JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
русский

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neuroscience

Массив Optrode для одновременной оптогенетической модуляции и электрической нейронной записи

Published: September 01, 2022
doi:
10.3791/63460
, , , , , , ,
1Department of Electronic and Electrical Engineering,Ewha Womans University, 2Graduate Program in Smart Factory,Ewha Womans University, 3Department of Electrical and Computer Engineering,Seoul National University, 4Graduate School of Engineering Practice,Seoul National University, 5Department of Brain and Cognitive Sciences,Ewha Womans University

Summary

Здесь мы представляем метод изготовления оптроодной системы с оптическими волокнами для доставки света и электродной решеткой для нейронной записи. Эксперименты in vivo с трансгенными мышами, экспрессирующими каналродопсин-2, показывают целесообразность системы одновременной оптогенетической стимуляции и электрофизиологической регистрации.

Abstract

В течение последнего десятилетия оптогенетика стала важным инструментом для исследования нейронной сигнализации из-за ее уникальной способности селективной нейронной модуляции или мониторинга. Поскольку определенные типы нейронных клеток могут быть генетически модифицированы для экспрессии белков опсина, оптогенетика позволяет оптическую стимуляцию или ингибирование выбранных нейронов. Было несколько технологических достижений в оптической системе для оптогенетики. Недавно было предложено объединить оптический волновод для доставки света с электрофизиологической записью для одновременного мониторинга нейронных реакций на оптогенетическую стимуляцию или ингибирование. В этом исследовании была разработана имплантируемая матрица оптродов (оптические волокна 2×2) со встроенными многоканальными электродами.

В качестве источника света использовался светодиод (LED), а микрофабрикированная микролинзированная матрица была интегрирована для обеспечения достаточной мощности света на кончике оптических волокон. Система массива optrode состоит из одноразовой и многоразовой частей. Одноразовая часть имеет оптические волокна и электроды, в то время как многоразовая часть имеет светодиодную и электронную схему для управления светом и обработки нейронных сигналов. Новый дизайн имплантируемой системы массива оптродов представлен в сопроводительном видео в дополнение к процедуре имплантации оптрода, оптогенетической световой стимуляции и электрофизиологической нейронной записи. Результаты экспериментов in vivo успешно показали зафиксированные во времени нейронные всплески, вызванные световыми раздражителями от возбуждающих нейронов гиппокампа мышей.

Introduction

Запись и контроль нейронной активности необходимы для понимания того, как мозг функционирует в нейронной сети и на клеточном уровне. Традиционные электрофизиологические методы записи включаютзажим пластыря 1,2,3,4 с использованием микропипетки и внеклеточную запись с использованием микронейральных электродов 5,6,7,8. В качестве метода нейромодуляции электрическая стимуляция часто используется для прямой стимуляции очаговой области мозга путем прямой или косвенной деполяризации нейрональных клеток. Однако электрический метод не может различать типы нейронных клеток для записи или стимуляции, потому что электрические токи распространяются во всех направлениях.

Как новая технология, оптогенетика открыла новую эру в понимании того, как работает нервная система 9,10,11,12,13,14,15,16. Суть оптогенетических методик заключается в использовании света для контроля активности светочувствительных белков опсина, экспрессируемых генетически модифицированными клетками. Таким образом, оптогенетика позволяет осуществлять сложную модуляцию или мониторинг генетически отобранных клеток в сложных нейронных цепях14,17. Более широкое использование оптогенетического подхода потребовало одновременной нейронной записи для прямого подтверждения оптической нейромодуляции. Поэтому интегрированное устройство с функциями управления светом и записи было бы чрезвычайно ценным 16,18,19,20,21,22,23,24,25.

Существуют ограничения обычной лазерной оптогенетической стимуляции, которая требует громоздкой и дорогой системы доставки света 26,27,28,29,30. Поэтому некоторые исследовательские группы использовали кремниевые зонды на основе μLED, чтобы минимизировать размер системы доставки света 31,32,33,34. Тем не менее, существует риск теплового повреждения головного мозга, вызванного прямым контактом с μLED из-за низкой эффективности преобразования энергии светодиодов. Световые волноводы, такие как оптические волокна, SU-8 и оксинитрид кремния (SiON), были применены для предотвращения термического повреждения 30,35,36,37,38,39. Однако эта стратегия также имеет недостаток из-за низкой эффективности связи между источниками света и волноводами.

Массив микролинз был ранее представлен для повышения эффективности световой связи между светодиодами и оптическими волокнами40. Разработана система оптродов на основе технологий микроэлектромеханических систем (МЭМС) для оптической стимуляции и электрической записи на микроуровне40. Массив микролинз между светодиодом и оптическими волокнами увеличил эффективность света на 3,13 дБ. Как показано на рисунке 1, волоконно-оптическая решетка 2×2 выровнена на массиве микролинз 4×4, а светодиод расположен под массивом микролинз. Оптические волокна 2×2 установлены вместо 4×4 для уменьшения повреждения головного мозга. Матрица вольфрамовых электродов расположена рядом с массивом оптродов с использованием кремния через отверстия для электрофизиологической записи (рисунок 1B).

Система состоит из верхней одноразовой части и съемных нижних частей. Верхняя одноразовая часть, которая включает в себя матрицу оптического волокна, матрицу микролинзов и решетку вольфрамовых электродов, предназначена для постоянной имплантации в мозг для экспериментов in vivo . Нижняя часть включает в себя светодиодный источник света и внешнюю линию питания, которая легко снимается и многократно используется для другого эксперимента на животных. Прикрепляемая пластиковая крышка защищает одноразовую часть при снятии съемной части.

Осуществимость системы проверяется путем имплантации в мозг трансгенных мышей, экспрессирующих каналродопсин-2 (ChR2) в Ca2+/кальмодулин-зависимых протеинкиназных II-положительных нейронах (CaMKIIα::ChR2 мыши). Записывающие электроды использовались для записи нейронной активности отдельных нейронов во время оптической стимуляции нейронов.

Protocol

Уход за животными и хирургические процедуры были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) в Женском университете Ихва (No 20-029). 1. Подготовка массива оптродов (рисунок 1 и рисунок 2<st…

Representative Results

Система оптродов успешно изготовлена для обеспечения достаточной световой мощности для активации целевых нейронов. Тонкое выравнивание вольфрамовых электродов достигается за счет микрофабрикатного кремния через отверстия. Измеренная интенсивность света составляет 3,6 мВт/мм2 …

Discussion

Проверена целесообразность системы одновременной оптогенетической стимуляции и электрофизиологической регистрации (рисунок 6). Большие всплески во время световой стимуляции представляют собой фотоэлектрические артефакты, происходящие одновременно со световой стим…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Это исследование было поддержано Программой исследований и разработок в области конвергентных технологий для увеличения человека через Национальный исследовательский фонд Кореи (NRF), финансируемым Министерством науки и ИКТ (NRF-2019M3C1B8090805) и поддержано грантом Национального исследовательского фонда Кореи (NRF), финансируемым правительством Кореи (MSIT) (No 2019R1A2C1088909). Мы благодарим лабораторию Сын Хи Ли в Департаменте биологических наук, KAIST, Тэджон, Корея, за любезное предоставление трансгенных мышей.

Materials

5-pin Connector NW3 HD127K 1.27 mm (.050") pitch
Bovie Fine Science Tools(F.S.T) 18010-00 High Temperature Cautery Kit
Data Acquisition Software Intan Technologies, LLC USB Interface Board software Work with the RHD USB Interface Board
Dental Cement Lang Dental Manufacturing Company, Inc. 1223CLR Use Jet Liquid and powder in jet denture repair package
Digital Manipulator Arm Stoelting Co. 51904/51906 Left, Right each Digital Manipulator Arm, 3-Axes, Add-On
Gel Foam Cutanplast Standard (70*50*10 mm) Sterile re-absorbable gelatin sponge with a haemostatic effect
Headstage Preamplifier Intan Technologies, LLC #C3314 RHD 16-Channel Recording Headstages
Heating Pad Stoelting Co. 53800R Stoelting Rodent Warmer X1 with Rat Heating Pad
LED OSLON GB CS8PM1.13 λ typ. 470 nm, Viewing angle 80 °, Forward voltage 2.85 V
MATLAB MathWorks, Inc. R2019a
Micro Clamp SURGIWAY 12-1002-04 Straight type, Serre-fine DIEFFENBACH droite 3.5 cm
Optical Fiber Thorlabs, Inc. FT200UMT 0.39 NA, Ø 200 µm Core Multimode Optical Fiber, High OH for 300 – 1200 nm
PFA-Coated Tungsten Wire A-M System Custom ordered Rod type, Ø 101.6 μm (.004")
Photodiode Thorlabs S121C
power meter Thorlabs Inc. PM100D
Precision cleaver FITEL S326 Fiber slicer tool
Prism GraphPad 5.01 version
Scalpel Feather™ #20 Scalpel blade with 100mm long Scalpel Handle
screw Nasa Korea stainless steel diameter: 1.2 mm, length: 3 mm
Silver Wire The Nilaco Corporation AG-401265 Ø 200 µm
Stereotaxic Fxrame Stoelting Co. 51500D Digital new standard stereotaxic, rat and mouse
suture ETHICON W9106 suture size: 4-0, length:75 cm, wire diameter: 4-0
Vaseline Unilever PLC Original 100% pure petroleum jelly
Wave_Clus N/A N/A https://github.com/csn-le/wave_clus
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wang, Y., Liu, Y. Z., Wang, S. Y., Wang, Z. In vivo whole-cell recording with high success rate in anaesthetized and awake mammalian brains. Molecular Brain. 9 (1), 86 (2016).
  2. Segev, A., Garcia-Oscos, F., Kourrich, S. Whole-cell patch-clamp recordings in brain slices. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (112), e54024 (2016).
  3. Lee, D., Shtengel, G., Osborne, J. E., Lee, A. K. Anesthetized- and awake-patched whole-cell recordings in freely moving rats using UV-cured collar-based electrode stabilization. Nature Protocols. 9 (12), 2784-2795 (2014).
  4. Tao, C., Zhang, G., Xiong, Y., Zhou, Y. Functional dissection of synaptic circuits: in vivo patch-clamp recording in neuroscience. Frontiers in Neural Circuits. 9, 23 (2015).
  5. Henze, D. A., et al. Intracellular features predicted by extracellular recordings in the hippocampus in vivo. Journal of Neurophysiology. 84 (1), 390-400 (2000).
  6. Takahashi, S., Anzai, Y., Sakurai, Y. Automatic sorting for multi-neuronal activity recorded with tetrodes in the presence of overlapping spikes. Journal of Neurophysiology. 89 (4), 2245-2258 (2003).
  7. Buzsáki, G. Large-scale recording of neuronal ensembles. Nature Neuroscience. 7 (5), 446-451 (2004).
  8. Rossant, C., et al. Spike sorting for large, dense electrode arrays. Nature Neuroscience. 19 (4), 634-641 (2016).
  9. Balasubramaniam, S., et al. Wireless communications for optogenetics-based brain stimulation: present technology and future challenges. IEEE Communications Magazine. 56 (7), 218-224 (2018).
  10. Bedbrook, C. N., et al. Machine learning-guided channelrhodopsin engineering enables minimally invasive optogenetics. Nature Methods. 16 (11), 1176-1184 (2019).
  11. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nature Neuroscience. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  12. Deng, W., Goldys, E. M., Farnham, M. M., Pilowsky, P. M. Optogenetics, the intersection between physics and neuroscience: light stimulation of neurons in physiological conditions. American journal of physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 307 (11), 1292-1302 (2014).
  13. Fenno, L., Yizhar, O., Deisseroth, K. The development and application of optogenetics. Annual Review Neuroscience. 34, 389-412 (2011).
  14. Mahmoudi, P., Veladi, H., Pakdel, F. G. Optogenetics, tools and applications in neurobiology. Journal of Medical Signals and Sensors. 7 (2), 71-79 (2017).
  15. Sasaki, Y., et al. Near-infrared optogenetic genome engineering based on photon-upconversion hydrogels. Angewandte Chemie International Edition in English. 58 (49), 17827-17833 (2019).
  16. Zhang, Y., et al. Battery-free, lightweight, injectable microsystem for in vivo wireless pharmacology and optogenetics. Proceedings of National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (43), 21427-21437 (2019).
  17. Bernstein, J. G., Boyden, E. S. Optogenetic tools for analyzing the neural circuits of behavior. Trends in Cognitive Sciences. 15 (12), 592-600 (2011).
  18. Wang, J., et al. Integrated device for combined optical neuromodulation and electrical recording for chronic in vivo applications. Journal of Neural Engineering. 9 (1), 016001 (2012).
  19. Royer, S., et al. Multi-array silicon probes with integrated optical fibers: light-assisted perturbation and recording of local neural circuits in the behaving animal. European Journal of Neuroscience. 31 (12), 2279-2291 (2010).
  20. Zhang, J., et al. Integrated device for optical stimulation and spatiotemporal electrical recording of neural activity in light-sensitized brain tissue. Journal of Neural Engineering. 6 (5), 055007 (2009).
  21. Park, S. I., et al. Stretchable multichannel antennas in soft wireless optoelectronic implants for optogenetics. Proceedings of National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (50), 8169-8177 (2016).
  22. Kravitz, A. V., Owen, S. F., Kreitzer, A. C. Optogenetic identification of striatal projection neuron subtypes during in vivo recordings. Brain Research. 1511, 21-32 (2013).
  23. Aravanis, A. M., et al. An optical neural interface: in vivo control of rodent motor cortex with integrated fiberoptic and optogenetic technology. Journal of Neural Engineering. 4 (3), 143-156 (2007).
  24. Anikeeva, P., et al. Optetrode: a multichannel readout for optogenetic control in freely moving mice. Nature Neuroscience. 15 (1), 163-170 (2011).
  25. Obaid, S. N., et al. Multifunctional flexible biointerfaces for simultaneous colocalized optophysiology and electrophysiology. Advanced Functional Materials. 30 (24), 1910027 (2020).
  26. Wang, L., et al. An artefact-resist optrode with internal shielding structure for low-noise neural modulation. Journal of Neural Engineering. 17 (4), 046024 (2020).
  27. Shin, H., et al. Multifunctional multi-shank neural probe for investigating and modulating long-range neural circuits in vivo. Nature Communications. 10 (1), 3777 (2019).
  28. Kampasi, K., et al. Dual color optogenetic control of neural populations using low-noise, multishank optoelectrodes. Microsystem & Nanoengineering. 4, 10 (2018).
  29. Schwaerzle, M., Paul, O., Ruther, P. Compact silicon-based optrode with integrated laser diode chips, SU-8 waveguides and platinum electrodes for optogenetic applications. Journal of Micromechanics and Microengineering. 27 (6), 065004 (2017).
  30. Son, Y., et al. In vivo optical modulation of neural signals using monolithically integrated two-dimensional neural probe arrays. Scientific Reports. 5, 15466 (2015).
  31. Yasunaga, H., et al. Development of a neural probe integrated with high-efficiency MicroLEDs for in vivo application. Japanese Journal of Applied Physics. 60 (1), 016503 (2020).
  32. Kim, K., et al. Artifact-free and high-temporal-resolution in vivo opto-electrophysiology with microLED optoelectrodes. Nature Communications. 11 (1), 2063 (2020).
  33. Mendrela, A. E., et al. A high-resolution opto-electrophysiology system with a miniature integrated headstage. IEEE Transactions on Biomedical Circuits and Systems. 12 (5), 1065-1075 (2018).
  34. Scharf, R., et al. Depth-specific optogenetic control in vivo with a scalable, high-density muLED neural probe. Scientific Reports. 6, 28381 (2016).
  35. Oh, K., Sonsi, Y. -. A., Ha, S. Optogenetic stimulator with µLED-coupled optical fiber on flexile substrate via 3D printed mount. 2021 21st International Conference on Solid-State Sensors, Actuators and Microsystems (Transducers). , 1476-1479 (2021).
  36. McAlinden, N., et al. Multisite microLED optrode array for neural interfacing. Neurophotonics. 6 (3), 035010 (2019).
  37. Kwon, K. Y., Lee, H. M., Ghovanloo, M., Weber, A., Li, W. Design, fabrication, and packaging of an integrated, wirelessly-powered optrode array for optogenetics application. Frontiers in Systems Neuroscience. 9, 69 (2015).
  38. Bernstein, J. G., Allen, B. D., Guerra, A. A., Boyden, E. S. Processes for design, construction and utilisation of arrays of light-emitting diodes and light-emitting diode-coupled optical fibres for multi-site brain light delivery. Journal of Engineering. , (2015).
  39. Stark, E., Koos, T., Buzsaki, G. Diode probes for spatiotemporal optical control of multiple neurons in freely moving animals. Journal of Neurophysiology. 108 (1), 349-363 (2012).
  40. Jeon, S., et al. Implantable optrode array for optogenetic modulation and electrical neural recording. Micromachines. 12 (6), 725 (2021).
  41. Song, Y. H., et al. A neural circuit for auditory dominance over visual perception. Neuron. 93 (4), 940-954 (2017).
  42. Fiáth, R., et al. Slow insertion of silicon probes improves the quality of acute neuronal recordings. Scientific Reports. 9 (1), 111 (2019).
  43. Melchior, J. R., Ferris, M. J., Stuber, G. D., Riddle, D. R., Jones, S. R. Optogenetic versus electrical stimulation of dopamine terminals in the nucleus accumbens reveals local modulation of presynaptic release. Journal of Neurochemistry. 134 (5), 833-844 (2015).
  44. Quiroga, R. Q., Nadasdy, Z., Ben-Shaul, Y. Unsupervised spike detection and sorting with wavelets and superparamagnetic clustering. Neural Computation. 16 (8), 1661-1687 (2004).
  45. Chaure, F. J., Rey, H. G., Quian Quiroga, R. A novel and fully automatic spike-sorting implementation with variable number of features. Journal of Neurophysiology. 120 (4), 1859-1871 (2018).
  46. Casanova, F., Carney, P. R., Sarntinoranont, M. Effect of needle insertion speed on tissue injury, stress, and backflow distribution for convection-enhanced delivery in the rat brain. PLoS One. 9 (4), 94919 (2014).
  47. Iseri, E., Kuzum, D. Implantable optoelectronic probes for in vivo optogenetics. Journal of Neural Engineering. 14 (3), 031001 (2017).
  48. Arias-Gil, G., Ohl, F. W., Takagaki, K., Lippert, M. T. Measurement, modeling, and prediction of temperature rise due to optogenetic brain stimulation. Neurophotonics. 3 (4), 045007 (2016).
  49. Jeon, S., et al. Multi-wavelength light emitting diode-based disposable optrode array for in vivo optogenetic modulation. Journal of Biophotonics. 12 (5), 201800343 (2019).
  50. Korposh, S., James, S. W., Lee, S. -. W., Tatam, R. P. Tapered optical fibre sensors: current trends and future perspectives. Sensors. 19 (10), 2294 (2019).

Tags

OptrodeOptogenetic ModulationElectrical Neural RecordingLED-based SystemMicrolens ArrayWireless SystemOptogeneticsSpinal Cord InjuryEpilepsyParkinson’s DiseaseAlzheimer’s DiseaseTungsten ElectrodesOptical FibersStereotactic FrameThermal Heating PadLidocaineCraniotomyGround Screw

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Lee, Y., Ryu, D., Jeon, S., Lee, Y., Cho, Y. K., Ji, C., Kim, Y., Jun, S. B. Optrode Array for Simultaneous Optogenetic Modulation and Electrical Neural Recording. J. Vis. Exp. (187), e63460, doi:10.3791/63460 (2022).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image