Summary

Memeli MSS Optik Sinir transeksiyonu sonra Deneysel İşlemler Yöntemleri

Published: May 12, 2011
doi:

Summary

Optik Sinir transeksiyonu yetişkin MSS yaralanma yaygın olarak kullanılan bir model. Bu model, küresel retina hedef ya da doğrudan hedef, retina ganglion hücrelerinin yaralı nöronal nüfus bir dizi deneysel manipülasyon yapmak için idealdir.

Abstract

Retina ganglion hücrelerinin (RGCs) MSS nöronlar olduğunu retina optik sinir yoluyla beyne görsel bilgi çıktı. Optik sinir göz yörüngesinin içinde erişilebilir ve tüm RGC nüfus aksonlar tamamen kesme, (axotomized) transeksiyon olabilir. Optik sinir transeksiyonu yetişkin MSS 1-4 apoptotik nöron hücre ölümü tekrarlanabilir bir model. Bu model özellikle çekici, göz vitreus kamara göz içi enjeksiyonları ile deneysel manipülasyonlar izin retina ilaç dağıtım için bir kapsül gibi davranır çünkü. Vitreus sıvı ile kimyasal difüzyon tüm RGC nüfus üzerine hareket etmelerini sağlar. Viral vektörler, plazmid ya da kısa müdahale RNA'lar (siRNA) 5-12 retina hücreleri enfekte veya transfect için vitreus odasına teslim edilebilir. Adeno Associated Virus (AAV) vektörleri yüksek tropizm enjeksiyon yerinde 6, 7, 13-15 yakın hücrelerinin% 90 yaklaşan bir enfeksiyon oranı ile, hedef RGCs için yararlı. Ayrıca, RGCs seçici hedef üstün colliculus 10 siRNA'lar, plazmid veya viral vektörler içine optik sinir 16-19 veya enjekte vektörler kesik ucuna uygulayarak transfekte olabilir. Bu araştırmacılar, diğer seyirci nöron veya glia çevreleyen karıştırıcı etkisi olmadan yaralı nöronal nüfus apoptotik mekanizmalar çalışma sağlar. RGC apoptozis, hücre ölümü hücrelerin hızla dejenere sonra 3-4 gün postaxotomy, gecikmiş sayede ders karakteristik bir zaman vardır. Bu apoptozis de dahil yollar yönelik deneysel manipülasyonlar için bir pencere sağlar. Axotomy zaman sinir kesim hemen sonra, doğrudan transeksiyon optik sinir güdük RGCs hedef manipülasyonlar yapılmaktadır. Buna karşın, madde bir göz içi yolla teslim edildiğinde, onlar, axotomized RGCs apoptoz başlaması önceki cerrahi öncesi veya ameliyat sonrası ilk 3 gün içinde enjekte edilebilir. Bu yazıda, optik sinir transeksiyonu sonra deneysel manipülasyonlar için çeşitli yöntemler göstermektedir.

Protocol

1. Cerrahi Teknik Aseptik teknik kullanılarak deneyler ve özel kurum hayvan kullanımını protokolleri takip yapılmalıdır. Canlı doku ile temas eden alet ve malzemeler (çözümleri, test maddeler, izleyiciler, iğne, vb), hayvan refahı ve çalışma üzerindeki olası olumsuz etkileri üzerinde enfeksiyon ve olumsuz etkilerini önlemek için steril olmalıdır. 2. Anestezi Sıçanlar bir veteriner izofluran buharlaştırıcı sistemi kullanılarak anestez…

Discussion

Optik sinir transeksiyonu yetişkin MSS nöron apoptozis yüksek tekrarlanabilir bir model. Bu yazının gösterdiği deneysel manipülasyonlar yaralanma sonrası RGC apopitoz mekanizmalarının çalışma izin verir.

Göziçi enjeksiyonları retina küresel hedefleme için yararlıdır. Bu prosedür, cam pipet ucu ile lens kesmemeye kritik olduğu gibi, bazı pratik gerektirir. Lens hasar değiştirerek hücre sağkalım ve rejenerasyon 20, 21, büyüme faktörlerinin salınımı…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

PDK CIHR işletim hibe (MOP 86.523) tarafından desteklenen

Materials

Material Name Type Company Catalogue Number Comment
Stereotaxic Frame   Stoelting, Kopf, WPI    
Rat Gas Mask   Stoelting, Kopf, WPI    
Anesthesia System   VetEquip 901806  
Isoflurane (PrAErrane)   Baxter Corp DIN 02225875  
Surgical Microscope   WPI, Zeiss, Leica    
Alcaine Eye Drops   Alcon    
Tears Naturale P.M.   Alcon    
Fine tip Dumont forceps   Fine Science Tools 11252-00  
10 μl Hamilton Syringe (1701RN; 26s/2”/2)   Hamilton Syringe Co. 80030  
1/16 inch Compression Fittings   Hamilton Syringe Co. 55751-01  
1/16 inch OD, 0.010 inch ID, PEEK Tubing   Supelco, Bellefonte, PA Z226661  
Dual RN Glass Coupler   Hamilton Syringe Co. 55752-01  
Mineral Oil Priming Kit: includes syringe, needles, rubber septa   Hamilton Syringe Co. PRMKIT  

References

  1. Bahr, M. Live or let die – retinal ganglion cell death and survival during development and in the lesioned adult CNS. Trends Neurosci. 23, 483-4890 (2000).
  2. Isenmann, S., Kretz, A., Cellerino, A. Molecular determinants of retinal ganglion cell development, survival, and regeneration. Prog Retin Eye Res. 22, 483-543 (2003).
  3. Koeberle, P. D., Bahr, M. Growth and guidance cues for regenerating axons: where have they gone. J Neurobiol. 59, 162-180 (2004).
  4. Weishaupt, J. H., Bahr, M. Degeneration of axotomized retinal ganglion cells as a model for neuronal apoptosis in the central nervous system – molecular death and survival pathways. Restor. Neurol. Neurosci. 19, 1-2 (2001).
  5. Arai-Gaun, S. Heme oxygenase-1 induced in muller cells plays a protective role in retinal ischemia-reperfusion injury in rats. Invest Ophthalmol Vis Sci. 45, 4226-4232 (2004).
  6. Bainbridge, J. W., Tan, M. H., Ali, R. R. Gene therapy progress and prospects: the eye. Gene Ther. 13, 1191-1197 (2006).
  7. Polo, A. D. i. Prolonged delivery of brain-derived neurotrophic factor by adenovirus-infected Muller cells temporarily rescues injured retinal ganglion cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 95, 3978-3983 (1998).
  8. Herard, A. S. siRNA targeted against amyloid precursor protein impairs synaptic activity in vivo. Neurobiol Aging. 27, 1740-1750 (2006).
  9. Koeberle, P. D., Bahr, M. The upregulation of GLAST-1 is an indirect antiapoptotic mechanism of GDNF and neurturin in the adult CNS. Cell Death Differ. 15, 471-483 (2008).
  10. Koeberle, P. D., Gauldie, J., Ball, A. K. Effects of adenoviral-mediated gene transfer of interleukin-10, interleukin-4, and transforming growth factor-beta on the survival of axotomized retinal ganglion cells. Neuroscience. 125, 903-920 (2004).
  11. Naik, R., Mukhopadhyay, A., Ganguli, M. Gene delivery to the retina: focus on non-viral approaches. Drug Discov Today. 14, 306-315 (2009).
  12. van Adel, B. A. Delivery of ciliary neurotrophic factor via lentiviral-mediated transfer protects axotomized retinal ganglion cells for an extended period of time. Hum Gene Ther. 14, 103-115 (2003).
  13. Alexander, J. J., Hauswirth, W. W. Adeno-associated viral vectors and the retina. Adv Exp Med Biol. 613, 121-128 (2008).
  14. Allocca, M. AAV-mediated gene transfer for retinal diseases. Expert Opin Biol Ther. 6, 1279-1294 (2006).
  15. Surace, E. M., Auricchio, A. Versatility of AAV vectors for retinal gene transfer. Vision Res. 48, 353-359 (2008).
  16. Garcia-Valenzuela, E. Axon-mediated gene transfer of retinal ganglion cells in vivo. J Neurobiol. 32, 111-122 (1997).
  17. Koeberle, P. D., Wang, Y., Schlichter, L. C. Kv1.1 and Kv1.3 channels contribute to the degeneration of retinal ganglion cells after optic nerve transection in vivo. Cell Death Differ. 17, 134-144 (2010).
  18. Kugler, S. Transduction of axotomized retinal ganglion cells by adenoviral vector administration at the optic nerve stump: an in vivo model system for the inhibition of neuronal apoptotic cell death. Gene Ther. 6, 1759-1767 (1999).
  19. Lingor, P. Down-regulation of apoptosis mediators by RNAi inhibits axotomy-induced retinal ganglion cell death in vivo. Brain. 128, 550-558 (2005).
  20. Leon, S. Lens injury stimulates axon regeneration in the mature rat optic nerve. J Neurosci. 20, 4615-4626 (2000).
  21. Mansour-Robaey, S. Effects of ocular injury and administration of brain-derived neurotrophic factor on survival and regrowth of axotomized retinal ganglion cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 91, 1632-1636 (1994).
  22. D’Onofrio, P. M., Magharious, M. M., Koeberle, P. D. Optic Nerve Transection: A Model of Adult. J Vis Exp. , .

Play Video

Cite This Article
D’Onofrio, P. M., Magharious, M. M., Koeberle, P. D. Methods for Experimental Manipulations after Optic Nerve Transection in the Mammalian CNS. J. Vis. Exp. (51), e2261, doi:10.3791/2261 (2011).

View Video