Summary

Microscopia a fluorescenza metodi per determinare la vitalità di batteri in associazione con cellule di mammifero

Published: September 05, 2013
doi:

Summary

Centrale al campo della patogenesi batterica è la capacità di definire se e come i microbi sopravvivono dopo l'esposizione a cellule eucariotiche. Questo articolo descrive i protocolli per l'uso di coloranti fluorescenti che rivelano la vitalità dei singoli batteri all'interno e associati alle cellule ospiti.

Abstract

Centrale al campo della patogenesi batterica è la capacità di definire se e come i microbi sopravvivono dopo l'esposizione a cellule eucariotiche. Attuali protocolli per affrontare tali questioni comprendono saggi di conteggio delle colonie, saggi di protezione gentamicina e microscopia elettronica. Conteggio delle colonie e di protezione gentamicina saggi valutano solo la vitalità di tutta la popolazione batterica e sono in grado di determinare la vitalità batterica individuale. La microscopia elettronica può essere utilizzata per determinare la fattibilità di singoli batteri e fornire informazioni sulla loro localizzazione in cellule ospiti. Tuttavia, i batteri spesso mostrano una gamma di densità di elettroni, rendendo la valutazione della vitalità difficile. Questo articolo descrive i protocolli per l'uso di coloranti fluorescenti che rivelano la vitalità dei singoli batteri all'interno e associati alle cellule ospiti. Questi test sono stati sviluppati inizialmente per valutare la sopravvivenza di Neisseria gonorrhoeae in neutrofili umani primari, ma dovrebbe essere unApplicabile a qualsiasi interazione cellula batterio-ospite. Questi protocolli si combinano coloranti fluorescenti membrana permeabile (SYTO9 e 4 ',6-diamidino-2-phenylindole [DAPI]), che macchia tutti i batteri, con coloranti membrana impermeabile fluorescente (propidio ioduro e Sytox verdi), che sono accessibili solo a batteri non vitali. Prima di permeabilizzazione cellula eucariotica, viene aggiunto un anticorpo o reagente fluorescente per identificare i batteri extracellulari. Così questi saggi discriminano la vitalità dei batteri aderente e all'interno delle cellule eucariotiche. Un protocollo è prevista anche per utilizzare i coloranti redditività in combinazione con anticorpi fluorescenti a marcatori di cellule eucariotiche, al fine di determinare la localizzazione subcellulare di singoli batteri. I coloranti vitalità batterica discussi in questo articolo sono un complemento sensibili e / o alternative alle tecniche di microbiologia tradizionali per valutare la fattibilità dei singoli batteri e fornire informazioni riguardanti dove i batteri sopravvivono nella cellula ospites.

Introduction

C'è una interazione dinamica e co-evoluzione tra i batteri ei padroni di casa in cui risiedono. I batteri si sono evoluti organelli aderenza, sistemi di secrezione e / o la capacità di produrre tossine che consentono loro infezione produttiva di phagocytic host e le cellule non fagocitarie. I batteri devono anche vedersela con il riconoscimento e l'attività antimicrobica del sistema immunitario dell'ospite. Il sistema immunitario ospite comprende componenti innate e adattative comprese barriere fisiche e chimiche, cellule immunitarie, il sistema del complemento, e altri componenti di immunità umorale. Mentre molti batteri sono suscettibili di abbattimento e passaggio della risposta immunitaria ospitante multistrato, alcuni batteri patogeni e opportunisti sono evoluti meccanismi per infettare una varietà di cellule ospiti e sovvertire passaggio della risposta immunitaria ospitante 1. Neisseria gonorrhoeae è un esempio di un batterio patogeno che è altamente adattato a persistere nel suo ospite umano. N. gonorrhoeae colonizza facilmente le superfici luminali delle cellule epiteliali della mucosa del tratto urogenitale, faringe, congiuntiva, e del retto. Colonizzazione innesca l'abbondante assunzione di neutrofili nei siti mucosali. I neutrofili sono fagociti professionali che possiedono una varietà di processi antimicrobici per uccidere i microrganismi, tuttavia, N. gonorrhoeae è in grado di sopravvivere in presenza di neutrofili 2-5. Capire come batteri patogeni come N. gonorrhoeae sovvertire, sopprimere, e dirottare la risposta immunitaria a sopravvivere in ultima analisi, in ambienti host normalmente ostili è cruciale per lo sviluppo di nuove terapie per la lotta contro le malattie infettive.

Protocolli sperimentali usati spesso per studiare la sopravvivenza dei batteri nelle cellule ospiti comprendono saggi di conteggio delle colonie, saggi di protezione gentamicina e microscopia elettronica. In saggi conteggio delle colonie, una popolazione di cellule infette viene lisato (per esempio, con un detergente a which i batteri sono resistenti) per liberare i batteri. I lisati sono diluiti e piastrate su supporti a base di agar, e unità formanti colonie nei lisati vengono enumerate per ciascun punto di tempo e / o condizione sperimentale. Questo approccio riporta la redditività di tutta la popolazione batterica, ma non è in grado di distinguere tra intracellulare ed extracellulare sopravvivenza. Una variazione del dosaggio conteggio delle colonie, il test di protezione gentamicina, misuri specificamente sopravvivenza batterica intracellulare, basato sulla incapacità dei gentamicina antibiotico per attraversare la membrana plasmatica eucariotica 6. Tuttavia, questo test dipende dai batteri essendo suscettibile di uccisione da gentamicina (o altro antibiotico che è simile eucariotico membrana impermeant) e l'incapacità di antibiotico per avere accesso ai batteri interne. Pertanto, un test di protezione gentamicina può non essere efficace per l'esame di tutte le specie batteriche o nell'esame sopravvivenza batterica altamentecellule pinocytic come neutrofili. Nessuno di questi approcci rivela la localizzazione subcellulare o altri comportamenti di batteri individuali (ad esempio, se i batteri formano aggregati o microcolonie che si comportano diversamente da cellule batteriche individuali). Un altro approccio frequentemente utilizzato per esaminare la fattibilità dei singoli batteri esterni e interni è sottile-sezione di microscopia elettronica a trasmissione (TEM). Questo approccio è vantaggioso in quanto può fornire informazioni sulla posizione dei batteri in cellule ospiti (es phagosome, citoplasma, dell'autofagosoma), che può essere ulteriormente esaminato al microscopio immunoelettronica con anticorpi oro accoppiata contro marcatori subcellulari. Tuttavia, microscopia elettronica non è particolarmente sensibile a valutare vitalità batterica. Quando le sezioni incorporati vengono colorate con acetato di uranile, citrato di piombo, o altri reagenti elettrone-densi e ripreso al microscopio elettronico, i batteri elettrone-densi sono considerati vitali ed elettronichetron-Lucent non vitali 7,8. Tuttavia, questa ipotesi sopravvaluta vitalità batterica, dal momento che solo i batteri morti con membrane gravemente perturbati e privo di citoplasma appare elettrone-Lucent. Inoltre, alcune specie batteriche possono visualizzare una gamma di densità di elettroni a seconda della loro fase di crescita, rendendo difficile determinare la vitalità.

In alternativa o in aggiunta a questi metodi ampiamente utilizzati, qui forniamo protocolli e razionale per l'uso di coloranti fluorescenti che indicano vitalità batterica per valutare la sopravvivenza dei batteri attaccati ae internalizzati dalle cellule ospiti. Per identificare i batteri extracellulari, cellule infettate vengono prima esposti a un reagente fluorescente, come una lectina o anticorpo specifici batteri. Le cellule infettate vengono permeabilizzate ed esposti a coloranti specifici di DNA che sono differenzialmente accessibili ai batteri con membrane intatte vs degradati, come surrogato vitalità batterica. Nel primo protocol, la membrana permeabile colorante SYTO9 identifica la popolazione batterica totale, mentre ioduro di propidio è accessibile solo a quei batteri che hanno compromesso le membrane e sono quindi considerate non vitali. Ioduro di propidio e SYTO9 sono stati utilizzati per valutare la vitalità batterica in biofilm, discriminare patogeni dai batteri non patogeni, ed enumerare a base d'acqua batteri vitali 9-12. Nel secondo protocollo, 4 ', 6'-diamidino-2-fenilindolo (DAPI) identifica i batteri totali, mentre Sytox verde è accessibile solo alla popolazione non vitali. Queste coppie vitalità coloranti possono essere combinati con immunofluorescenza per determinare la posizione di ciascun batterio in relazione ad una proteina di interesse, ad esempio per definire localizzazione subcellulare batterica. L'uso di questi test fornisce informazioni chiave nelle interazioni che provocano battericida o sopravvivenza durante l'infezione delle cellule ospiti. I protocolli descritti in questo articolo sono stati usati per valutare la fattibilità diN. gonorrhoeae che è attaccato e dentro neutrofili umani primari, tra cui in diverse popolazioni di phagosomes neutrofili 5,13,14. Tuttavia, questi protocolli possono essere applicati per valutare la vitalità dei batteri gram-positivi e gram-negativi in fagociti professionali, fagociti non professionali, e protozoi 15-24.

Protocol

1. Valutare batterica Viabilità con ioduro di propidio e SYTO9 Infettare le cellule che sono aderenti a 12 mm di diametro vetrini circolari in piastre da 24 pozzetti con batteri di interesse. NON fissare le cellule con aldeidi o solventi organici. Lavare le cellule una volta delicatamente in 0.1 M 3 – (N-morfolino) Acido propanosulfonico (MOPS), pH 7.2, contenente 1 mM MgCl2 (MOPS / MgCl 2). Incubare le cellule per 10 minuti al buio a temperatura amb…

Representative Results

I protocolli descritti sono stati usati per esaminare la sopravvivenza di N. gonorrhoeae dopo l'esposizione al primario dell'uomo neutrofili 5,26. I neutrofili sono stati infettati con N. gonorrhoeae e trattati con protocollo 1, utilizzando la vitalità SYTO9 colorante verde fluorescente e lo ioduro di propidio-rosso fluorescente (Figura 4A). I coloranti sono stati aggiunti in presenza di saponina, che sequestra colesterolo per permeabilize preferenzialmente membrane…

Discussion

Qui presentati sono due protocolli che utilizzano legame al DNA e coloranti vitalità in combinazione con una lectina fluorescente per identificare batteri vivi e morti allegate e dentro le cellule umane. Poiché entrambi i protocolli effettivamente discriminare in diretta da batteri morti, la scelta di quale protocollo da utilizzare dipende l'obiettivo dell'esperimento. Il primo protocollo utilizza ioduro di propidio per rilevare i batteri non vitali e SYTO9 per rilevare i batteri intatti. Mostrato nella <stron…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ringraziamo Asya Smirnov e Laura Gonyar per la lettura critica del manoscritto. Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni NIH R00 e R01 TW008042 AI097312 a AKCMBJ è stato supportato in parte dal NIH T32 AI007046.

Materials

Name of Reagent/Material Company Catalog Number Comments
21 G 3/4 butterfly needles for blood collection Becton Dickinson 367251
Blood collection tubes with Sodium Heparin 10 ml Becton Dickinson 366480
Sterile water for irrigation Baxter 07-09-64-070
Dextran 500 Sigma 31392
Sodium Chloride Fisher Scientific S641
Dextrose Ricca Chemical Company RDCD0200
Dulbecco's PBS no Ca2+ or Mg2+ Thermo Scientific SH3002802
Ficoll solution GE Healthcare 17-1440-03
Acetic Acid Fisher Scientific BP2401
12 mm circular glass coverslips Fisher Scientific 12-545-80 12CIR-1
24-well plates Corning Incorporated 3524
Pooled Human Serum Sigma S7023
RPMI Mediatech 15-040-CV
Fetal Bovine Serum Thermo Scientific SH3007103
Human interleukin-8 R&D Systems 208-IL/CF
MOPS Sigma M3183
MgCl2 Fisher Scientific BP214
Propidium Iodide Life Technologies L7007 or L7012
SYTO9 Life Technologies L7007 or L7012
Saponin Fluka Analytical 47036
Alexa Fluor 647-coupled soybean lectin Life Technologies L-32463
DAPI Sigma D8417
SYTOX Green Life Technologies S7020
Mouse anti-CD63 Developmental Studies Hybridoma Bank H5C6
Alexa Fluor 555 Antibody Labeling Kit Life Technologies A20187
Hemacytometer Bright Line Hausser Scientific 1492
Forceps EMS 78320
Sorvall Legend RT + Centrifuge Thermo Scientific 75004377

References

  1. Woolard, M. D., Frelinger, J. A. Outsmarting the host: bacteria modulating the immune response. Immunol. Res. 41, 188-202 (2008).
  2. Johnson, M. B., Criss, A. K. Resistance of Neisseria gonorrhoeae to neutrophils. Front Microbiol. 2, 77 (2011).
  3. Simons, M. P., Nauseef, W. M., Apicella, M. A. Interactions of Neisseria gonorrhoeae with adherent polymorphonuclear leukocytes. Infect. Immun. 73, 1971-1977 (2005).
  4. Seib, K. L., et al. Investigation of oxidative stress defenses of Neisseria gonorrhoeae by using a human polymorphonuclear leukocyte survival assay. Infect. Immun. 73, 5269-5272 (2005).
  5. Criss, A. K., Katz, B. Z., Seifert, H. S. Resistance of Neisseria gonorrhoeae to non-oxidative killing by adherent human polymorphonuclear leucocytes. Cell Microbiol. 11, 1074-1087 (2009).
  6. Edwards, A. M., Massey, R. C. Invasion of human cells by a bacterial pathogen. J. Vis. Exp. (49), e2693 (2011).
  7. Bozzola, J. J. Conventional specimen preparation techniques for transmission electron microscopy of cultured cells. Methods Mol. Biol. 369, 1-18 (2007).
  8. Dorward, D. W. Ultrastructural analysis of bacteria-host cell interactions. Methods Mol. Biol. 431, 173-187 (2008).
  9. Yang, L., et al. Rapid, absolute, and simultaneous quantification of specific pathogenic strain and total bacterial cells using an ultrasensitive dual-color flow cytometer. Anal. Chem. 82, 1109-1116 (2010).
  10. Mueller, R. S., et al. Vibrio cholerae strains possess multiple strategies for abiotic and biotic surface colonization. J. Bacteriol. 189, 5348-5360 (2007).
  11. Shen, C., et al. Enhanced inactivation of Salmonella and Pseudomonas biofilms on stainless steel by use of T-128, a fresh-produce washing aid, in chlorinated wash solutions. Appl. Environ. Microbiol. 78, 6789-6798 (2012).
  12. Hoefel, D., Grooby, W. L., Monis, P. T., Andrews, S., Saint, C. P. Enumeration of water-borne bacteria using viability assays and flow cytometry: a comparison to culture-based techniques. J Microbiol Methods. 55, 585-597 (2003).
  13. Oh, H., Siano, B., Diamond, S. Neutrophil isolation protocol. J. Vis. Exp.. (17), e745 (2008).
  14. Allen, L. A. Immunofluorescence and confocal microscopy of neutrophils. Methods Mol Biol. 412, 273-287 (2007).
  15. Kaplan, E. L., Chhatwal, G. S., Rohde, M. Reduced ability of penicillin to eradicate ingested group A streptococci from epithelial cells: clinical and pathogenetic implications. Clin. Infect. Dis. 43, 1398-1406 (2006).
  16. Chow, O. A., et al. Statins enhance formation of phagocyte extracellular traps. Cell Host Microbe. 8, 445-454 (2010).
  17. Thulin, P., et al. Viable group A streptococci in macrophages during acute soft tissue infection. PLoS Med. 3, e53 (2006).
  18. Kubica, M., et al. A potential new pathway for Staphylococcus aureus dissemination: the silent survival of S. aureus phagocytosed by human monocyte-derived macrophages. PLoS One. 3, (2008).
  19. Swords, W. E., et al. Mycobacterium xenopi multiplies within human macrophages and enhances HIV replication in vitro. Microb. Pathog. 40, 41-47 (2006).
  20. Tamilselvam, B., Almeida, R. A., Dunlap, J. R., Oliver, S. P. Streptococcus uberis internalizes and persists in bovine mammary epithelial cells. Microb. Pathog. 40, 279-285 (2006).
  21. Martinez, A. N., et al. Molecular determination of Mycobacterium leprae viability by use of real-time PCR. J. Clin. Microbiol. 47, 2124-2130 (2009).
  22. Botha, M., Botes, M., Loos, B., Smith, C., Dicks, L. M. Lactobacillus equigenerosi strain Le1 invades equine epithelial cells. Appl. Environ. Microbiol. 78, 4248-4255 (2012).
  23. Allen, L. A., Schlesinger, L. S., Kang, B. Virulent strains of Helicobacter pylori demonstrate delayed phagocytosis and stimulate homotypic phagosome fusion in macrophages. J. Exp. Med. 191, 115-128 (2000).
  24. Smith, C. D., Berk, S. G., Brandl, M. T., Riley, L. W. Survival characteristics of diarrheagenic Escherichia coli pathotypes and Helicobacter pylori during passage through the free-living ciliate, Tetrahymena sp. FEMS Microbiol. Ecol. 82, 574-583 (2012).
  25. Morse, S. A., Bartenstein, L. Purine metabolism in Neisseria gonorrhoeae: the requirement for hypoxanthine. Can. J. Microbiol. 26, 13-20 (1980).
  26. Johnson, M. B., Criss, A. K. Neisseria gonorrhoeae phagosomes delay fusion with primary granules to enhance bacterial survival inside human neutrophils. Cell Microbiol. , (2013).
  27. Stocks, S. M. Mechanism and use of the commercially available viability stain. BacLight. Cytometry A. 61, 189-195 (2004).

Play Video

Cite This Article
Johnson, M. B., Criss, A. K. Fluorescence Microscopy Methods for Determining the Viability of Bacteria in Association with Mammalian Cells. J. Vis. Exp. (79), e50729, doi:10.3791/50729 (2013).

View Video