Summary

تقييم الضرر الحراري الناجم عن حج القحف المثقوب بواسطة الروبوت لجراحة نافذة الجمجمة في الفئران

Published: November 11, 2022
doi:

Summary

أصبحت نوافذ الجمجمة تقنية جراحية يتم تنفيذها في كل مكان للسماح بالتصوير داخل الجسم في الفئران المعدلة وراثيا. يصف هذا البروتوكول استخدام روبوت جراحي يقوم بحفر العظام شبه الآلي لنوافذ الجمجمة ويمكن أن يساعد في تقليل التباين من جراح إلى جراح والتخفيف جزئيا من تلف الحاجز الدموي الدماغي الحراري.

Abstract

تسمح جراحة نافذة الجمجمة بتصوير أنسجة المخ في الفئران الحية باستخدام متعدد الفوتون أو تقنيات التصوير الأخرى داخل الجسم. ومع ذلك ، عند إجراء أي حج قحف باليد ، غالبا ما يكون هناك تلف حراري لأنسجة المخ ، وهو بطبيعته متغير من جراحة إلى أخرى وقد يعتمد على تقنية الجراح الفردية. يمكن أن يؤدي تنفيذ الروبوت الجراحي إلى توحيد الجراحة ويؤدي إلى انخفاض في الأضرار الحرارية المرتبطة بالجراحة. في هذه الدراسة ، تم اختبار ثلاث طرق للحفر الروبوتي لتقييم الضرر الحراري: أفقي ، نقطة تلو الأخرى ، ونبض نقطة تلو الأخرى. يستخدم الحفر الأفقي تخطيطا مستمرا للحفر ، بينما يقوم الحفر نقطة تلو الأخرى بحفر عدة ثقوب تشمل نافذة الجمجمة. يضيف النبضي نقطة تلو الأخرى مخطط حفر “2 ثانية ، 2 ثانية إيقاف” للسماح بالتبريد بين الحفر. يقيس التصوير الفلوري لصبغة Evans Blue (EB) المحقونة عن طريق الوريد الأضرار التي لحقت بأنسجة المخ ، بينما يقيس المزدوج الحراري الموجود تحت موقع الحفر الضرر الحراري. تشير نتائج المزدوجة الحرارية إلى انخفاض كبير في التغير في درجة الحرارة في المجموعة النبضية نقطة تلو الأخرى (6.90 درجة مئوية ± 1.35 درجة مئوية) مقارنة بالمجموعات الأفقية (16.66 درجة مئوية ± 2.08 درجة مئوية) ونقطة بنقطة (18.69 درجة مئوية ± 1.75 درجة مئوية). وبالمثل ، أظهرت المجموعة النبضية نقطة بنقطة أيضا وجودا أقل بكثير من EB بعد حفر نافذة الجمجمة مقارنة بالطريقة الأفقية ، مما يشير إلى تلف أقل للأوعية الدموية في الدماغ. وبالتالي ، يبدو أن طريقة الحفر النبضي نقطة بنقطة هي المخطط الأمثل لتقليل الضرر الحراري. يعد المثقاب الآلي أداة مفيدة للمساعدة في تقليل التدريب والتباين وتقليل الضرر الحراري. مع التوسع في استخدام التصوير متعدد الفوتونات عبر مختبرات الأبحاث ، من المهم تحسين دقة النتائج وإمكانية تكرارها. ستساعد الطرق التي تم تناولها هنا في إعلام الآخرين بكيفية استخدام هذه الروبوتات الجراحية بشكل أفضل لمواصلة تقدم المجال.

Introduction

أصبحت نوافذ الجمجمة مستخدمة في كل مكان في جميع مجالات علم الأعصاب والهندسة العصبية والبيولوجيا للسماح بالتصور والتصوير المباشر للقشرة في الحيوانات الحية1،2،3،4،5،6،7،8،9،10،11. قدم المزيج القوي من الفئران المعدلة وراثيا والتصوير متعدد الفوتونات رؤى قيمة للغاية حول نشاط الدائرة والرؤى البيولوجية الأخرى في الدماغ في الجسم الحي 12،13،14،15،16،17،18. وقد وسعت المجاهر المصغرة المثبتة على الجمجمة هذه القدرات لتمكين التسجيلات في الحيوانات المستيقظة التي تتحرك بحرية19. تتطلب عملية إنشاء نافذة الجمجمة حفرا كهربائيا لتخفيف عظم الجمجمة أو إزالته تماما لإنتاج حج القحف الكبير بما يكفي لتأمين قطعة شفافة من الزجاج فوق القشرة20. كما تم اختبار Polydimethylsiloxane (PDMS) والبوليمرات الأخرى كمواد نافذة الجمجمة 9,21. في النهاية ، نافذة الجمجمة المثالية هي النافذة التي لا تغير أو تتداخل مع النشاط الداخلي الطبيعي تحتها. ومع ذلك ، فمن المقبول عموما أن حفر نافذة الجمجمة يؤدي إلى تفاقم الأنسجة الكامنة ، مما يؤدي إلى تلف الدماغ ، وتعطيل البيئة ، والتأثير على السحايا إلى درجة انسداد عمق التصوير متعدد الفوتونات22. الالتهاب العصبي الناتج له مجموعة واسعة من الآثار تتراوح من نفاذية الحاجز الدموي الدماغي (BBB) ، إلى تنشيط وتجنيد الخلايا الدبقية حول موقع الزرع23. لذلك ، يعد توصيف طرق حفر نافذة الجمجمة الأكثر أمانا وقابلية للتكرار أمرا بالغ الأهمية لجودة التصوير المتسقة وتقليل العوامل المربكة.

بينما يتم الحرص على تقليل الصدمة إلى الأنسجة الكامنة ، فإن عملية حفر العظام لديها القدرة على التسبب في اضطرابات حرارية وميكانيكية للدماغ24,25. قد تؤدي الصدمة الميكانيكية الناتجة عن اختراق الحفر العرضي إلى الجافية إلى زيادة درجات متفاوتة من الإصابة القشرية24. في دراسة أجراها Shoffstall et al.25 ، أدت الحرارة الناتجة عن حفر العظام إلى زيادة نفاذية BBB ، كما يتضح من وجود صبغة Evans Blue (EB) في حمة الدماغ 25. ترتبط صبغة EB ، التي يتم حقنها عن طريق الوريد ، بالألبومين المنتشر في مجرى الدم ، وبالتالي لا تعبر عادة BBB صحية بتركيزات ملموسة. نتيجة لذلك ، تستخدم صبغة EB بشكل شائع كعلامة حساسة لنفاذية BBB26,27. في حين أن دراستهم لم تقيس بشكل مباشر تأثير نفاذية BBB على العواقب البيولوجية اللاحقة قيد الدراسة ، فقد ربطت الدراسات السابقة نفاذية BBB بزيادة الاستجابة الالتهابية العصبية للأقطاب الكهربائية الدقيقة المزروعة بشكل مزمن والتغيرات في الوظيفة الحركية28.

اعتمادا على أهداف الدراسة ، قد يساهم حجم الضرر الحراري والميكانيكي في مصدر للخطأ التجريبي ، مما يؤثر سلبا على دقة الدراسة وقابليتها للتكرار. هناك العشرات من الطرق المذكورة لإنتاج نوافذ الجمجمة ، كل منها يستخدم معدات حفر مختلفة ، وسرعات ، وتقنيات ، ومستخدمين1،2،3،4،5،6،7،8،9،10،11. أفاد Shoffstall et al.25 أن الاختلاف الملحوظ في نتائج التسخين يعزى إلى التباين في القوة المطبقة للحفر ومعدل التغذية وزاوية التطبيق ، من بين جوانب أخرى لا يمكن التحكم فيها عند الحفر باليد 25. هناك اعتقاد بأن أنظمة الحفر الآلي وغيرها من المعدات المجسمة يمكن أن تحسن قابلية التكاثر واتساق النتائج ، لكن دراسات الطريقة المنشورة لم تقيم بدقة درجة الحرارة أو نفاذية BBB كواحدة من النتائج. لذلك ، هناك حاجة إلى طرق أكثر قابلية للتكرار وتطبيقها باستمرار لإنتاج نوافذ الجمجمة ، وكذلك الطرق المطبقة بدقة لتقييم تأثير حفر نافذة الجمجمة على الأنسجة العصبية الكامنة.

تركز هذه الدراسة على تحديد وتطوير طرق حفر متسقة وآمنة لنوافذ الجمجمة. حجم حج القحف لتركيب نافذة الجمجمة أكبر بكثير من حج القحف القياسي للأقطاب الكهربائية الدقيقة المزروعة في الدماغ. لا يمكن إكمال حج القحف هذا بفتحة لدغ واحدة عند استخدام المعدات القياسية ، وبالتالي إدخال المزيد من التباين في التقنية بين الجراحين عند إجراؤها يدويا20. تم إدخال روبوتات الحفر الجراحية إلى الميدان ، ولكن لم يتم اعتمادها على نطاق واسع1،6،29. توفر أتمتة الحفر التحكم في المتغيرات التي تساهم في التباين الملحوظ من تجربة إلى أخرى ، مما يشير إلى أن استخدام المعدات يمكن أن يقلل من التأثيرات بين الجراحين وأثناءهم. هذا له أهمية خاصة نظرا للصعوبة الإضافية لحج القحف الأكبر اللازم لوضع نافذة الجمجمة. في حين يمكن للمرء أن يفترض أن هناك فوائد واضحة للتحكم الذي توفره أتمتة الحفر ، لم يكن هناك تقييم يذكر لتنفيذ هذه المعدات. على الرغم من عدم ملاحظة الآفات المرئية5 ، إلا أن اختبار الحساسية الأعلى باستخدام EB مطلوب.

هنا ، يتم قياس نفاذية BBB باستخدام روبوت حفر جراحي متاح تجاريا مع البرامج المقابلة ، والذي يسمح ببرمجة الإحداثيات المجسمة ، وتخطيط / رسم خرائط حج القحف ، ومجموعة مختارة من أنماط الحفر (“نقطة بنقطة” مقابل “أفقي”) ، في إشارة إلى المسار الموجه لقمة الحفر. في البداية ، يتم حفر ثماني نقاط “بذرة” (الشكل 1 أ) ، تحدد نافذة الجمجمة. من هنا ، يتم قطع المسافة بين البذور باستخدام طريقة الحفر “نقطة بنقطة” أو “أفقية”. تقوم “نقطة تلو الأخرى” بإجراء عمليات قطع عمودية للثقب التجريبي (على غرار مكبس الحفر CNC) ، بينما تقوم “أفقية” بإجراء عمليات قطع أفقية على طول محيط نافذة الجمجمة التي تحدد الفتحة (على غرار جهاز التوجيه CNC). النتيجة لكلتا الطريقتين هي قطعة من الجمجمة يمكن إزالتها للكشف عن نافذة الجمجمة. لعزل الضرر الناتج عن الحفر ، لا تتم إزالة نافذة الجمجمة فعليا ، وذلك لتجنب أي ضرر إضافي. يتم استخدام مزيج من صبغة EB إلى جانب التصوير الفلوري لقياس نفاذية BBB بعد إجراء حج القحف في الفئران ، ويتم استخدام مزدوج حراري مدرج لقياس درجة حرارة سطح الدماغ مباشرة أثناء الحفر (الشكل 1B ، C). أشارت الملاحظات السابقة إلى أن الحفر النبضي على / إيقاف مع فترات 2 ثانية كان كافيا للتخفيف من تسخين الحفر25 ، وبالتالي تم دمجه في النهج التجريبي للروبوت الجراحي.

الهدف من العمل المقدم هو إظهار طرق تقييم الضرر الحراري الناتج عن حفر حج القحف. بينما يتم تقديم الطرق في سياق الحفر الآلي ، يمكن تطبيق هذه الأساليب على مخططات الحفر اليدوي أيضا. يمكن استخدام هذه الطرق للتحقق من صحة استخدام المعدات و / أو مخططات الحفر قبل اعتمادها كإجراء قياسي.

Figure 1
الشكل 1: مخطط خط الأنابيب التجريبي. رسم تخطيطي يوضح العملية التي خضعت لها الحيوانات لإجراء نافذة ما بعد الجمجمة بعد القياس الكمي EB. (أ) الإعداد التخطيطي للماوس مع الإطار التجسيمي وحفر الروبوت الجراحي. يظهر مثال على نافذة الجمجمة فوق القشرة الحركية بنقاط البذور (الخضراء) ونقاط الحافة (الأزرق). (ب) يتضمن إعداد التروية حقن 1x محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS) في جميع أنحاء الحيوان لإزالة أي دم ، يليه استخراج الدماغ. (ج) يوضع الدماغ بعد ذلك في حجرة نظام التصوير الفلوري EB لإجراء تصوير فلوري على صبغة إيفانز الزرقاء. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Protocol

تمت مراجعة جميع الإجراءات وممارسات رعاية الحيوان والموافقة عليها وتنفيذها وفقا للجنة رعاية واستخدام الحيوان المؤسسية التابعة لإدارة لويس ستوكس كليفلاند لشؤون المحاربين القدامى. 1. إعداد أجهزة الروبوت الجراحي قبل الجراحة ، اتبع دليل الروبوت الجراحي (انظر <str…

Representative Results

التقييم الحراريتم تقييم احتمالية حدوث ضرر حراري عن طريق قياس التغير في درجة الحرارة من خط الأساس بسبب الحفر باستخدام الطرق الأفقية (الشكل 2 أ) ونقطة تلو الأخرى (الشكل 2 ب) والنبضية نقطة تلو الأخرى (الشكل 2 ج). يعرض الشكل 2D…

Discussion

يعد استخدام صبغة EB والتصوير أمرا مباشرا وسريعا ومفيدا لتقييم تلف الأوعية الدموية في الدماغ للحصول على طرق وتقنيات جديدة. سواء كنت تستخدم روبوتا جراحيا أو تؤكد الطرق التي يتم إجراؤها حاليا في المختبر ، فمن المهم التحقق من صحة الأساليب الجراحية لعزل آثار العلاجات التجريبية مقابل التأثير ا?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

تم دعم هذه الدراسة جزئيا من قبل جوائز Merit Review Awards GRANT12418820 (Capadona) و GRANTI01RX003420 (Shoffstall / Capadona) ، وجائزة عالم البحث الوظيفي # GRANT12635707 (Capadona) من خدمة أبحاث وتطوير إعادة التأهيل التابعة لوزارة شؤون المحاربين القدامى بالولايات المتحدة. بالإضافة إلى ذلك ، تم دعم هذا العمل جزئيا من قبل المعهد الوطني للصحة ، والمعهد الوطني للاضطرابات العصبية والسكتة الدماغية GRANT12635723 (Capadona) ، والمعهد الوطني للتصوير الطبي الحيوي والهندسة الحيوية ، T32EB004314 ، (Capadona / Kirsch). تستند هذه المادة إلى العمل المدعوم من زمالة أبحاث الدراسات العليا لمؤسسة العلوم الوطنية بموجب المنحة رقم GRANT12635723. أي رأي أو نتائج أو استنتاجات أو توصيات معبر عنها في هذه المادة هي آراء المؤلف (المؤلفين) ولا تعكس بالضرورة آراء المؤسسة الوطنية للعلوم.

Materials

1x Phosphate Buffered Saline
Type: Reagent
VWR MRGF-6235 For Evans Blue dilution
Aura Software
Type: Tool
Spectral Instruments Imaging Open access imaging processing software for Lumina imaging sytems
Buprenorphine
Type: Drug
Sourced from Animal Facility
Carbide Drill Bit, 0.6mm (Robot Drill)
Type: Tool
Stoelting 58640-1
Carprofen
Type: Drug
Sourced from Animal Facility
Cefazolin
Type: Drug
Sourced from Animal Facility
Evans Blue Dye
Type: Reagent
Millipore Sigma E2129 Reconstituted in 1x phosphate-buffered saline
Isoflurane
Type: Drug
Sourced from Animal Facility
IVIS Lumina II
Type: Tool
Perkin Elmer CLS136334 IVIS Lumina III currently in place of Lumina II on the market
Jenco Linearizing Thermometer
Type: Tool
Jenco 765JF For Thermocouple setup
Ketamine
Type: Drug
Sourced from Animal Facility
LivingImage
Type: Tool
Perkin Elmer Software for IVIS Lumina III
Marcaine
Type: Drug
Sourced from Animal Facility
Neurostar Software
Type: Tool
Stoelting Comes with surgical robot purchase
Physiosuite with MouseSTAT® Pulse Oximeter & Heart Rate Monitor
Type: Tool
Kent Scientific PS-03 Used to monitor vitals
PrismPlus mice
Type: Animal
Jackson Labortory 031478, RRID:IMSR_JAX:031478, Male, ~8 months old Animals used for the study
Stoelting Drill and Injection Robot for Motorized Stereotaxic Instruments
Type: Tool
Stoelting 58640 Main robotic drill with stereotaxic frame
Thermocouple
Type: Tool
TC Direct 206-557 For Thermocouple setup
USB-6008 Multifunction I/O DAQ
Type: Tool
National Instruments USB-6008 For Thermocouple setup
Xylazine
Type: Drug
Sourced from Animal Facility

References

  1. Kilic, K., et al. Chronic cranial windows for long term multimodal neurovascular imaging in mice. Frontiers in Physiology. 11, 612678 (2020).
  2. Goldey, G. J., et al. Removable cranial windows for long-term imaging in awake mice. Nature Protocols. 9 (11), 2515-2538 (2014).
  3. Augustinaite, S., Kuhn, B. Intrinsic optical signal imaging and targeted injections through a chronic cranial window of a head-fixed mouse. STAR Protocols. 2 (3), 100779 (2021).
  4. Wang, X., et al. A skull-removed chronic cranial window for ultrasound and photoacoustic imaging of the rodent brain. Frontiers in Neuroscience. 15, 673740 (2021).
  5. Wang, Y., Xi, L. Chronic cranial window for photoacoustic imaging: a mini review. Visual Computing for Industry, Biomedicine, and Art. 4 (1), 15 (2021).
  6. Augustinaite, S., Kuhn, B. Chronic cranial window for imaging cortical activity in head-fixed mice. STAR Protocols. 1 (3), 100194 (2020).
  7. Kunori, N., Takashima, I. An implantable cranial window using a collagen membrane for chronic voltage-sensitive dye imaging. Micromachines. 10 (11), 789 (2019).
  8. Beckmann, L., et al. Longitudinal deep-brain imaging in mouse using visible-light optical coherence tomography through chronic microprism cranial window. Biomedical Optics Express. 10 (10), 5235-5250 (2019).
  9. Heo, C., et al. A soft, transparent, freely accessible cranial window for chronic imaging and electrophysiology. Scientific Reports. 6, 27818 (2016).
  10. Holtmaat, A., et al. Imaging neocortical neurons through a chronic cranial window. Cold Spring Harbor Protocols. 2012 (6), 694-701 (2012).
  11. Holtmaat, A., et al. high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window. Nature Protocols. 4 (8), 1128-1144 (2009).
  12. Sundaram, G. S., et al. Characterization of a brain permeant fluorescent molecule and visualization of Abeta parenchymal plaques, using real-time multiphoton imaging in transgenic mice. Organic Letters. 16 (14), 3640-3643 (2014).
  13. Spires, T. L., et al. Dendritic spine abnormalities in amyloid precursor protein transgenic mice demonstrated by gene transfer and intravital multiphoton microscopy. Journal of Neuroscience. 25 (31), 7278-7287 (2005).
  14. Price, D. L., et al. High-resolution large-scale mosaic imaging using multiphoton microscopy to characterize transgenic mouse models of human neurological disorders. Neuroinformatics. 4 (1), 65-80 (2006).
  15. Kimchi, E. Y., Kajdasz, S., Bacskai, B. J., Hyman, B. T. Analysis of cerebral amyloid angiopathy in a transgenic mouse model of Alzheimer disease using in vivo multiphoton microscopy. Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 60 (3), 274-279 (2001).
  16. Hyman, B. T. The natural history of Alzheimer disease dissected through multiphoton imaging of transgenic mice. Alzheimer Disease and Associated Disorders. 20 (4), 206-209 (2006).
  17. Korzhova, V., et al. Long-term dynamics of aberrant neuronal activity in awake Alzheimer’s disease transgenic mice. Communications Biology. 4 (1), 1368 (2021).
  18. Chawda, C., McMorrow, R., Gaspar, N., Zambito, G., Mezzanotte, L. Monitoring immune cell function through optical imaging: a review highlighting transgenic mouse models. Molecular Imaging and Biology. 24 (2), 250-263 (2022).
  19. Courtin, J., et al. A neuronal mechanism for motivational control of behavior. Science. 375 (6576), (2022).
  20. Mostany, R., Portera-Cailliau, C. A craniotomy surgery procedure for chronic brain imaging. Journal of Visualized Experiments. (12), e680 (2008).
  21. Cramer, S. W., et al. Through the looking glass: A review of cranial window technology for optical access to the brain. Journal of Neuroscience Methods. 354, 109100 (2021).
  22. Eles, J. R., Vazquez, A. L., Kozai, T. D. Y., Cui, X. T. Meningeal inflammatory response and fibrous tissue remodeling around intracortical implants: An in vivo two-photon imaging study. Biomaterials. 195, 111-123 (2019).
  23. Jorfi, M., Skousen, J. L., Weder, C., Capadona, J. R. Progress towards biocompatible intracortical microelectrodes for neural interfacing applications. Journal of Neural Engineering. 12 (1), 011001 (2015).
  24. Cole, J. T., et al. Craniotomy: true sham for traumatic brain injury, or a sham of a sham. Journal of Neurotrauma. 28 (3), 359-369 (2011).
  25. Shoffstall, A. J., et al. Potential for thermal damage to the blood-brain barrier during craniotomy: implications for intracortical recording microelectrodes. Journal of Neural Engineering. 15 (3), 034001 (2018).
  26. Saunders, N. R., Dziegielewska, K. M., Mollgard, K., Habgood, M. D. Markers for blood-brain barrier integrity: how appropriate is Evans blue in the twenty-first century and what are the alternatives. Frontiers in Neuroscience. 9, 385 (2015).
  27. Wang, H. L., Lai, T. W. Optimization of Evans blue quantitation in limited rat tissue samples. Scientific Reports. 4, 6588 (2014).
  28. Goss-Varley, M., et al. Microelectrode implantation in motor cortex causes fine motor deficit: Implications on potential considerations to Brain Computer Interfacing and Human Augmentation. Scientific Reports. 7 (1), 15254 (2017).
  29. Oomoto, I., et al. Protocol for cortical-wide field-of-view two-photon imaging with quick neonatal adeno-associated virus injection. STAR Protocols. 2 (4), 101007 (2021).
  30. Dougherty, J. D., Zhang, J., Feng, H., Gong, S., Heintz, N. Mouse transgenesis in a single locus with independent regulation for multiple fluorophores. PLoS One. 7 (7), 40511 (2012).
  31. Jung, S., et al. Analysis of fractalkine receptor CX(3)CR1 function by targeted deletion and green fluorescent protein reporter gene insertion. Molecular and Cellular Biology. 20 (3), 4106-4114 (2000).
  32. Kiyatkin, E. A., Sharma, H. S. Permeability of the blood-brain barrier depends on brain temperature. Neuroscience. 161 (3), 926-939 (2009).
  33. Eriksson, A. R., Albrektsson, T. Temperature threshold levels for heat-induced bone tissue injury: a vital-microscopic study in the rabbit. The Journal of Prosthetic Dentistry. 50 (1), 101-107 (1983).
  34. Bonfield, W., Li, C. H. The temperature dependence of the deformation of bone. Journal of Biomechanics. 1 (4), 323-329 (1968).
  35. Hrapkiewicz, K., Medina, L. . Clinical Laboratory Animal Medicine, second ed. , (2007).
  36. McLean, R., Moritz, A. R., Roos, A. Studies of thermal Injury. VI. Hyperpotassemia caused by cutaneous exposure to excessive heat. Journal of Clinical Investigations. 26 (3), 497-504 (1947).
  37. Kyweriga, M., Sun, J., Wang, S., Kline, R., Mohajerani, M. H. A large lateral craniotomy procedure for mesoscale wide-field optical imaging of brain activity. Journal of Visualized Experiments. (123), e52642 (2017).

Play Video

Cite This Article
Hoeferlin, G. F., Menendez, D. M., Krebs, O. K., Capadona, J. R., Shoffstall, A. J. Assessment of Thermal Damage from Robot-Drilled Craniotomy for Cranial Window Surgery in Mice. J. Vis. Exp. (189), e64188, doi:10.3791/64188 (2022).

View Video