Summary

ザ<em> ex vivoで</em>コロン器官培養および抗菌生体防御研究におけるその使用

Published: February 13, 2017
doi:

Summary

The ex vivo organ culture allows investigation of biological processes in the context of the intact tissue architecture. Here, we introduce a method of ex vivo culture of the mouse colon, which can be used to study innate immunity and antimicrobial host defense in the intestine.

Abstract

腸上皮細胞の異なるタイプ、ラミナの免疫細胞を含むpropia、及び間質からなる反復陰窩構造のアーキテクチャを表示します。これらの異種の細胞のすべてが腸の恒常性に貢献し、抗菌宿主防御に参加しています。したがって、 インビトロの設定で免疫応答および腸の抗菌活性を研究するための代用モデルを特定することは極めて困難です。 インビトロ研究は、不死化腸上皮細胞株または正常な腸とその微小環境の正確な生理機能を表すものではありませんオルガノイド培養しても、プライマリのcryptを使用。ここでは、培養皿とどのようにこのex vivoの器官培養系抗菌宿主防御応答に関連した研究で実装することが可能で、マウスの結腸組織を培養する方法を議論します。代表的な実験では、器官培養内のコロンがRESPにおける抗菌ペプチドを発現することを示しました外因性IL-1βおよびIL-18にオンセ。さらに、器官培養における大腸組織によって生成された抗菌エフェクター分子を効率的にin vitroで大腸菌を殺します。このアプローチは、従って、腸の自然免疫応答および抗菌宿主防御応答の調節における病原体及び危険関連分子パターンとその細胞受容体の役割を分析するために利用することができます。

Introduction

腸は、共生微生物、病原体の侵入と戦うための障壁として作用する動的システムを表し、及び微生物組成物1を調節します 。腸上皮細胞は、腸細胞、杯細胞、パネート細胞および腸内分泌細胞からなる、腸内微生物叢に対する宿主防御反応を提供する主要な細胞集団です。杯細胞は、上皮層2の上に非武装地帯を作成するムチンを産生します。パネート細胞および腸細胞は、抗菌性ペプチド、サイトカイン、および抗菌宿主防御応答を構成し、腸内微生物組成物3、4整形に寄与し、反応性酸素及び窒素種を生成します。上皮細胞に加えて、マクロファージを含む免疫細胞、樹状細胞、好中球、ナチュラルキラー細胞、リンパ球、およびインナ 7 粘膜固有層および粘膜下組織のTEリンパ球様細胞は、サイトカイン、ケモカイン、および他のメディエーター5を生成することによって、腸抗菌宿主防御応答に重要な役割を果たしています。粘膜免疫系は、微生物叢を調節し、微生物感染に対する保護を提供する方法を理解するためには、消化管の不均一な細胞集団の複雑な相互作用を考慮することが重要です。しかし、腸の機能をすべて網羅in vitroモデルは使用できません。したがって、腸における宿主 – 病原体相互作用に関する分子研究は非常に挑戦的です。

過去数年にわたり、腸粘膜の側面を模倣するいくつかのモデル系は、炎症性腸疾患(IBD)および他の胃腸障害8に関わる病態生理学的プロセスを研究するために開発されています= "外部参照"> 14。不死化された腸上皮細胞系は、しばしば、上皮細胞特異的応答を研究するために使用されます。しかし、不死化細胞における示差的遺伝子発現および機能の、これらの細胞を使用することから得られたデータは、多くの場合、in vivo試験で観察されたものと一致していません。最近、種々の刺激13への腸管上皮の応答を評価するための潜在的なツールとして浮上してきたオルガノイド文化腸陰窩。このシステムでは、陰窩の幹細胞が増殖し、3Dオルガノイド構造を開発することが許可されています。オルガノイド培養システムは、腸管上皮の多くの側面を研究するために非常に有用であるが、それは、免疫細胞、上皮細胞および微生物産物の複雑な相互作用を模倣しません。腸組織のex vivo培養は、in vivo宿主防御応答のよりよい表現を提供しています。この方法では、腸の一部が細胞培養プレートウィットで培養します腸内の細胞集団の異なるタイプが、少なくとも48時間、代謝的に活性であることを可能にする時間の適切な媒体。このように、臓器のエクスビボ培養物は、抗菌性の遺伝子の発現と特定の刺激に対する腸の宿主防御応答を測定するために使用することができます。

21 研究者は、腸15内の微生物感染に対する宿主防御応答を研究するためのex vivoでの器官培養系を使用してきました。我々は最近、マウスのコロン22における抗菌宿主防御応答におけるインフラマソームの役割を研究するために器官培養系を採用しました。インフラマソームが成熟IL-1βおよびIL-18の産生のために必要とされるカスパーゼ1の活性化のための分子プラットフォームです。我々は、IL-1βおよびIL-18が効果的に大腸菌など共生pathobiontsを殺す抗菌ペプチドを誘発することが示されました</em>。この観察は、インフラマソーム欠陥マウス結腸22で増加した大腸菌負担と一致しました。このシステムは、したがって、パターン認識受容体(PRR)および腸抗菌宿主防御応答の他の先天性免疫の分子の役割だけでなく、そのような炎症性腸疾患(IBD)および結腸直腸癌(CRC)のような腸疾患の病因を研究するために使用することができます。そこに200以上のIBD感受性遺伝子であり、これらの遺伝子の多くの突然変異は、腸内で改変された微生物組成物に関連しています。これは、IBD感受性遺伝子が腸内細菌叢を調節するを通じて正確なメカニズムを決定するために偉大な臨床的意義のあります。この方法の全体的な目標は、ex vivoで結腸器官培養の基本的なプロトコルを導入し、この培養方法は、腸の抗菌宿主防御応答を研究するために使用することができる方法を示すことです。

Protocol

ここで説明する全ての実験は、動物資源センター(ARC)、サウスウエスタン大学医療センターの特定病原体不在(SPF)施設で維持さ6〜8週齢の雄の野生型(C57BL6 / J)マウスを用いて行きました。すべての研究では、施設内動物管理使用委員会(IACUC)によって承認されたとIACUCガイドラインおよび実験動物の管理と使用に関する健康ガイドの国立研究所に従って行いました。 <p class="jove_titl…

Representative Results

器官培養における結腸の代表的な画像は、 図1に示されています。文化の中でコロン片は、代謝および生理活性のまま。彼らは、培養培地に添加外因性の刺激に効率的に対応します。 ex vivoで培養し、外因性刺激による刺激、 例えば、IL-1βおよびIL-18結腸組織の調製の概略的な作業の流れは、 図2に示されています。器官培養中の…

Discussion

腸上皮細胞は、それらの増殖要件の点で非常に敏感で培養することが困難です。 EDTA処理により単離された上皮細胞は、DMEM 8のような従来の細胞培養培地中で生存しません。そのため、孤立した陰窩または一次上皮細胞を用いて、宿主 – 病原体相互作用の研究は非常に困難です。最近、佐藤ら。腸の病態生理13に関連した研究のための非常に有望かつ有用で…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

MHZに与えられた、とUTサウスウェスタン医療センター、がん予防テキサスの研究所(RP160169 CPRIT);この作業は、クローン病とアメリカの大腸炎財団、(3711 CCFA)からの資金によってサポートされていました

Materials

Advanced DMEM/ F12 Life Technologies 12634-010
Dulbecco's phosphate buffered saline, modified, w/o Calcium chloride & Magnesium chloride Sigma 5634
FBS, heat inactivated Sigma F4135
Penicillin-Streptomycin Life Technologies 15070063
Gentamicin solution Sigma G1272
Mouse IL-1b recombinan Reprokine RKP10749
Mouse IL-18 recombinant Reprokine RKP70380
TRIzol Reagent Thermo Fisher Scientific 15596018
Difco Luria-Bertani Broth  BD Bioscience 244620
BD Difco Dehydrated Culture Media: MacConkey Agar Fisher Scientific DF0075-17-1
NanoDrop 1000 Spectrophotometer Thermo Scientific Uded to measure RNA concentration
UV/Vis Spectrophotometer BECKMAN DU 530 Used to determine E. coli count
iScript RT Supermix, 100 rxns Bio-Rad 1708841
iTaq Univer SYBR Green Supermix  Bio-Rad 1725125 
Lysing Matrix S (1/8"), 2 mL Tube MP Biomedicals 116925500 Used to homgenize colon organ for RNA isolation
FastPrep-24 5G System Bio-Rad 116005500
100×15 Petri Dish Falcon 5687
Plate 6well ps TC CS100, Cellstar, 6w, tc, F-bottom (Flat), w/lid, sterile Cellstar 5085
100 micron cell strainer Falcon 5698
Sorvall Legend Micro 21R Centrifuge Thermo Fisher Scientific
Sorvall ST40R Centrifuge Thermo Fisher Scientific
Forma Scientific orbital shaker Thermo Fisher Scientific

References

  1. Maloy, K. J., Powrie, F. Intestinal homeostasis and its breakdown in inflammatory bowel disease. Nature. 474, 298-306 (2011).
  2. Hooper, L. V., Macpherson, A. J. Immune adaptations that maintain homeostasis with the intestinal microbiota. Nat Rev Immunol. 10, 159-169 (2010).
  3. Vaishnava, S., Behrendt, C. L., Ismail, A. S., Eckmann, L., Hooper, L. V. Paneth cells directly sense gut commensals and maintain homeostasis at the intestinal host-microbial interface. Proc Natl Acad Sci U S A. 105, 20858-20863 (2008).
  4. Kamada, N., Chen, G. Y., Inohara, N., Nunez, G. Control of pathogens and pathobionts by the gut microbiota. Nat Immunol. 14, 685-690 (2013).
  5. Wu, H. J., Wu, E. The role of gut microbiota in immune homeostasis and autoimmunity. Gut Microbes. 3, 4-14 (2012).
  6. Zimmerman, N. P., Vongsa, R. A., Wendt, M. K., Dwinell, M. B. Chemokines and chemokine receptors in mucosal homeostasis at the intestinal epithelial barrier in inflammatory bowel disease. Inflamm Bowel Dis. 14, 1000-1011 (2008).
  7. Elliott, D. E., Siddique, S. S., Weinstock, J. V. Innate immunity in disease. Clin Gastroenterol Hepatol. 12, 749-755 (2014).
  8. Chopra, D. P., Dombkowski, A. A., Stemmer, P. M., Parker, G. C. Intestinal epithelial cells in vitro. Stem Cells Dev. 19, 131-142 (2010).
  9. Autrup, H. Explant culture of human colon. Methods Cell Biol. 21, 385-401 (1980).
  10. Qin, J., et al. A human gut microbial gene catalogue established by metagenomic sequencing. Nature. 464, 59-65 (2010).
  11. Wildenberg, M. E., vanden Brink, G. R. A major advance in ex vivo intestinal organ culture. Gut. 61, 961-962 (2012).
  12. Leushacke, M., Barker, N. Ex vivo culture of the intestinal epithelium: strategies and applications. Gut. 63, 1345-1354 (2014).
  13. Sato, T., et al. Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche. Nature. 459, 262-265 (2009).
  14. Tsilingiri, K., et al. Probiotic and postbiotic activity in health and disease: comparison on a novel polarised ex-vivo organ culture model. Gut. 61, 1007-1015 (2012).
  15. Haque, A., et al. Early interactions of Salmonella enterica serovar typhimurium with human small intestinal epithelial explants. Gut. 53, 1424-1430 (2004).
  16. Hicks, S., Candy, D. C., Phillips, A. D. Adhesion of enteroaggregative Escherichia coli to pediatric intestinal mucosa in vitro. Infect Immun. 64, 4751-4760 (1996).
  17. Knutton, S., Lloyd, D. R., Candy, D. C., McNeish, A. S. In vitro adhesion of enterotoxigenic Escherichia coli to human intestinal epithelial cells from mucosal biopsies. Infect Immun. 44, 514-518 (1984).
  18. Senior, P. V., Pritchett, C. J., Sunter, J. P., Appleton, D. R., Watson, A. J. Crypt regeneration in adult human colonic mucosa during prolonged organ culture. J Anat. 134, 459-469 (1982).
  19. Smollett, K., Shaw, R. K., Garmendia, J., Knutton, S., Frankel, G. Function and distribution of EspG2, a type III secretion system effector of enteropathogenic Escherichia coli. Microbes Infect. 8, 2220-2227 (2006).
  20. Bareiss, P. M., et al. Organotypical tissue cultures from adult murine colon as an in vitro model of intestinal mucosa. Histochem Cell Biol. 129, 795-804 (2008).
  21. Tsilingiri, K., Sonzogni, A., Caprioli, F., Rescigno, M. A novel method for the culture and polarized stimulation of human intestinal mucosa explants. J Vis Exp. , e4368 (2013).
  22. Hu, S., et al. The DNA Sensor AIM2 Maintains Intestinal Homeostasis via Regulation of Epithelial Antimicrobial Host Defense. Cell Rep. 13, 1922-1936 (2015).
  23. Moorghen, M., Chapman, M., Appleton, D. R. An organ-culture method for human colorectal mucosa using serum-free medium. J Pathol. 180, 102-105 (1996).
  24. Dame, M. K., et al. Human colon tissue in organ culture: preservation of normal and neoplastic characteristics. In Vitro Cell Dev Biol Anim. 46, 114-122 (2010).
  25. Grant, A. J., Woodward, J., Maskell, D. J. Development of an ex vivo organ culture model using human gastro-intestinal tissue and Campylobacter jejuni. FEMS Microbiol Lett. 263, 240-243 (2006).

Play Video

Cite This Article
Udden, S. M. N., Waliullah, S., Harris, M., Zaki, H. The Ex Vivo Colon Organ Culture and Its Use in Antimicrobial Host Defense Studies. J. Vis. Exp. (120), e55347, doi:10.3791/55347 (2017).

View Video