Verfahren zur Identifizierung von Infektions Prionen Nach Passage durch das Verdauungssystem von eine Vogelart
Summary
Aasfresser haben Potenzial, infektiöse Prionen übertragbaren spongiformen Enzephalopathie in ihren Kot zu krankheitsfreien Gebieten transloziert. Wir detailliert Methoden verwendet werden, um festzustellen, ob der Maus-adaptierten Scrapie-Prionen bleiben nach dem Durchgang aber den Verdauungstrakt der amerikanischen Krähen (Corvus brachyrhynchos), einer gemeinsamen Verbraucher toter Tiere ansteckend.
Abstract
Infektiöse Prionen (PrP Res) Material ist wahrscheinlich die Ursache der tödlichen, neurodegenerative übertragbare spongiforme Enzephalopathie (TSE) Krankheiten ein. Übertragung von TSE-Erkrankungen wie Chronic Wasting Disease (CWD), wird vermutet, von Tier zu Tier 2,3 sowie aus Umweltquellen 4-6 sein. Reiniger und Fleischfresser haben Potenzial, PrP Res Material durch Konsum und die Ausscheidung von CWD-kontaminierten Aas transloziert. Neuere Arbeiten haben Gang von PrP Res Material durch das Verdauungssystem der amerikanischen Krähen (Corvus brachyrhynchos), einer gemeinsamen nordamerikanischen Schnitzel 7 dokumentiert.
Wir beschreiben Verfahren verwendet werden, um Durchgang von PrP Res Material durch amerikanische Krähen zu dokumentieren. Krähen wurden mit RML-Dehnungs-Maus-adaptierten Scrapie zwangsernährt und ihren Kot gesammelt wurden 4 Stunden nach der Magensonde. Crow Kot wurden dann gesammelt und in intraperitonealC57BL / 6 Mäusen. Die Mäuse wurden täglich überwacht, bis sie ausgedrückt klinischen Zeichen der Maus Scrapie und wurden danach getötet. Asymptomatische Mäuse wurden bis zu 365 Tage nach der Impfung überwacht. Western-Blot-Analyse wurde durchgeführt, um Krankheitsstatus zu bestätigen. Ergebnisse zeigten, dass Prionen infektiös bleiben nach einer Reise durch das Verdauungssystem von Krähen und im Kot vorhanden sind, was zu Krankheit in Versuchsmäusen.
Introduction
Übertragbare spongiforme Enzephalopathien (TSE) sind tödliche Infektions neurodegenerative Erkrankungen, die Tierwelt auswirken, Haustieren und Menschen. Der Erreger der TSE-Erkrankungen scheint falsch gefaltete oder pathogenen Isoformen (PrP Res) von Prion-Proteinen 1 sein. Tier TSE-Erkrankungen gehören Chronic Wasting Disease (CWD) in Maultierhirsch (Odocoileus hemionus), Weißwedelhirsche (Odocoileus virginianus), Elch (Cervus elaphus) und Elch (Alces alces), Scrapie bei Schafen und Ziegen, die bovine spongiforme Enzephalopathie ( BSE) in Hausrinder; tragbare Nerz Enzephalopathie bei Zucht Nerz, Feline Spongiforme Enzephalopathie bei Katzen, exotische Huftiere spongiforme Enzephalopathie in exotischen Zoo sinniert der Familie Hornträger und spongiforme Enzephalopathie in nicht-menschlichen Primaten 8. Der einzelne Mensch TSE-Erkrankung, Variante der Creutzfeldt-Jakob-Krankheit ist selten und vermutlich durch den Verzehr von PrP Res-Contamin erworben werdenATED Essen 9. Ebenso BSE Menschen infizieren können, wenn verseuchtes Rindfleisch verbraucht 10. Von all den TSE-Erkrankungen, Scrapie und CWD sind nur zwei mit sich selbst erhaltende Epidemien und Quellen für die Infektion sind vermutlich von Tier zu Tier 2,3,11 sowie aus Umweltquellen 4-6 sein. Forschung schlägt vor, dass die meisten TSE-Erkrankungen erfordern bemerkenswerte längere Inkubationszeiten aus natürlichen Belichtung Ereignisse des PrP Res Material zur Manifestation klinischer Symptome 2-4,6,8 und Scheinspeziesbarrieren zu minimieren, aber nicht das Potenzial für die, Übertragung zwischen 12-14 beseitigen .
Identifizieren Mechanismen für die Ausbreitung von Infektions Prionen (PrP Res) Material ist für die Beantwortung von Fragen, wie TSE-Erkrankungen durch die Landschaft bewegen extrem wichtig. Experimentelle Untersuchungen haben ergeben, dass 15,16, Geflügel und Schweine 17, und amerikanische Krähen (Corvus brac Insektenhyrhynchos) 7,18 passive Träger oder Dispergatoren von PrP Res Material. Passage von PrP Res Material durch das Verdauungssystem von Krähen hat kürzlich dokumentiert, was die Rolle, die sie in Ausbreitung von TSE-Erkrankungen 7 zu spielen. Diese Ergebnisse machen es plausibel, dass Krähen, ein Aasfresser, auftreten können, zu konsumieren und zu transportieren infektiösem Material über Kot Abscheidung, um seuchenfreie Gebiete.
Die Verfahren, die wir hier zeigen, wurden verwendet, um den Durchgang von PrP Res Material durch das Verdauungssystem von Krähen zu dokumentieren und die Anwendung dieser Methoden auf andere Fänger und Raubtierarten spezifische Modelle in verwandten zukünftige Forschung erheblich erleichtern. In dieser Studie wurden konventionelle Methoden verwendet werden, um eine unkonventionelle Mittel des Menschenhandels PrP Res Material, das für die Verbreitung und der Gesamtbelastung von PrP Res Material beitragen könnten, zu untersuchen.
Protocol
Representative Results
Discussion
Wir zeigen ein Verfahren um den Durchgang von PrP Res Material durch das Verdauungssystem von Krähen zu dokumentieren. Wir verwendeten konventionellen Methoden, um festzustellen, ob Krähen haben die Fähigkeit, PrP Res Material, um die krankheitsfreie geografischen Gebieten transloziert. Andere Widerstand von PrP Res ausgewertet 19-21 und Nagetier 22,23 Verdauungsflüssigkeiten, die beide nicht zu beseitigen Wiederkäuer. Die künftige Anwendung dieser Techniken a…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Wir möchten S. Werner für die Bereitstellung der in dieser Studie verwendet und USDA Krähen danken, APHIS, WS, NWRC Tierpfleger für Tierpflege und-überwachung. Erwähnen oder die Verwendung eines Produkts nicht USDA Billigung. Die Finanzierung für diese Studie wurde von USDA APHIS, Veterinary Services zur Verfügung gestellt.
Materials
| RML Chandler strain mouse-adapted scrapie | Rocky Mountain Laboratories | ||
| RC57BL/6 mice | Hilltop Lab Animals | ||
| American crows | wild captured | ||
| Pen/Strep | Invitrogen | 15140-122 | |
| Phosphate buffered Saline | Invitrogen | 70011-044 | |
| Sonicator | Misonix | ||
| Proteinase-K solution | Roche | 3115887001 | |
| Loading buffer | Invitrogen | NP0007 and 0009 | |
| Bis-tris SDS PAGE 12% gel | Invitrogen | NP0342 | |
| Immobilon PVDF membrane | Millipore | 1SEQ00010 | |
| Tween 20 | Sigma Aldrich | P2287 | |
| Bullet blender homogenizer | Braintree Scientific | BBX24B | |
| 2.3 mm Zirconia/silica beads | BioSpec Products | 11079125Z | |
| Bar224 anti-PrP monoclonal antibody | Cayman Chemical | 10009035 | |
| Superblock | Thermo Scientific | 37517 | |
| chemiluminescent substrate | Millipore | WBKLS0500 | |
| G-box gel documentation system | Syngene |
References
- Prusiner, S. B. Novel proteinaceous infectious particles cause scrapie. Science. 216 (4542), 136-144 (1982).
- Miller, M. W., Williams, E. S., et al. Epizootiology of chronic wasting disease in free-ranging cervids in Colorado and Wyoming. Journal of Wildlife Diseases. 36 (4), 676-690 (2000).
- Miller, M. W., Williams, E. S. Horizontal prion transmission in mule deer. Nature. 425 (6953), 35-36 (2003).
- Sigurdson, C. J., Adriano, A. Chronic Wasting Disease. Biochimica et Biophysica Acta. 1772 (6), 610-618 (2007).
- Miller, M. W., Williams, E. S., Hobbs, N. T., Wolfe, L. L. Environmental sources of prion transmission in mule deer. Emerging Infectious Diseases. 10 (6), 1003-1006 (2004).
- Mathiason, C. K., Hays, S. A., et al. Infectious prions in pre-clinical deer and transmission of chronic wasting disease solely by environmental exposure. PLoS ONE. 4 (6), e5916 (2009).
- VerCauteren, K. C., Pilon, J. L., Nash, P. B., Phillips, G. E., Fischer, J. W. Prion remains infectious after passage through digestive system of American crows (Corvus crachyrhunchos). PLoS ONE. 7 (10), e45774 (2012).
- Imran, M., Mahmood, S. An overview of animal prion diseases. Virology Journal. 8 (493), (2011).
- Watts, J. C., Balachandran, A., Westaway, D. The expanding universe of prion disease. PLoS PATHOGENS. 2 (3), e26 (2006).
- Bruce, M. E., et al. Transmissions to mice indicate that ‘new variant’ CJD is caused by the BSE agent. Nature. 389 (6650), 498-501 (1997).
- Ryder, S., Dexter, G., Bellworty, S., Tongue, S. Demonstration of lateral transmission of scrapie between sheep kept under natural conditions using lymphoid tissue biopsy. Research in Veterinary Science. 76 (2004), 211-217 (2004).
- Collinge, J. The risk of prion zoonoses. Science. 335 (6067), 411-413 (2012).
- Beringue, V., Vilotte, J. L., Laude, H. Prion agent diversity and species barrier. Veterinary Research. 39 (47), (2008).
- Harrington, R. D., Baszler, T., et al. A species barrier limits transmission of chronic wasting disease to mink (Mustela vison). The Journal of General Virology. 89 (4), 1086-1096 (2008).
- Wisniewski, H. M., Sigurdarson, S., Rubenstein, R., Kascsak, R. J., Carp, R. I. Mites as vectors for scrapie. Lancet. 347 (9008), 1114 (1996).
- Post, K., Riesner, D., Walldorf, V., Mehlhorn, H. Fly larvae and pupae as vectors for scrapie. Lancet. 354 (9194), 1969-1970 (1999).
- Matthews, D., Cooke, B. C. The potential for transmissible spongiform encephalopathies in non-ruminant livestock and fish. Revue Scientifique Et Technique-Office International Des Epizooties. 22 (1), 283-296 (2003).
- Jennelle, C. S., Samuel, M. D., Nolden, C. A., Berkley EA, . Deer carcass decomposition and potential scavenger exposure to chronic wasting disease. Journal of Wildlife Management. 73 (5), 655-662 (2009).
- Scherbel, C., Pichner, R., et al. Degradation of scrapie associated prion protein (PrPSc) by the gastrointestinal microbiota of cattle. Veterinary Research. 37 (5), 695-703 (2006).
- Jeffrey, M., Gonzaález, L., et al. Transportation of prion protein across the intestinal mucosa of scrapie susceptible and scrapie-resistant sheep. Journal of Pathology. 209 (1), 4-14 (2006).
- Nicholson, E. M., Richt, J. A., Rasmussen, M. A., Hamir, A. N., Lebepe-Mazur, S., Horst, R. L. Exposure of sheep scrapie brain homogenate to rumen-simulating conditions does not result in a reduction of PrP(Sc) levels. Letters in Applied Microbiology. 44 (6), 631-636 (2007).
- Motes C, M. a. l. u. q. u. e. r. d. e., Grassi, J., et al. Excretion of BSE and scrapie prions in stools from murine models. Veterinary Microbiology. 131 (1-2), 205-211 (2008).
- Kruger, D., Thomzig, A., Lenz, G., Kampf, K., McBride, P., Beekes, M. Faecal shedding, alimentary clearance and intestinal spread of prions in hamsters fed with scrapie. Veterinary Research. 40 (1), 4 (2009).
- Mathiason, C. K., Nalls, A. V., et al. Susceptibility of domestic cats to chronic wasting disease. Journal of Virology. 87 (4), 1947-1956 (2013).
- Bjorndal, K. A. Flexibility of digestive responses in two generalist herbivores, the tortoises Geochelone carbonaria and Geochelone denticulate. Oecologia. 78 (3), 317-321 (1989).
- Clark, R. G., Gentle, G. C. Estimates of grain passage time in captive mallards. Canadian Journal of Zoology. 68 (11), 2275-2279 (1990).
- Dierenfeld, E. S., Koontz, F. W. Feed intake, digestion and passage of proboscis monkey (Nasalis larvatus) in captivity. Primates. 33 (3), 399-405 (1992).
- Thompson, A. K., Samuel, M. D., Van Deelen, T. R. Alternative feeding strategies and potential disease transmission in Wisconsin white-tailed deer. Journal of Wildlife Management. 72 (2), 416-421 (2008).
- Pulford, B., Spraker, T. A., et al. Detection of PrPCWD in feces from naturally exposed Rocky Mountain elk (Cervus elaphus nelsoni) using protein misfolding cyclic amplification. Journal of Wildlife Diseases. 48 (2), 425-433 (2012).
- Hicks, R. E. Guano deposition in an Oklahoma crow roost. Condor. 81 (3), 247-250 (1979).
- Aldous, S. E. Winter habits of crows in Oklahoma. Journal of Wildlife Management. 73 (4), 290-295 (1944).
