2017).
  12. Zhou, H., Lin, C., Liu, J., Wang, X. Continuous monitoring of brain perfusion by cerebral oximetry after spontaneous return of circulation in cardiac arrest: A case report. BMC Neurology. 22 (1), 365 (2022).
  13. Takegawa, R., et al. Real-time brain monitoring by near-infrared spectroscopy predicts neurological outcome after cardiac arrest and resuscitation in rats: A proof of concept study of a novel prognostic measure after cardiac arrest. Journal Clinical Medicine. 11 (1), 131 (2021).
  14. Zhang, C., et al. Invasion of peripheral immune cells into brain parenchyma after cardiac arrest and resuscitation. Aging and Disease. 9 (3), 412-425 (2018).
  15. Duan, W., et al. Cervical vagus nerve stimulation improves neurologic outcome after cardiac arrest in mice by attenuating oxidative stress and excessive autophagy. Neuromodulation. 25 (3), 414-423 (2022).
  16. Liu, H., et al. Novel modification of potassium chloride induced cardiac arrest model for aged mice. Aging and Disease. 9 (1), 31-39 (2018).
  17. Shen, Y., et al. Aging is associated with impaired activation of protein homeostasis-related pathways after cardiac arrest in mice. Journal of American Heart Association. 7 (17), e009634 (2018).
  18. Wang, P., et al. Manganese porphyrin promotes post cardiac arrest recovery in mice and rats. Biology. 11 (7), 957 (2022).
  19. Wang, W., et al. Development and evaluation of a novel mouse model of asphyxial cardiac arrest revealed severely impaired lymphopoiesis after resuscitation. Journal of American Heart Association. 10 (11), e019142 (2021).
  20. Li, R., et al. Activation of the XBP1s/O-GlcNAcylation pathway improves functional outcome after cardiac arrest and resuscitation in young and aged mice. Shock. 56 (5), 755-761 (2021).
  21. Shen, Y., et al. Activation of the ATF6 (activating transcription factor 6) signaling pathway in neurons improves outcome after cardiac arrest in mice. Journal American Heart Association. 10 (12), e020216 (2021).
  22. Jiang, M., et al. MCC950, a selective NLPR3 inflammasome inhibitor, improves neurologic function and survival after cardiac arrest and resuscitation. Journal of Neuroinflammation. 17 (1), 256 (2020).
  23. Zhao, Q., et al. Cardiac arrest and resuscitation activates the hypothalamic-pituitary-adrenal axis and results in severe immunosuppression. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 41 (5), 1091-1102 (2021).

Play Video

Cite This Article
Li, R., Duan, W., Zhang, D., Hoffmann, U., Yao, J., Yang, W., Sheng, H. Mouse Cardiac Arrest Model for Brain Imaging and Brain Physiology Monitoring During Ischemia and Resuscitation. J. Vis. Exp. (194), e65340, doi:10.3791/65340 (2023).

View Video