JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
русский

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neuroscience

Долгосрочное, без сыворотки культивирование органотипических мышь Сетчатки Explants с Intact сетчатки Пигмент Эпителий

Published: November 25, 2020
doi:
10.3791/61868
, , , , ,
1Institute for Ophthalmic Research,University of Tübingen

Summary

Протокол описывает органотипические экспланты мышечной нейро сетчатки,культивируемые вместе с эпителием пигмента сетчатки (RPE), в R16 определяется среда, без сыворотки и антибиотиков. Этот метод относительно прост в работе, дешевле и оторится по сравнению с экспериментами in vivo и может быть адаптирован к многочисленным экспериментальным приложениям.

Abstract

В офтальмологических исследованиях существует сильная потребность в моделях in vitro нейроретины. Здесь мы представляем подробный протокол для органотипического культивирования мыши нейро сетчатки снетронутыми эпителия пигмента сетчатки (RPE). В зависимости от исследовательского вопроса, сетчатка может быть изолирована от диких животных типа или от моделей заболеваний, для изучения, например, диабетической ретинопатии или наследственной дегенерации сетчатки. Глаза с раннего послеродового дня 2-9 животных окутылись в асептических условиях. Они частично перевариваются в протеиназе K, чтобы обеспечить отделение хороида от RPE. Под стереоскопом, небольшой разрез делается в роговице, создавая два края, откуда хороид и склера могут быть аккуратно очищены от RPE и нейроретины. Объектив затем удаляется, и глазная чашка разрезается на четыре точки, чтобы придать ему четырехклинтовую форму, напоминающую лист клевера. Ткань, наконец, передается в висячие капли в клеточной культуры вставить проведение поликарбонат культивирования мембраны. Культуры затем поддерживаются в R16 среде, без сыворотки или антибиотиков, в полностью определенных условиях, со средним изменением каждый второй день.

Описанная процедура позволяет изоляции сетчатки и сохранению ее нормального физиологического и гистотипического контекста для культивирования периодов не менее 2 недель. Эти особенности делают органотипические культуры экзацации сетчатки отличной моделью с высокой прогно производительности, для исследований в области развития сетчатки, механизмов заболевания и электрофизиологии, в то же время позволяя фармакологический скрининг.

Introduction

В офтальмологических исследований, различные модели доступны для изучения сетчатки, в том числе первичных культур клеток сетчатки, сетчатки полученных клеточных линий, органоидов сетчатки, и in vivo животныхмоделей 1,2,3,4,5. Однако каждая из этих моделей страдает от недостатков. Например, клетки растут изолированно, в то время как сетчатка является сложной сетью с множеством взаимодействий между клетками и клетками. Таким образом, поведение изолированных клеточных культур, вероятно, будет искусственным по сравнению с поведением, наблюдаемым во всей ткани. Эта проблема может быть частично устранена с помощью in vitro дифференцированных органоидов сетчатки, которые могут быть использованы для изучения развития и основной биологии6. Тем не менее, на сегодняшний день, генерация органоидов сетчатки по-прежнему является трудоемкой, трудоемкой, и страдает от проблем воспроизводимости, требующих существенной дальнейшей работы по развитию, прежде чем органоиды могут быть использованы для трансляционных исследований сетчатки. Наконец, исследования на живых животных, в то время как, возможно, модель, которая ближе всего к требованиям офтальмологических исследований, связаны с сильными этическими проблемами. Хорошим компромиссом между эффективностью систем клеточной культуры и реальной ситуацией моделей животных in vivo являются органотипические культуры эксплантации сетчатки. Такие культуры также уменьшают страдания животных, поскольку никаких вмешательств in vivo не проводится.

Несколько методов были описаны для культивирования сетчатки explants от различныхвидов 5,7,8. Наш протокол описывает метод изоляции нейроретина мыши вместе с его эпителием пигмента сетчатки (RPE). Этот метод также будет подходит для крыс сетчатки культур9. Культура нейроретины вместе с RPE имеет большое значение для успеха. RPE выполняет основные функции для сетчатки: транспортировка питательных веществ, ионов, воды, поглощение света и защита от фотооксиды, ре-изомеризация все-транс-сетчатки в 11-cis-retinal, что имеет решающее значение для визуального цикла, фагоцитоз пролить фоторецептор мембраны, и секреция основных факторовдля структурной целостности сетчатки 10. Поддержание RPE позволяет успешно развлёрку фоторецептора внешних и внутренних сегментов, сохраняя сетчатку жизнеспособной в течение более длительноговремени 11. Описанная ниже процедура сохраняет гистотипические и физиологические характеристики сетчатки, по крайней мере, в течение двухнедель 12. Кроме того, культивирование органотипических экзплантов сетчатки в безотко сыворотке, без антибиотиков среде позволяет избежать присутствия неизвестных веществ и позволяет простой интерпретациирезультатов 12.

Органотипические культуры экзплантации сетчатки имеют важное значение для улучшения наших знаний о развитиисетчатки и дегенерации 7,13,14. Мы показываем здесь, что они также являются полезным инструментом для фармакологического скрининга и что они могут быть использованы для моделирования различных заболеваний сетчатки, в том числе диабетической ретинопатии.

Protocol

Протоколы животных, соответствующие No 4 немецкого закона о защите животных, были рассмотрены и утверждены комитетом Тюбингенского университетапо защите животных (Эйнрихтунг фюр Тиршутц, Тьерцтлихен Дьенст и Лабортьеркунде; Номер регистрации AK02/19M). В этом исследовании, сетчатки были получены от диких типов (WT) и rd1 мышей, последний является хорошо охарактеризованной моделью для наследственной дегенерациисетчатки 15. Мыши размещались под стандартным белым циклическим освещением, имели свободный доступ к пище и воде и использовались независимо от пола. 1. Контрольный список Для обеспечения стерильных условий и избежать загрязнения, очистить и дезинфицировать ламинарный воздушный поток капот с 70% этанола. Обязательно дайте этанолу полностью испариться, чтобы предотвратить интоксикацию культур сетчатки. Инструменты автоклава (например, ножницы, типсы и офтальмологический микроскоп, выскабливание ложки) перед использованием. Подготовьте следующие средства заранее под капотом ламинарного потока, в стерильных условиях: Базал R16 средний (BM) (может храниться при 4 КК в течение 4 недель), БМ с 20% фетальной сыворотки теленка (FCS) (в тот же день использования), BM с 0 0,12% протеиназы K (44 мЭнсон U/mg) раствор (в тот же день использования) и полный R16 среды с добавками (CM), как описано Romijn16 (может храниться при 4 КК в течение 3 недель) (см. таблицы S1, S2 и S3). Разогреть раствор протеиназы K при 37 градусов по Цельсию, чтобы активировать его и использовать его в шаге 2.5. 2. Подготовка Пожертвование rd1/WT животных в послеродовой день (P) 5 путем обезглавливания. Для животных старше P11 используйте CO2 и/или вывих шейки матки в соответствии с местными правилами защиты животных. В зависимости от возраста животного, до enucleation, при необходимости, открыть крышки глаз с помощью типсов и очень тщательно отделить крышки глаз, не касаясь или царапин глаза ниже. Быстро окутывают глаза под стереоскоп с помощью изогнутых типсов. Инкубировать глаза в БМ в течение 5 мин при комнатной температуре (RT). Инкубировать глаза в разогретой БМ, с 0,12% протеиназы K при 37 градусов по Цельсию в течение 15 мин. Выполните следующие шаги внутри капота потока ламинарного воздуха, чтобы обеспечить стерильные условия. Для инактивации протеиназы K, передача глаз на БМ, содержащие 20% FCS и инкубировать в течение 5 минут на RT. Рассекают глаза под стереоскопом, асептически, в чашке Петри, содержащей свежий БМ на RT. Инициировать вскрытие как можно скорее после enucleation. Чем дольше на этот раз, тем труднее вскрыть сетчатку, глаза становятся очень мягкими. С типсами, держать глаз от зрительного нерва. Используя тонкие ножницы, сделать небольшой разрез в роговице создания 2 края, откуда роговица, хороид и склера могут быть аккуратно очищены с помощью 2 пар тонких типсов(рисунок 1 шаги А-С). Кроме того, используйте канюлю узкого калибра, чтобы сделать первый разрез в роговицу, а затем вставить один из лезвий ножницы в отверстие. Возьмитесь за объектив с мелкими типсами. Поместите вторую пару типсов перпендикулярно первым, чтобы первые типсы были между 2 хвостовиком второго. Вытяните, чтобы извлечь объектив из чашки глаза. Если стекловидное и цилиарное тело все еще прикреплены к сетчатке, удалите их тщательно(рисунок 1 шаг D).ПРИМЕЧАНИЕ: Шаги 2.7.1 и 2.7.2 нуждаются в практике и обеспечивают осторожность, чтобы не повредить сетчатку. Разрежьте сетчатку перпендикулярно ее краям в четырех точках, создавая четырехлистную формуклевера (рисунок 1 шаг E-F). Используя пипетку с широко вырезанной основой кончика 1 мл, удерживайте сетчатку в подвесной капле среды и перенесите ее в вставку фильтра культуры, помещенную в пластину культуры 6-хорошо. Слой RPE должен выйти на мембрану(рисунок 1 шаг G). Используя пипетку, аккуратно снимите излишки среды с вставки. Со стороны колодец добавьте 1 мл СМ на колодец и инкубировать в стерильном инкубаторе при 37 градусах Цельсия с 5% CO2. Не погружать сетчатку в среду, как это позволит уменьшить оксигенацию и вызвать дегенерацию тканей. Эксплант должен оставаться на стыке жидкости и воздуха, покрытый только тонкой пленкой жидкости, созданной поверхностным натяжением воды. Оставьте сетчатку нетронутой в течение первых 48 ч, чтобы облегчить восстановление после процедуры эксплантации. Изменение среды каждый второй день (48 ч). Отбросьте 700 МКЛ среды из каждой хорошо и добавить 900 йл свежего CM в колодец. Таким образом, количество среды, потерянной в результате испарения восстанавливается и сетчатки эксплантации сохраняет некоторые из нейропротекторных факторов, производимых в предыдущих 48 ч. Инкубировать удаленную среду в отдельную и закрытую трубку микроцентрифуга вместе с культурами для контроля и оценки возможного загрязнения (т.е. изменения цвета среды).ПРИМЕЧАНИЕ: Сетчатки explants могут храниться в культуре, по крайней мере 2 недели12. 3. После культивирования ПРИМЕЧАНИЕ: Экспланты могут быть использованы для различных экспериментальных применений (западная помарка, гистология, целые крепления, генетический анализ, электрофизиология). В зависимости от применения, органотипические экза растениями сетчатки могут быть заморожены, лизированы или подготовлены к криозиции. В приведенных ниже шагах описывается гистологическая подготовка. Выполните 45-минутную фиксацию с 4% параформалдегидом (PFA), а затем постепенную криопротезирование сахарозы (10% сахарозы в течение 10 мин, 20% в течение 20 мин и 30% для 2 ч при комнатной температуре (RT) или на ночь (ON) при температуре 4 градусов по Цельсию). Добавьте эти буферы прямо в колодец. Вырежьте мембрану вокруг экзплантов сетчатки. Встраивать как мембраны и ткани сетчатки в среде для замороженных тканей. Рисунок 1: Пошаговая процедура подготовки органотипических культур сетчатки. (A)Мышиные глаза инкульируется и передаются в раствор протеиназы K, чтобы позволить отделение склеры и хороида от сетчатки и RPE. Вводится небольшой разрез в склере/хороидном слое. (B)Два типса используются для очистки слоя склеры/хороида. (C)Черный слой хороида можно увидеть во время пилинга. Подмыкающий темный пигмент сетчатки эпителия (RPE) остается прикрепленным к глазному яблоку. Склера и хороид удаляются вместе с зрительным нервом. (D)Объектив и стекловидное дело извлекаются с помощью типсов.  Оставшееся цилиарное тело удаляется. (E)Сетчатка сохраняет форму, похожую на чашу. (F) Чтобы сгладить сетчатку для культивирования в блюдо, 4 разреза на равном расстоянии вокруг сетчатки сделаны ножницами, придавая ему клеверную форму. Культура сетчатки переносится в мембранную культурную вставку в пластине из 6 колодец с использованием наконечника пипетки с разрезом 1 мл. Сетчатка по-прежнему сохраняет некоторые чаши формы. Однако при удалении лишней жидкости, окружающей сетчатку, она развернется до планарной структуры. (G)В установке мембраны культуры культура сетчатки опирается на пористую поликарбонатную мембрану (PC) поверх раствора полной среды R16. Чтобы обеспечить жизнеспособность, культура должна храниться во влажном стерильном инкубаторе при 37 градусов по Цельсию с 5% CO2,и среда должна быть заменена каждые 48 ч. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть более широкую версию этой цифры

Representative Results

После следовать протоколу, расчлененные и культурные экспланты сетчатки сохраняют свою нормальную архитектуру тканей, с различными слоями, от RPE до слоя ганглионных клеток (GCL), как показано на рисунке 2. Внешний ядерный слой (ONL) и размер внутреннего ядерного слоя (INL) оставались в основном стабильными в течение 2-3 недель, при этом медленно прогрессирующая потеря клеток и постепенное истончение этих слоев становилось все более и более очевидным, если период культивирования продлевается до 4 недель и далее. В GCL, напротив, из-за аксотомии зрительного нерва, заметное истончение обычно наблюдается в течение первых 4 дней культивирования. После этого, оставшаяся популяция клеток в GCL (в основном перемещенных клеток амакрин) будет по-прежнему жизнеспособным в течение еще 3-4 недель17,18,19. Рисунок 2: Типы клеток, найденных в культуре эксплантации сетчатки. Культура посадки сетчатки на P11, полученная от мутантов rd1 (A)и WT животных (B ),показывающихядерное окрашивание с DAPI (слева, синий), фоторецепторы стержня (в центре, красный) и клетки Мюллера (справа, зеленый). Ядерное окрашивание выделяет все основные клеточные слои сетчатки, такие как, эпителий пигмента сетчатки (RPE), внешний ядерный слой (ONL), внутренний ядерный слой (INL) и слой ганглионных клеток (GCL). Специфические типы клеток в ядерных слоях, таких как стержни и клетки Мюллера, иммунолабелированыальфа-арестином 26 иглутамин-синтезетазом 27 антител, соответственно. (C) Показывает полную длину раздела   всей сетчатки мыши rd1, с DAPI окрашивания подчеркнув консистенцию, интеграцию и развитие сетчатки. Эти сетчатки были культурны в течение 6 дней. Описание процедуры: Сетчатка и RPE, полученные из животных rd1 или WT, были изолированы в P5 и культурировались, как описано в протоколе, до P11 со средним изменением каждые 48 ч. Культуры были зафиксированы с 4% PFA на P11 и криозекции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры Безытовая среда и устойчивая среда in vitro позволяют иметь полный контроль над экспериментальными условиями. Здесь мы привести два примера для конкретных приложений этого протокола.Первый пример иллюстрирует возможность использования экза растений сетчатки для тестирования на наркотики или скрининга. Органотипические культуры экза растений сетчатки были подготовлены из моделей мышей дикого типа (WT) и rd1. Последний является хорошо охарактеризованной моделью для дегенерации сетчатки15. В сетчатке мыши rd1 дегенерация ONL вызвана аномально высоким уровнем cGMP в фоторецепторахстержня 6,20. Чрезмерное cGMP вызывает повышенную активность циклических нуклеотидных закрытых ионных каналов (CNGCs) и cGMP-зависимой белковой киназы (PKG), что приводит кгибели клеток 21. Обработка сетчатки мыши rd1 со структурным аналогом cGMP (циклический нуклеотидный #3; CN003), которая нацелена как на ПКГ, так и на CNGC, была протестирована. После эксплантации на P5, парадигма лечения, описанная на рисунке 3A, была соблюдена. Explant культур были зафиксированы с 4% PFA на P11 и подготовлены для криозирования (Рисунок 3A). Для оценки клеточной смерти гистологических секций от обработанных, необработанные (NT) и WT образцов, был выполнен терминальный дезоксинуклеотидный трансферазы dUTP nick end маркировки (TUNEL) анализ22. Анализ TUNEL помечены клетки показали высокий процент умирающих клеток в ONL из rd1 необработанных образцов, в то время как CN003 защищены rd1 мыши фоторецепторы при применении в концентрации 50МК 23 (Рисунок 3B). Частым осложнением диабета является диабетическая ретинопатия, ослепляющая болезнь, которую трудно точно воспроизвести в животных моделях5. Второй пример подчеркивает использование органотипических культур экзплантации сетчатки для характеристики жизнеспособности клеток сетчатки в условиях, омулирующих сахарный диабет типа-2 (T2DM)24. Здесь мы использовали 20 мМ ингибитора гликолиза 2-дези-глюкозы (2-DG)25 и вводили его в культурную среду в течение 24 ч от P10 до P11. Мы показываем, что подвержение WT сетчатки explants таких в пробирке моделируемых диабетических условий приводит к обширной нейрональной клеточной смерти сетчатки (Рисунок 3C). Эта парадигма, в свою очередь, может быть использована, например, для изучения дегенеративных механизмов или для тестирования ретинопротекторного лечения в контексте диабета. Рисунок 3: Два примера для применения органотипических культур сетчатки explant. (A)Описание процедуры: Сетчатка и RPE, полученные из rd1 или WT животных были изолированы в послеродовой день (P) 5 и культурны, как описано выше, со средним изменением каждые 48 ч. На P7 и P9 отласытая среда была выброшена, а в тарелку был добавлен свежий СМ, содержащий активное соединение в концентрации 50 МКМ. Культуры были зафиксированы с 4% PFA на P11 и криозекции. (B)Подворье тестирования на сетчатке rd1. Разделы были получены из WT, лечение (003), и необработавных (NT) органотипических культур сетчатки explant. АНАЛИЗ TUNEL (красный) был использован в качестве маркера для клеточной смерти. Ядерное окрашивание с DAPI (синий). Квантификация, показанная на графике баров, иллюстрирует процент умирающих клеток в wt, rd1 NT и rd1 003. Лечение соединением 003 значительно уменьшило смерть фоторецепторных клеток rd1. (C) Моделирование сахарного диабета типа-2 (T2DM) на сетчатке WT с использованием 2-дезиокси-глюкозы (2-DG) лечения. Анализ TUNEL проводился на образцах NT и T2DM. Количественная оценка указывает на значительное увеличение смертности клеток. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры Таблица S1. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить таблицу   Таблица S2. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить таблицу   Таблица S3. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить таблицу  

Discussion

Представленный протокол описывает органотипические культуры эксплантации сетчатки мыши с нетронутой RPE в определенной среде R16, свободной от сыворотки и антибиотиков. Этот протокол был первоначально разработан, начиная с конца 1980-хгодов 7,28 и с техпор он был постоянно уточнены 6,11,12. Известные применения включают исследования механизмов наследственной дегенерации сетчатки и выявление ретинопротекторныхпрепаратов 23,29,30.

Для успешного эксперимента необходимо принять во внимание некоторые важные соображения. Вот несколько важных моментов устранения неполадок, которые помогут повысить качество культур. Во-первых, культуры сетчатки могут отображать чрезмерное складывание и/ или образованиерозетки 31. Это может быть вызвано касанием сетчатки мипсами во время процедуры эксплантации. Кроме того, цилиарное тело должно быть полностью удалено из экспланта, так как это может увеличить складывание сетчатки во время культуры. Во-вторых, во время передачи сетчатки на пластину хорошо в висячие капли, если сетчатка лица мембраны неправильную сторону вниз, держать его в капле висит от кончика пипетки и очень осторожно нажмите среды в и из кончика (без отсоединения висячие капли), чтобы перевернуть сетчатку вокруг. Наконец, если RPE остается прикрепленным к склере и отделяется от сетчатки, это, скорее всего, вызвано недостаточным predigestion склеры. Эта проблема может быть особенно важна при работе с глазами пожилых животных или не грызунов видов (например, свиней) и может быть решена за счет увеличения концентрации протеиназы K.

Проведение органотипических культур экзплантации сетчатки является сложной процедурой, которая требует адекватной подготовки и опыта. Отсутствие подготовки может привести к изменчивости качества экзплантов сетчатки. По этим причинам важно контролировать и проверять жизнеспособность и воспроизводимость, характеризовав, например, уровень смертности клеток с помощью анализа TUNEL. Использование среды, свободной от антибиотиков, делает экзпланты сетчатки уязвимыми для загрязнения бактериями и грибками. Чтобы свести к минимуму этот риск, мы рекомендуем, чтобы особое внимание было принято для работы в действительно асептических условиях. Еще одним ограничением культивирования сетчатки в пробирке являются различия в физиохимической среде по сравнению с сетчаткой виво (например, хороидная и сетчатка крови, уровень кислорода и глюкозы, внутриглазное давление, состав стекловидного тела). Непрерывная перфузионная система, возможно, встроенная в специальный биореактор32, может приблизить эту модель к состоянию in vivo. Кроме того, аксотомия зрительного нерва во время вскрытия сетчатки приведет к гибели ганглионных клеток, что может вызвать стресс ответы8. Поэтому рекомендуется оставить эксплант для адаптации к условиям культивирования в течение не менее 2 дней в пробирке, прежде чем он подвергается конкретной манипуляции или лечения.

Описанный метод обычно выполняется на незрелых тканях сетчатки, которые могут хорошо выжить в течение 4 недель в пробирке7,33. Тем не менее, процедура адаптируется к различным приложениям, включая культивирование взрослой сетчатки. Хотя различные опубликованные подходы описывают изоляцию сетчатки взрослого человека без RPE34,35, инкубации с раствором папаина на срок до 1 ч при 37 градусов по Цельсию до вскрытия позволяет RPE оставаться прикрепленным к сетчатке, даже если производные от взрослыхмыши 36.

Среда, свободная от сыворотки, и химически определенная среда in vitro обеспечивают полностью определенные и воспроизводимые манипуляции экспериментальными условиями. Таким образом, органотипические культуры экзплантации сетчатки являются ценными инструментами в области офтальмологии и неврологии, и были использованы дляизучения заболеваний сетчатки 37,развитие сетчатки 38,39, терапия стволовыми клеткамисетчатки 40, генетическиеизменения 41, и фармакологический скрининг. В качестве конкретного примера тестирования на наркотики, здесь мы использовали сетчатки explant культур для тестирования аналога cGMP (CN003), как известно, уменьшить смерть фоторецепторных клеток в животных моделях для наследственных заболеванийсетчатки 23 (Рисунок 3B). Другое возможное применение метода описано на рисунке 3C, который иллюстрирует, как точный контроль среды тканей может быть использован для эмулировать диабетическихусловий 24. Из-за сохранения архитектуры тканей в течение всего периода культивирования, органотипические культуры эксплантации сетчатки также подходят для электрофизиологических исследований. Нейронная функциональность на сетчатке explants были исследованы с помощью патч-зажимзаписи 42 и мульти-электрод-array (MEA)запись 33,43. Последний позволяет одновременно записывать электрическую активность популяций нейронов и используется для характеристики фоторецептора и функциональности ганглионных клеток в культурных условиях. В более широкой перспективе, органотипические системы культуры explant также могут быть применены в доклинических исследованиях, где экзплантные культуры были использованы для проверки терапевтическойэффективности гипотермии 44.

Органотипический метод культивирования explant относительно прост в работе и, по сравнению с соответствующими экспериментами in vivo, является менее дорогостоящим и трудоемким, и позволяет избежать этических проблем, связанных с живыми исследованиями на животных. Точный контроль над экспериментальными условиями и сохранение RPE и сложности тканей делают метод ценным инструментом для улучшения наших знаний о физиологии сетчатки и патофизиологии и позволяют многочисленные экспериментальные применения.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Эта исследовательская работа получила финансовую поддержку от Европейского союза(transMed; H2020-MSCA-765441), Немецкий исследовательский совет (DFG; PA1751/8-1, 10-1) и Стипендиальный совет Китая.

Materials

Biotin Sigma B4639
(+/-)-α-LipoicAcid (=Thiotic acid) Sigma T1395
BSA Sigma B4639
CDP-Choline-Na Sigma 30290
Corticosterone Sigma C2505
CuSO4 × 5H2O Sigma C8027
DL-Tocopherol Sigma T1539
Ethanolamine Sigma E0135
FCS Sigma F7524
Filtropur BT100, 1L, 0.2µm SARSTEDT 83.3942.101 for Basal Medium
Forceps  F.S.T 15003-08
Glutamine Sigma G8540
Glutathione Sigma G6013
Insulin  Sigma I6634
L-CysteineHCl Sigma C7477
Linoleic Acid Sigma L1012
Linolenic Acid Sigma L2376
MnCl2 x 4H2O Sigma M5005
Na-pyruvate Sigma P3662
NaSeO3 x 5H2O Sigma S5261
Ophthalmic microscope scaping spoon F.S.T. 10360-13
Progesteron Sigma P8783
Proteinase K  MP Biomedicals 21935025 44 mAnson U/mg
R16 Gibco 07491252A
Retinol Sigma R7632
Retinyl acetate  Sigma R7882
Scissors F.S.T 15004-08
Sterile filter 0.22µm MILLEX GP SLGP033RS for supplements
T3  Sigma T6397
Tocopherylacetate Sigma T1157
Transferrin Sigma T1283
Transwell permeable supports Corning 3412
Vitamin B1 Sigma T1270
Vitamin B12 Sigma V6629
Vitamin C Sigma A4034
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Fletcher, E. L., et al. Animal models of retinal disease. Progress in Molecular Biology and Translational Science. 100, 211-286 (2011).
  2. Llonch, S., Carido, M., Ader, M. Organoid technology for retinal repair. Developmental Biology. 433 (2), 132-143 (2018).
  3. Mencl, S., Trifunović, D., Zrenner, E., Paquet-Durand, F. PKG-dependent cell death in 661W cone photoreceptor-like cell cultures (experimental study). Advances in Experimental Medicine and Biology. 1074, 511-517 (2018).
  4. Sanges, D., Comitato, A., Tammaro, R., Marigo, V. Apoptosis in retinal degeneration involves cross-talk between apoptosis-inducing factor (AIF) and caspase-12 and is blocked by calpain inhibitors. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (46), 17366-17371 (2006).
  5. Schnichels, S., et al. Retina in a dish: cell cultures, retinal explants and animal models for common diseases of the retina. Progress in Retinal and Eye Research. , 100880 (2020).
  6. Paquet-Durand, F., Hauck, S. M., van Veen, T., Ueffing, M., Ekström, P. PKG activity causes photoreceptor cell death in two retinitis pigmentosa models. Journal of Neurochemistry. 108 (3), 796-810 (2009).
  7. Caffe, A. R., Visser, H., Jansen, H. G., Sanyal, S. Histotypic differentiation of neonatal mouse retina in organ culture. Current Eye Research. 8 (10), 1083-1092 (1989).
  8. Murali, A., Ramlogan-Steel, C. A., Andrzejewski, S., Steel, J. C., Layton, C. J. Retinal explant culture: A platform to investigate human neuro-retina. Clinical and Experimental Ophthalmology. 47 (2), 274-285 (2019).
  9. Arango-Gonzalez, B., et al. In vivo and in vitro development of S- and M-cones in rat retina. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 51 (10), 5320-5327 (2010).
  10. Strauss, O. The retinal pigment epithelium in visual function. Physiological Reviews. 85 (3), 845-881 (2005).
  11. Söderpalm, A., Szél, A., Caffé, A. R., van Veen, T. Selective development of one cone photoreceptor type in retinal organ culture. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 35 (11), 3910-3921 (1994).
  12. Caffe, A. R., et al. Mouse retina explants after long-term culture in serum free medium. Journal of Chemical Neuroanatomy. 22 (4), 263-273 (2001).
  13. Caffe, A. R., Soderpalm, A. K., Holmqvist, I., van Veen, T. A combination of CNTF and BDNF rescues rd photoreceptors but changes rod differentiation in the presence of RPE in retinal explants. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 42 (1), 275-282 (2001).
  14. Ogilvie, J. M., Speck, J. D., Lett, J. M., Fleming, T. T. A reliable method for organ culture of neonatal mouse retina with long-term survival. Journal of Neuroscience Methods. 87 (1), 57-65 (1999).
  15. Keeler, C. E. The inheritance of a retinal abnormality in white mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 10 (7), 329-333 (1924).
  16. Romijn, H. J. Development and advantages of serum-free, chemically defined nutrient media for culturing of nerve tissue. Biology of the Cell. 63 (3), 263-268 (1988).
  17. Caffe, A. R., et al. Mouse retina explants after long-term culture in serum free medium. Journal of Chemical Neuroanatomy. 22 (4), 263-273 (2001).
  18. Alarautalahti, V., et al. Viability of Mouse Retinal Explant Cultures Assessed by Preservation of Functionality and Morphology. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 60 (6), 1914-1927 (2019).
  19. Caffe, A. R., Visser, H., Jansen, H. G., Sanyal, S. Histotypic differentiation of neonatal mouse retina in organ culture. Current Eye Research. 8 (10), 1083-1092 (1989).
  20. Farber, D. B., Lolley, R. N. Cyclic guanosine monophosphate: elevation in degenerating photoreceptor cells of the C3H mouse retina. Science. 186 (4162), 449-451 (1974).
  21. Arango-Gonzalez, B., et al. Identification of a common non-apoptotic cell death mechanism in hereditary retinal degeneration. PloS One. 9 (11), 112142 (2014).
  22. Loo, D. T. In situ detection of apoptosis by the TUNEL assay: an overview of techniques. Methods in Molecular Biology. 682, 3-13 (2011).
  23. Vighi, E., et al. Combination of cGMP analogue and drug delivery system provides functional protection in hereditary retinal degeneration. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (13), 2997-3006 (2018).
  24. Valdés, J., et al. Organotypic retinal explant cultures as in vitro alternative for diabetic retinopathy studies. Altex. 33 (4), 459-464 (2016).
  25. Pajak, B., et al. 2-Deoxy-d-Glucose and its analogs: from diagnostic to therapeutic agents. International Journal of Molecular Sciences. 21 (1), (2019).
  26. Slepak, V. Z., Hurley, J. B. Mechanism of light-induced translocation of arrestin and transducin in photoreceptors: interaction-restricted diffusion. IUBMB Life. 60 (1), 2-9 (2008).
  27. Paquet-Durand, F., et al. A retinal model of cerebral malaria. Scientific Reports. 9 (1), 3470 (2019).
  28. Romijn, H. J., de Jong, B. M., Ruijter, J. M. A procedure for culturing rat neocortex explants in a serum-free nutrient medium. Journal of Neuroscience Methods. 23 (1), 75-83 (1988).
  29. Azadi, S., et al. CNTF+BDNF treatment and neuroprotective pathways in the rd1 mouse retina. Brain Research. 1129 (1), 116-129 (2007).
  30. Kaur, J., et al. Calpain and PARP activation during photoreceptor cell death in P23H and S334ter rhodopsin mutant rats. PloS One. 6 (7), 22181 (2011).
  31. Samardzija, M., et al. A mouse model for studying cone photoreceptor pathologies. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 55 (8), 5304-5313 (2014).
  32. Achberger, K., et al. Merging organoid and organ-on-a-chip technology to generate complex multi-layer tissue models in a human retina-on-a-chip platform. eLife. 8, (2019).
  33. Alarautalahti, V., et al. Viability of Mouse Retinal Explant Cultures Assessed by Preservation of Functionality and Morphology. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 60 (6), 1914-1927 (2019).
  34. Ferrer-Martín, R. M., et al. Microglial cells in organotypic cultures of developing and adult mouse retina and their relationship with cell death. Experimental Eye Research. 121, 42-57 (2014).
  35. Müller, B. Organotypic culture of adult mouse retina. Methods in Molecular Biology. 1940, 181-191 (2019).
  36. Heller, J. P., Kwok, J. C., Vecino, E., Martin, K. R., Fawcett, J. W. A method for the isolation and culture of adult rat Retinal Pigment Epithelial (RPE) cells to study retinal diseases. Frontiers in Cellular Neuroscience. 9, 449 (2015).
  37. Sahaboglu, A., et al. Retinitis pigmentosa: rapid neurodegeneration is governed by slow cell death mechanisms. Cell Death & Disease. 4 (2), 488 (2013).
  38. Arai, E., et al. Ablation of Kcnj10 expression in retinal explants revealed pivotal roles for Kcnj10 in the proliferation and development of Müller glia. Molecular Vision. 21, 148-159 (2015).
  39. Demas, J., Eglen, S. J., Wong, R. O. Developmental loss of synchronous spontaneous activity in the mouse retina is independent of visual experience. Journal of Neuroscience. 23 (7), 2851-2860 (2003).
  40. Johnson, T. V., Martin, K. R. Development and characterization of an adult retinal explant organotypic tissue culture system as an in vitro intraocular stem cell transplantation model. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 49 (8), 3503-3512 (2008).
  41. Hatakeyama, J., Kageyama, R. Retrovirus-mediated gene transfer to retinal explants. Methods. 28 (4), 387-395 (2002).
  42. Moritoh, S., Tanaka, K. F., Jouhou, H., Ikenaka, K., Koizumi, A. organotypic tissue culture of adult rodent retina followed by particle-mediated acute gene transfer in vitro. PloS One. 5 (9), 12917 (2010).
  43. Reinhard, K., et al. Step-by-step instructions for retina recordings with perforated multi electrode arrays. PloS One. 9 (8), 106148 (2014).
  44. Klemm, P., et al. Hypothermia protects retinal ganglion cells against hypoxia-induced cell death in a retina organ culture model. Clinical and Experimental Ophthalmology. 47 (8), 1043-1054 (2019).

Tags

Organotypic Retina ExplantSerum-free CultureRetinal Pigment EpitheliumRetinitis PigmentosaDiabetic RetinopathyIn Vitro Retinal ModelPre-clinical Treatment Development

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Belhadj, S., Tolone, A., Christensen, G., Das, S., Chen, Y., Paquet-Durand, F. Long-Term, Serum-Free Cultivation of Organotypic Mouse Retina Explants with Intact Retinal Pigment Epithelium. J. Vis. Exp. (165), e61868, doi:10.3791/61868 (2020).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image