Summary

Un metodo di preparazione efficiente dei campioni per migliorare i segnali dello ione del carboidrato in spettrometria di massa di Matrix-assisted Laser Desorption/Ionization

Published: July 29, 2018
doi:

Summary

Un protocollo per migliorare i segnali dello ione del carboidrato in spettrometria di massa MALDI di riforma delle strutture cristallina durante i processi di preparazione del campione è dimostrato.

Abstract

Preparazione del campione è un processo critico nell’analisi di spettrometria di massa (MS) dei carboidrati. Anche se matrix-assisted laser desorption/ionizzazione (MALDI) MS è il metodo di scelta nell’analisi del carboidrato, riproducibilità di segnali e dati di poveri dello ione di campioni di carboidrati continuano ad essere gravi problemi. Per l’analisi quantitativa dei carboidrati, è necessario un efficace protocollo analitico, fornendo la qualità superiore dei dati. Questo video dimostra protocolli di preparazione del campione per migliorare l’intensità del segnale e minimizzare la variazione dati di carboidrati in MALDI-MS. Dopo l’essiccazione e cristallizzazione di gocce di campione, la morfologia di cristallo è riformata dal metanolo prima analisi spettrometria totale. Il miglioramento nel segnale del carboidrato è esaminato con spettrometria di massa MALDI imaging (IMS). Risultati sperimentali dimostrano che la riforma di cristallo regola strutture cristalline e ridistribuisce carboidrati analiti. In confronto con il metodo di preparazione delle gocce essiccate in convenzionale MALDI-MS, riformando morfologie di cristallo del carboidrato con metanolo spettacoli significativamente migliore intensità del segnale, distribuzione di immagini di ioni e stabilità dei dati. Poiché i protocolli hanno dimostrati nel presente documento non comportano modifiche nella composizione del campione, sono generalmente applicabili a vari carboidrati e matrici.

Introduction

Analisi del carboidrato sono un argomento importante e impegnativo. Carboidrati e loro derivati svolgono i ruoli importanti vivere organismi1,2,3. Queste molecole hanno complicate strutture e sono inclini a decomporsi. Molti di loro non può essere caratterizzati chiaramente a causa di difficoltà nella separazione e nella rilevazione. Anche se spettrometria di matrix-assisted laser desorption/ionization (MALDI) massa (MS) è stata applicata all’analisi di una vasta gamma di biomolecole, grazie alla sua sensibilità e risultati comprensibili4, analisi dei carboidrati mediante MALDI-MS continua per essere una grande sfida a causa della efficienza di ionizzazione bassa di tali molecole5. Derivatizzazione chimica è un modo comune per migliorare l’efficienza di ionizzazione di carboidrati6,7, ma tali procedure sono tempo e consumo di campione. Inoltre, l’efficienza di ionizzazione di carboidrati derivatizzate è ancora inferiore a quella delle proteine. Così, lo sviluppo di metodi per migliorare il segnale del carboidrato in MALDI-MS senza procedure complicate è necessario.

L’applicazione di MALDI-MS per l’analisi quantitativa è un altro argomento impegnativo. Un grave problema di MALDI-MS è che sua riproducibilità sensibilità e dati dipende criticamente protocolli di preparazione del campione e parametri sperimentali. In molti casi, analisi quantitativa mediante MALDI-MS è inaffidabile a causa di morfologie campione eterogeneo e distribuzione dell’analita. Un esempio ben noto è i campioni preparati con una matrice MALDI (DHB) 2,5-dihydroxybenzoic acid. Quando DHB è cristallizzato lentamente sotto ambiente, nella misura di incorporazione di analita in cristalli di matrice è imprevedibile, perché risultanti campioni presentano morfologie irregolari. Tali campioni normalmente consistono di grandi cristalli aghiformi e fine. Quando DHB è preparato utilizzando un solvente volatile e/o una piastra riscaldata campione, a rapida essiccazione provoca cristalli fini più omogenee e migliori risultati quantitativi8,9,10. Questa tecnica è conosciuta come “ricristallizzazione” dei campioni MALDI. Il miglioramento è attribuito alla migliore integrazione degli analiti in cristalli di matrice fine durante il processo di cristallizzazione veloce. Abbiamo anche dimostrato che l’ambiente di preparazione del campione di regolazione ridotto l’eterogeneità del segnale del carboidrato e miglioramento dei risultati quantitativi11,12. I risultati in questi lavori suggeriscono che la morfologia del campione è un fattore critico nel determinare la qualità del segnale del carboidrato. Per sviluppare una strategia generale per analisi giornaliera, è necessario un metodo di riforma efficiente dei campioni che fornisce i carboidrati migliorata sensibilità.

Abbiamo sistematicamente esaminato la correlazione tra sensibilità di morfologia e carboidrati campione in MALDI-MS in un recente rapporto13. I risultati ottenuti utilizzando diversi importanti carboidrati e visualizza matrici che il potenziamento del segnale migliore è soddisfatta di ricristallizzazione secchi campioni MALDI. La morfologia dei campioni preparati con il metodo convenzionale secchi gocciolina (DD) è riformata mediante ricristallizzazione veloce con metanolo (MeOH). I protocolli di preparazione del campione dettagliate sono dimostrati qui. Il protocollo è costituito da tre passaggi principali, tra cui campione piatto precondizionamento, deposizione di campione e ricristallizzazione e analisi di spettrometria di massa. I carboidrati utilizzati includono sialyl-lewis (SLeA) e maltoheptaose (MH). DHB viene utilizzato come una matrice di modello. I risultati mostrano che l’intensità del segnale del carboidrato e della distribuzione spaziale nettamente migliorata dopo ricristallizzazione. Tale metodo può essere applicato ai campioni di altre matrici popolari, tra cui 2, 4,6-trihydroxyacetophenone (THAP) e l’acido α– ciano-4-idrossicinnamico. Questo metodo serve come un approccio generale che può essere facilmente integrato nella routine di laboratorio per l’analisi del carboidrato.

Protocol

1. campione piatto precondizionamento Pulizia del piatto del campione Indossare guanti in nitrile per evitare la contaminazione del piatto del campione durante la pulizia. Lavare a mano piatto del campione ad 100,0 mL di soluzione detergente (1,0 mg/mL). Lavare a mano piatto del campione con acqua distillata deionizzata (DDW). Sciacquare la superficie della piastra campione con 30,0 mL di MeOH. Mettere il piatto di campione in un becher da …

Representative Results

Immagini di SEM rappresentative di SLeA mescolano con DHB preparato usando DD e ricristallizzazione metodi sono illustrati nella Figura 1. Una tipica morfologia DHB come preparato con il metodo DD è grandi cristalli aghiformi a cerchio e belle strutture cristalline nel centro di punti campione. Le lunghezze tipiche di tali cristalli aghiformi sono ~ 100 µm. Dopo ricristallizzazione da MeOH, il campione ha una più grande zona coperta uniformement…

Discussion

Eterogeneità di campione è che un problema cruciale in MALDI-MS. DD è il più diffuso metodo di preparazione del campione, ma i cristalli risultanti sono altamente eterogenei. Tali campioni mostrano riproducibilità povero segnale shot-to-shot e campione a campione. Di conseguenza, alla ricerca di “sweet spot” in aree campione durante l’acquisizione dei dati è una procedura comune in esperimenti di MALDI. Tali campioni eterogenei non sono adatti per quantificazione in analisi di routine.

N…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Gli autori non hanno nessun ringraziamenti.

Materials

Reagent
Detergent powder Alconox 242985
Methanol Merck 106009
Acetonitrile Merck 100003
2,5-dihydroxybenzoic acid (DHB) Alfa Aesar A11459
sialyl-lewis A (SLeA) Sigma-Aldrich S1782
Maltoheptaose Sigma-Aldrich M7753
Pipette tips Mettler Toledo 17005091
Microcentrifuge tube Axygen MCT-150-C
Equipment
Milli-Q water purification system Millipore ZMQS6VFT1
Powder-free nitrile gloves Microflex SU-690
600 mL beaker Duran 2110648
Ultrasonic cleaner Delta DC300H
Hygrometer Wisewind 5330
Nitrogen gas flowmeter Dwyer RMA-6-SSV
K-type thermocouples Digitron 311-1670
Vortex mixer Scientific Industries  SI-0236
Mini centrifuge Select BioProducts Force Mini 
Pipette Rainin pipet-lite XLS
Stereomicroscope Olympus SZX16
Temperature controllable drying chamber This lab
Ultraflex II TOF/TOF mass spectrometer Bruker Daltonics
MTP 384 target plate polished steel BC Bruker Daltonics 8280781
Flexcontrol Version 3.4 Bruker Daltonics Control software
Fleximaging Version 2.1 Bruker Daltonics Imaging software
Flexanalysis Version 3.4 Bruker Daltonics Analysis software

References

  1. Holme, D. J., Peck, H. . Analytical Biochemistry. , (1998).
  2. Costello, C. E. Time, life … and mass spectrometry – New techniques to address biological questions. Biophysical Chemistry. 68 (1-3), 173-188 (1997).
  3. Caroff, M., Karibian, D. Structure of bacterial lipopolysaccharides. Carbohydrate Research. 338 (23), 2431-2447 (2003).
  4. Marvin, L. F., Roberts, M. A., Fay, L. B. Matrix-assisted laser desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry in clinical chemistry. Clinica Chimica Acta. 337 (1), 11-21 (2003).
  5. Harvey, D. J. Matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry of carbohydrates. Mass Spectrometry Reviews. 18 (6), 349-450 (1999).
  6. Ciucanu, I., Kerek, F. A simple and rapid method for the permethylation of carbohydrates. Carbohydrate Research. 131 (2), 209-217 (1984).
  7. Lamari, F. N., Kuhn, R., Karamanos, N. K. Derivatization of carbohydrates for chromatographic, electrophoretic and mass spectrometric structure analysis. Journal of Chromatography B. 793 (1), 15-36 (2003).
  8. Nishikaze, T., Amano, J. Reverse thin layer method for enhanced ion yield of oligosaccharides in matrix-assisted laser desorption/ionization. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 23 (23), 3787-3794 (2009).
  9. Williams, T. I., Saggese, D. A., Wilcox, R. J., Martin, J. D., Muddiman, D. C. Effect of matrix crystal structure on ion abundance of carbohydrates by matrix-assisted laser desorption/ionization Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 21 (5), 807-811 (2007).
  10. Nicola, A. J., Gusev, A. I., Proctor, A., Jackson, E. K., Hercules, D. M. Application of the fast-evaporation sample preparation method for improving quantification of angiotensin II by matrix-assisted laser desorption/ionization. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 9 (12), 1164-1171 (1995).
  11. Lai, Y. H., et al. Reducing Spatial Heterogeneity of MALDI Samples with Marangoni Flows During Sample Preparation. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 27 (8), 1314-1321 (2016).
  12. Ou, Y. -. M., et al. Preparation of Homogeneous MALDI Samples for Quantitative Applications. Journal of Visualized Experiments. (116), e54409 (2016).
  13. Lee, H., et al. Enhancing carbohydrate ion yield by controlling crystalline structures in matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry. Analytica Chimica Acta. , 49-55 (2017).
  14. Allwood, D. A., Perera, I. K., Perkins, J., Dyer, P. E., Oldershaw, G. A. Preparation of ‘near’ homogeneous samples for the analysis of matrix-assisted laser desorption/ionisation processes. Applied Surface Science. 103 (3), 231-244 (1996).
  15. Sadeghi, M., Vertes, A. Crystallite size dependence of volatilization in matrix-assisted laser desorption ionization. Applied Surface Science. 127 (Supplement C), 226-234 (1998).

Play Video

Cite This Article
Ou, Y., Kuo, S., Lee, H., Chang, H., Wang, Y. An Efficient Sample Preparation Method to Enhance Carbohydrate Ion Signals in Matrix-assisted Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry. J. Vis. Exp. (137), e57660, doi:10.3791/57660 (2018).

View Video