Summary

Modèle d’arrêt cardiaque chez la souris pour l’imagerie cérébrale et la surveillance de la physiologie cérébrale pendant l’ischémie et la réanimation

Published: April 14, 2023
doi:

Summary

Ce protocole démontre un modèle murin unique d’arrêt cardiaque d’asphyxie qui ne nécessite pas de compression thoracique pour la réanimation. Ce modèle est utile pour surveiller et imager la dynamique de la physiologie cérébrale lors d’un arrêt cardiaque et d’une réanimation.

Abstract

La plupart des survivants d’un arrêt cardiaque présentent des déficits neurologiques à des degrés divers. Pour comprendre les mécanismes qui sous-tendent les lésions cérébrales induites par l’AC et, par la suite, mettre au point des traitements efficaces, la recherche expérimentale sur l’AC est essentielle. À cette fin, quelques modèles d’AC de souris ont été établis. Dans la plupart de ces modèles, les souris sont placées en décubitus dorsal afin d’effectuer une compression thoracique pour la réanimation cardiorespiratoire (RCR). Cependant, cette procédure de réanimation rend difficile l’imagerie et la surveillance en temps réel de la physiologie cérébrale pendant l’AC et la réanimation. Pour obtenir ces connaissances critiques, le présent protocole présente un modèle d’AC d’asphyxie chez la souris qui ne nécessite pas l’étape de RCP par compression thoracique. Ce modèle permet d’étudier les changements dynamiques dans le flux sanguin, la structure vasculaire, les potentiels électriques et l’oxygène des tissus cérébraux depuis la ligne de base pré-CA jusqu’à la reperfusion post-CA précoce. Il est important de noter que ce modèle s’applique aux souris âgées. Ainsi, ce modèle d’AC chez la souris devrait être un outil essentiel pour déchiffrer l’impact de l’AC sur la physiologie du cerveau.

Introduction

L’arrêt cardiaque (AC) reste une crise de santé publique mondiale1. Plus de 356 000 cas d’AC en dehors de l’hôpital et 290 000 cas d’AC à l’hôpital sont signalés chaque année aux États-Unis seulement, et la plupart des victimes d’AC ont plus de 60 ans. Notamment, les déficiences neurologiques post-AC sont fréquentes chez les survivants, et celles-ci représentent un défi majeur pour la prise en charge de l’AC 2,3,4,5. Pour comprendre les changements pathologiques cérébraux post-AC et leurs effets sur les résultats neurologiques, diverses techniques de surveillance neurophysiologique et de surveillance des tissus cérébraux ont été appliquées chez les patients 6,7,8,9,10,11,12. À l’aide de la spectroscopie proche infrarouge, une surveillance cérébrale en temps réel a également été effectuée chez des rats AC pour prédire les résultats neurologiques13.

Cependant, dans les modèles murins d’AC, une telle approche d’imagerie a été compliquée par la nécessité de compressions thoraciques pour rétablir la circulation spontanée, ce qui implique toujours un mouvement physique important et, par conséquent, entrave les procédures d’imagerie délicates. De plus, les modèles d’AC sont normalement réalisés avec des souris en décubitus dorsal, alors que les souris doivent être tournées en position couchée pour de nombreuses modalités d’imagerie cérébrale. Ainsi, un modèle de souris avec un mouvement corporel minimal pendant la chirurgie est nécessaire dans de nombreux cas afin d’effectuer une imagerie/surveillance en temps réel du cerveau pendant toute la procédure d’AC, allant de la pré-AC à la post-réanimation.

Auparavant, Zhang et al. ont rapporté un modèle d’AC de souris qui pourrait être utile pour l’imagerie cérébrale14. Dans leur modèle, l’AC a été induite par des injections en bolus de vecuronium et d’esmolol suivies de l’arrêt de la ventilation mécanique. Ils ont montré qu’après 5 min d’AC, la réanimation pouvait être réalisée par perfusion d’un mélange de réanimation. Notamment, cependant, l’arrêt circulatoire dans leur modèle ne s’est produit qu’environ 10 s après l’injection d’esmolol. Ainsi, ce modèle ne récapitule pas la progression de l’AC induite par l’asphyxie chez les patients, y compris l’hypercapnie et l’hypoxie tissulaire pendant la période précédant l’arrêt.

L’objectif global de l’intervention chirurgicale actuelle est de modéliser l’AC d’asphyxie clinique chez la souris, suivie d’une réanimation sans compressions thoraciques. Ce modèle d’AC permet donc l’utilisation de techniques d’imagerie complexes pour étudier la physiologie du cerveau chez la souris15.

Protocol

Toutes les procédures décrites ici ont été menées conformément aux directives des National Institutes of Health (NIH) pour le soin et l’utilisation des animaux dans la recherche, et le protocole a été approuvé par le Duke Institute of Animal Care and Use Committee (IACUC). Des souris mâles et femelles C57BL/6 âgées de 8 à 10 semaines ont été utilisées pour la présente étude. 1. Préparation chirurgicale Pesez une souris sur une balance numérique …

Representative Results

Pour induire l’AC, la souris a été anesthésiée avec de l’isoflurane à 1,5 % et ventilée avec de l’azote à 100 %. Cette affection a entraîné une bradycardie sévère en 45 s (Figure 1). Après 2 minutes d’anoxie, la fréquence cardiaque a considérablement diminué (Figure 2), la pression artérielle est descendue en dessous de 20 mmHg et le flux sanguin cérébral a complètement cessé (Figure 1). Lorsque l’isof…

Discussion

Dans les études expérimentales sur l’AC, l’asphyxie, les injections de chlorure de potassium ou la fibrillation ventriculaire dérivée du courant électrique ont été utilisées pour induire l’AC 16,17,18,19,20,21,22,23. Normalement, la RCP est n?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Les auteurs remercient Kathy Gage pour son soutien éditorial. Cette étude a été financée par des fonds du Département d’anesthésiologie (Duke University Medical Center), une subvention de l’American Heart Association (18CSA34080277) et des subventions des National Institutes of Health (NIH) (NS099590, HL157354, NS117973 et NS127163).

Materials

Adrenalin Par Pharmaceutical NDC 42023-159-01
Alcohol swabs BD 326895
Animal Bio Amp ADInstruments FE232
BP transducer ADInstruments MLT0699
Bridge Amp ADInstruments FE117
Heparin sodium injection, USP Fresenius Kabi NDC 63323-540-05
Isoflurane Covetrus NDC 11695-6777-2
Laser Doppler perfusion monitor Moor Instruments moorVMS-LDF1
Laser speckle imaging system RWD RFLSI III
Lubricant eye ointment Bausch + Lomb 339081
Micro clip Roboz RS-5431
Mouse rectal probe Physitemp RET-3
Needle electrode ADInstruments MLA1213 29 Ga, 1.5 mm socket
Nitrogen Airgas UN1066
Optic plastic fibre Moor Instruments POF500
Otoscope Welchallyn 728 2.5 mm Speculum
Oxygen Airgas UN1072
PE-10 tubing BD 427401 Polyethylene tubing
Povidone-iodine CVS 955338
PowerLab 8/35 ADInstruments
Rimadyl (carprofen) Zoetis 6100701 Injectable 50 mg/ml
Small animal ventilator Kent Scientific RoVent Jr.
Temperature controller Physitemp TCAT-2DF
Triple antibioric & pain relief CVS NDC 59770-823-56
Vaporizer RWD R583S
0.25% bupivacaine Hospira NDC 0409-1159-18
0.9% sodium chroride ICU Medical NDC 0990-7983-03
1 mL plastic syringe BD 309659
4-0 silk suture Look SP116 Black braided silk
6-0 nylon suture Ethilon 1698G
8.4% sodium bicarbonate Inj., USP Hospira NDC 0409-6625-02
20 G IV catheter BD 381534 20GA 1.6 IN
30 G PrecisionGlide needle BD 305106 30 G X 1/2

References

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Cite This Article
Li, R., Duan, W., Zhang, D., Hoffmann, U., Yao, J., Yang, W., Sheng, H. Mouse Cardiac Arrest Model for Brain Imaging and Brain Physiology Monitoring During Ischemia and Resuscitation. J. Vis. Exp. (194), e65340, doi:10.3791/65340 (2023).

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