Summary

Caractérisation comportementale d’un modèle murin du syndrome d’Angelman

Published: October 20, 2023
doi:

Summary

Ce manuscrit présente un ensemble de tests comportementaux hautement reproductibles pour valider un modèle murin du syndrome d’Angelman.

Abstract

Ce manuscrit décrit une batterie de tests comportementaux disponibles pour caractériser les phénotypes de type syndrome d’Angelman (SA) dans un modèle murin établi de SA. Nous utilisons le paradigme d’apprentissage du rotarod, l’analyse détaillée de la démarche et le test de construction du nid pour détecter et caractériser les déficiences motrices des animaux. Nous testons l’émotivité de l’animal en plein champ et dans les tests de labyrinthe surélevé, ainsi que l’effet dans le test de suspension de la queue. Lorsque des souris AS sont testées dans le cadre du test en champ libre, les résultats doivent être interprétés avec prudence, car les dysfonctionnements moteurs influencent le comportement de la souris dans le labyrinthe et modifient les scores d’activité.

La reproductibilité et l’efficacité des tests comportementaux présentés ont déjà été validées dans plusieurs lignées de souris Uba3a indépendantes avec différentes variantes knock-out, faisant de cet ensemble de tests un excellent outil de validation dans la recherche sur la SA. Les modèles avec la construction pertinente et la validité apparente justifieront des recherches plus approfondies pour élucider la physiopathologie de la maladie et permettre le développement de traitements causaux.

Introduction

Le syndrome d’Angelman (SA) est une maladie neurodéveloppementale rare. L’origine génétique la plus fréquente de la SA est une délétion importante de la région 15q11-q13 du chromosome d’origine maternelle, qui se retrouve chez près de 74 % des patients1. La délétion de cette région entraîne la perte d’UBE3A, le principal gène responsable de la SA qui code pour une ubiquitine ligase E3. L’allèle paternel du gène UBE3A dans les neurones est réduit au silence dans un processus connu sous le nom d’empreinte. En conséquence, l’empreinte paternelle du gène ne permet que l’expression maternelle dans le système nerveux central (SNC)2. Par conséquent, la délétion du gène UBE3A du chromosome d’origine maternelle entraîne le développement de symptômes de la SA. Chez l’homme, la SA se manifeste vers l’âge de 6 mois, avec un retard de développement qui persiste à tous les stades du développement et se traduit par des symptômes débilitants sévères chez les personnes atteintes 3,4. Les principaux symptômes de la maladie comprennent le déficit de la motricité fine et globale, y compris une démarche ataxique saccadée, de graves troubles de la parole et une déficience intellectuelle. Environ 80 % des patients atteints de SA souffrent également de troubles du sommeil et d’épilepsie. À ce jour, les seuls traitements disponibles sont les médicaments symptomatiques, qui réduisent les crises d’épilepsie et améliorent la qualité du sommeil1. Par conséquent, le développement de modèles animaux robustes avec des phénotypes comportementaux reproductibles ainsi qu’une analyse de phénotypage affinée seront essentiels pour élucider les mécanismes physiopathologiques de la maladie et découvrir des médicaments et des traitements efficaces.

La complexité du trouble humain affectant le SNC exige que les organismes modèles possèdent un génome, une physiologie et un comportement comparables. Les souris sont populaires en tant qu’organisme modèle en raison de leur cycle de reproduction court, de leur petite taille et de leur relative facilité de modification de l’ADN. En 1984, Paul Willner a proposé trois critères de base de validation du modèle de maladie : la construction, la face et la validité prédictive, qui sont utilisés pour déterminer la valeur du modèle5. Simplement, la validité conceptuelle reflète les mécanismes biologiques responsables du développement du trouble, la validité faciale récapitule ses symptômes et la validité prédictive décrit la réponse du modèle aux médicaments thérapeutiques.

Pour adhérer aux principes ci-dessus, nous avons choisi l’étiologie génétique la plus courante, une grande délétion du locus maternel 15q11.2-13q, y compris le gène UBE3A, pour créer des souris modèles AS. Nous avons utilisé la technique CRISPR/Cas9 pour supprimer une région de 76 225 pb de long couvrant l’ensemble du gène UBE3A, englobant à la fois les éléments codants et non codants du gène, chez des souris issues d’un fond C57BL/6N6. Nous avons ensuite croisé les animaux pour obtenir des souris hétérozygotes UBE3A+/−. Pour la validation faciale du modèle, nous avons utilisé des animaux issus de croisements de femelles UBE3A+/− et de mâles de type sauvage pour obtenir la descendance UBE3A+/- (souche nommée C57BL/6NCrl-UBE3A/Ph et plus tard assignée sous le nom de UBE3A mGenedel/+) et des compagnons de portée témoins. Nous avons testé leur motricité fine et globale, leur émotivité et leur affect pour récapituler les principaux symptômes de la SA. Dans un article précédent, nous avons également évalué les fonctions cognitives des animaux, car les patients atteints de SA souffrent également de déficience intellectuelle6. Cependant, nous n’avons trouvé aucune déficience cognitive chez les souris UBE3AmGenedel/+, peut-être en raison du jeune âge des animaux au moment des tests7. Un examen ultérieur des animaux plus âgés, âgés d’environ 18 semaines, a révélé un déficit de flexibilité comportementale lors de l’apprentissage inversé dans le paradigme de préférence de lieu. Cependant, la complexité de l’équipement utilisé pour cette analyse nécessite un module méthodologique distinct et il n’est pas inclus ici.

Les tests comportementaux présentés ici font partie des outils de phénotypage les plus courants dans la recherche génétique, grâce à leur haute valeur prédictive et à leur validité de construction suffisante 8,9,10. Nous avons utilisé ces tests pour valider un modèle murin de SA en récapitulant les principaux symptômes de la maladie humaine d’une manière reproductible et indépendante de l’âge. L’émotivité de l’animal a été évaluée dans le labyrinthe surélevé et les tests en plein champ. Ces deux tests sont basés sur le conflit approche-évitement, où les animaux explorent un nouvel environnement à la recherche de nourriture, d’un abri ou d’opportunités d’accouplement tout en évitant simultanément les compartiments anxiogènes11. De plus, le test en champ ouvert est utilisé pour tester l’activité locomotriced’une souris 8. Le test de suspension de la queue est largement utilisé dans la recherche sur la dépression pour dépister de nouveaux médicaments antidépresseurs ou des phénotypes de type dépressif dans des modèles de souris knock-out12. Ce test évalue le désespoir que les animaux développent au fil du temps dans une situation inéluctable. L’apprentissage moteur et les caractéristiques détaillées de la marche ont été déterminés sur le rotarod et sur DigiGait, respectivement. L’endurance de l’animal sur la tige d’accélération caractérise ses capacités d’équilibre et de coordination des mouvements, tandis que l’analyse détaillée des schémas de pas d’une souris est une évaluation sensible des déficiences neuromusculaires liées à de nombreux troubles neurogénératifs du mouvement13,14,15. Le test de déchiquetage des nids fait partie de la méthodologie standard de détection du comportement impulsif chez les rongeurs, et comme il utilise le comportement naturel des rongeurs, il indique le bien-être de l’animal16,17.

La taille des groupes expérimentaux a été le résultat d’un compromis pour répondre aux exigences de la règle des 3R et à l’utilisation efficace des performances de reproduction des colonies. Cependant, pour obtenir une puissance statistique, les groupes ne comptaient pas moins de 10 individus, en raison de l’établissement d’un nombre suffisant de couples reproducteurs. Malheureusement, les performances d’élevage n’ont pas toujours permis d’obtenir un nombre suffisant d’animaux.

Protocol

Tous les animaux et les expériences utilisés dans cette étude ont fait l’objet d’un examen éthique et ont été menés conformément à la directive européenne 2010/63/UE. L’étude a été approuvée par la Commission centrale tchèque pour le bien-être des animaux. Les souris ont été logées dans des cages ventilées individuellement et maintenues à une température constante de 22 ± 2 °C avec un cycle lumière/obscurité de 12 h. Les souris ont reçu de la nourriture de souris et de l’eau ad libi…

Representative Results

Tests en hauteur, en labyrinthe et en champ libreLes tests EPM et OF utilisent la tendance naturelle des rongeurs à explorer de nouveaux environnements18,19. L’exploration est régie par un conflit d’approche-évitement, où les rongeurs choisissent entre l’exploration d’un nouvel environnement et l’évitement d’un éventuel danger. Les animaux explorent des endroits inconnus à la recherche d’un abri, de contacts sociaux ou de…

Discussion

Les modèles SA créés dans différentes souches murines sont généralement validés par des tests de l’état émotionnel, des fonctions motrices et des capacités cognitives de l’animal pour faciliter la comparaison avec les symptômes humains31,32. Un déficit moteur dans les modèles SA est la constatation la plus constante dans tous les laboratoires, suivi d’un état d’émotivité inchangé des mutants et de difficultés à construire des nids<sup c…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Cette recherche a été soutenue par le RVO 68378050 de l’Académie tchèque des sciences, LM2018126 Centre tchèque de phénogénomique fourni par le MEYS CR, OP RDE CZ.02.1.01/0.0/0.0/16_013/0001789 (Mise à niveau du Centre tchèque de phénogénomique : développement vers la recherche translationnelle par MEYS et ESIF), OP RDE CZ.02.1.01/0.0/0.0/18_046/0015861 (mise à niveau de l’infrastructure CCP II par MEYS et ESIF) et OP RDI CZ.1.05/2.1.00/19.0395 (amélioration de la qualité et de la capacité des modèles transgéniques par MEYS et ERDF). En outre, cette étude a reçu un financement de l’ONG « Association of Gene Therapy (ASGENT) », de la Tchéquie (https://asgent.org/) et LM2023036 Centre tchèque de phénogénomique fourni par le ministère de l’Éducation, de la Jeunesse et des Sports de la République tchèque.

Materials

Cages, individually ventilated Techniplast
DigiGait Mouse Specifics, Inc., 2 Central Street Level
Unit 110
Framingham, MA 01701, USA
Equipment was tendered, no catalogue  number was provided, nor could be find on company's web site Detailed analysis of mouse gait, hardware and software provided. 
FDA Nestlet squares Datesand Ltd., 7 Horsfield Way, Bredbury, Stockport SK6, UK Material was bought from Velaz vendor via direct email request. Velaz do not provide any catalogue no. Cotton nestlets for nest building test. Nestlet discription: 2-3 g each, with diameter around 5 x 5 x 0.5cm.
Mouse chow Altramion
Rotarod TSE Systems GmbH, Barbara-McClintock-Str.4
12489 Berlin, Germany
Equipment was tendered, no catalogue  number was provided, nor could be find on company's web site Rotarod for 5 mice, hardware and software provided. Drum dimensions: Diameter: 30 mm, width per lane: 50 mm, falling distance 147 mm.
Tail Suspension Test Bioseb, In Vivo Research Instruments, 13845 Vitrolles
FRANCE
Reference: BIO-TST5 Fully automated equipment for immobility time evaluation of 3 mice hanged by tail, hardware and software provided
Transpore medical tape Medical M, Ltd. P-AIRO1291 The tape used to attach an animal to the hook by its tail.
Viewer – Video Tracking System Biobserve GmbH, Wilhelmstr. 23 A
53111 Bonn, Germany
Equipment with software were tendered, no catalogue  number was provided, nor could be find on company's web site Software with custom made hardware: maze, IR base, IR sensitive cameras. Custom-made OF dimensions: 42 x 42 cm area, 49 cm high wall, central zone area: 39 cm2. A custom-made EPM was elevated 50 cm above the floor, with an open arm 79 cm long,  9 cm wide, and closed arm 77 cm long, 7.6 cm wide. 

References

  1. Kalsner, L., Chamberlain, S. J. Prader-Willi, Angelman, and 15q11-q13 duplication syndromes. Pediatric Clinics of North America. 62 (3), 587-606 (2015).
  2. Yamasaki, K., et al. Neurons but not glial cells show reciprocal imprinting of sense and antisense transcripts of Ube3a. Human Molecular Genetics. 12 (8), 837-847 (2003).
  3. Clayton-Smith, J., Laan, L. Angelman syndrome: a review of the clinical and genetic aspects. Journal of Medical Genetics. 40 (2), 87-95 (2003).
  4. Jolleff, N., Ryan, M. M. Communication development in Angelman’s syndrome. Archives of Disease in Childhood. 69 (1), 148-150 (1993).
  5. Willner, P. The validity of animal models of depression. Psychopharmacology. 83 (1), 1-16 (1984).
  6. Syding, L. A., et al. Generation and characterization of a novel Angelman syndrome mouse model with a full deletion of the Ube3a gene. Cells. 11 (18), 2815 (2022).
  7. Huang, H. -. S., et al. Behavioral deficits in an Angelman syndrome model: effects of genetic background and age. Behavioural Brain Research. 243, 79-90 (2013).
  8. Choleris, E., Thomas, A. W., Kavaliers, M., Prato, F. S. A detailed ethological analysis of the mouse open field test: effects of diazepam, chlordiazepoxide and an extremely low frequency pulsed magnetic field. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 25 (3), 235-260 (2001).
  9. Cryan, J. F., Mombereau, C., Vassout, A. The tail suspension test as a model for assessing antidepressant activity: review of pharmacological and genetic studies in mice. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 29 (4-5), 571-625 (2005).
  10. Walf, A. A., Frye, C. A. The use of the elevated plus maze as an assay of anxiety-related behavior in rodents. Nature Protocols. 2 (2), 322-328 (2007).
  11. Carola, V., D’Olimpio, F., Brunamonti, E., Mangia, F., Renzi, P. Evaluation of the elevated plus-maze and open-field tests for the assessment of anxiety-related behaviour in inbred mice. Behavioural Brain Research. 134 (1-2), 49-57 (2002).
  12. Yan, H. -. C., Cao, X., Das, M., Zhu, X. -. H., Gao, T. -. M. Behavioral animal models of depression. Neuroscience Bulletin. 26 (4), 327-337 (2010).
  13. Preisig, D. F., et al. High-speed video gait analysis reveals early and characteristic locomotor phenotypes in mouse models of neurodegenerative movement disorders. Behavioural Brain Research. 311, 340-353 (2016).
  14. Knippenberg, S., Thau, N., Dengler, R., Petri, S. Significance of behavioural tests in a transgenic mouse model of amyotrophic lateral sclerosis (ALS). Behavioural Brain Research. 213 (1), 82-87 (2010).
  15. Farr, T. D., Liu, L., Colwell, K. L., Whishaw, I. Q., Metz, G. A. Bilateral alteration in stepping pattern after unilateral motor cortex injury: a new test strategy for analysis of skilled limb movements in neurological mouse models. Journal of Neuroscience Methods. 153 (1), 104-113 (2006).
  16. Jirkof, P. Burrowing and nest building behavior as indicators of well-being in mice. Journal of Neuroscience Methods. 234, 139-146 (2014).
  17. Wulaer, B., et al. Repetitive and compulsive-like behaviors lead to cognitive dysfunction in Disc1Δ2-3/Δ2-3 mice. Genes, Brain, and Behavior. 17 (8), 12478 (2018).
  18. Glickman, S. E., Hartz, K. E. Exploratory behavior in several species of rodents. Journal of Comparative and Physiological Psychology. 58, 101-104 (1964).
  19. La-Vu, M., Tobias, B. C., Schuette, P. J., Adhikari, A. To approach or avoid: an introductory overview of the study of anxiety using rodent assays. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 14, 145 (2020).
  20. Karolewicz, B., Paul, I. A. Group housing of mice increases immobility and antidepressant sensitivity in the forced swim and tail suspension tests. European Journal of Pharmacology. 415 (2-3), 197-201 (2001).
  21. Liu, X., Gershenfeld, H. K. Genetic differences in the tail-suspension test and its relationship to imipramine response among 11 inbred strains of mice. Biological Psychiatry. 49 (7), 575-581 (2001).
  22. Dunham, N. W., Miya, T. S. A note on a simple apparatus for detecting neurological deficit in rats and mice. Journal of the American Pharmaceutical Association. 46 (3), 208-209 (1957).
  23. Dorman, C. W., Krug, H. E., Frizelle, S. P., Funkenbusch, S., Mahowald, M. L. A comparison of DigiGait and TreadScan imaging systems: assessment of pain using gait analysis in murine monoarthritis. Journal of Pain Research. 7, 25-35 (2013).
  24. Stroobants, S., Gantois, I., Pooters, T., D’Hooge, R. Increased gait variability in mice with small cerebellar cortex lesions and normal rotarod performance. Behavioural Brain Research. 241, 32-37 (2013).
  25. Vandeputte, C., et al. Automated quantitative gait analysis in animal models of movement disorders. BMC Neuroscience. 11, 92 (2010).
  26. Amende, I., et al. Gait dynamics in mouse models of Parkinson’s disease and Huntington’s disease. Journal of Neuroengineering and Rehabilitation. 2, 20 (2005).
  27. Hampton, T. G., et al. Gait disturbances in dystrophic hamsters. Journal of Biomedicine & Biotechnology. 2011, 235354 (2011).
  28. Vinsant, S., et al. Characterization of early pathogenesis in the SOD1(G93A) mouse model of ALS: part I, background and methods. Brain and Behavior. 3 (4), 335-350 (2013).
  29. Li, X., Morrow, D., Witkin, J. M. Decreases in nestlet shredding of mice by serotonin uptake inhibitors: comparison with marble burying. Life Sciences. 78 (17), 1933-1939 (2006).
  30. Murphy, M., et al. Chronic adolescent Δ9-tetrahydrocannabinol treatment of male mice leads to long-term cognitive and behavioral dysfunction, which are prevented by concurrent cannabidiol treatment. Cannabis and Cannabinoid Research. 2 (1), 235-246 (2017).
  31. Sonzogni, M., et al. A behavioral test battery for mouse models of Angelman syndrome: A powerful tool for testing drugs and novel Ube3a mutants. Molecular Autism. 9, 47 (2018).
  32. Dodge, A., et al. Generation of a novel rat model of Angelman syndrome with a complete Ube3a gene deletion. Autism Research. 13 (3), 397-409 (2020).
  33. Born, H. A., et al. Strain-dependence of the Angelman syndrome phenotypes in Ube3a maternal deficiency mice. Scientific Reports. 7 (1), 8451 (2017).
  34. File, S. E., Mabbutt, P. S., Hitchcott, P. K. Characterisation of the phenomenon of "one-trial tolerance" to the anxiolytic effect of chlordiazepoxide in the elevated plus-maze. Psychopharmacology. 102 (1), 98-101 (1990).
  35. Liu, N., et al. Single housing-induced effects on cognitive impairment and depression-like behavior in male and female mice involve neuroplasticity-related signaling. The European Journal of Neuroscience. 52 (1), 2694-2704 (2020).
  36. Ueno, H., et al. Effects of repetitive gentle handling of male C57BL/6NCrl mice on comparative behavioural test results. Science Reports. 10 (1), 3509 (2020).
  37. Rodgers, R. J., Dalvi, A. Anxiety, defence and the elevated plus-maze. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 21 (6), 801-810 (1997).
  38. Deacon, R. M. J., Penny, C., Rawlins, J. N. P. Effects of medial prefrontal cortex cytotoxic lesions in mice. Behavioural Brain Research. 139 (1-2), 139-155 (2003).
  39. Fernagut, P. O., Diguet, E., Labattu, B., Tison, F. A simple method to measure stride length as an index of nigrostriatal dysfunction in mice. Journal of Neuroscience Methods. 113 (2), 123-130 (2002).
  40. Wooley, C. M., Xing, S., Burgess, R. W., Cox, G. A., Seburn, K. L. Age, experience and genetic background influence treadmill walking in mice. Physiology & Behavior. 96 (2), 350-361 (2009).
  41. Lakes, E. H., Allen, K. D. Gait analysis methods for rodent models of arthritic disorders: reviews and recommendations. Osteoarthritis and Cartilage. 24 (11), 1837-1849 (2016).
  42. Deuis, J. R., Dvorakova, L. S., Vetter, I. Methods used to evaluate pain behaviors in rodents. Frontiers in Molecular Neuroscience. 10, 284 (2017).
  43. Tanas, J. K., et al. Multidimensional analysis of behavior predicts genotype with high accuracy in a mouse model of Angelman syndrome. Translational Psychiatry. 12 (1), 426 (2022).
  44. Silva-Santos, S., et al. Ube3a reinstatement identifies distinct developmental windows in a murine Angelman syndrome model. The Journal of Clinical Investigation. 125 (5), 2069-2076 (2015).
  45. Milazzo, C., et al. Antisense oligonucleotide treatment rescues UBE3A expression and multiple phenotypes of an Angelman syndrome mouse model. JCI Insight. 6 (15), e145991 (2021).

Play Video

Cite This Article
Kubik-Zahorodna, A., Prochazka, J., Sedlacek, R. Behavioral Characterization of an Angelman Syndrome Mouse Model. J. Vis. Exp. (200), e65182, doi:10.3791/65182 (2023).

View Video