Summary

Hybrid Micro drive system med genvindes opto-Silicon Probe og tetrode for dual-site high density optagelse i frit bevægende mus

Published: August 10, 2019
doi:

Summary

Denne protokol beskriver opførelsen af en hybrid Micro drive array, der tillader implantation af ni uafhængigt justerbare tetrodes og en justerbar opto-silicium sonde i to hjerneområder i frit bevægende mus. Også påvist er en metode til sikkert at inddrive og genbruge opto-silicium sonde til flere formål.

Abstract

Multi regionale neurale optagelser kan give vigtige oplysninger for at forstå samspillet mellem flere hjerneområder. Konventionelle mikrodrev design tillader dog ofte kun brug af én type elektrode til at optage fra enkelte eller flere regioner, hvilket begrænser udbyttet af optagelser af enkelt enhed eller dybde profil. Det begrænser også ofte evnen til at kombinere elektrode optagelser med optogenetiske værktøjer til at målrette pathway og/eller celletype specifik aktivitet. Præsenteret her er en hybrid Micro drive array for frit bevægende mus til at optimere udbyttet og en beskrivelse af dens fabrikation og genbrug af Micro drive array. Det nuværende design beskæftiger ni tetrodes og en opto-silicium sonde implanteret i to forskellige hjerneområder samtidigt i frit bevægende mus. Den tetrodes og opto-silicium sonde er uafhængigt justerbar langs dorsoventral akse i hjernen for at maksimere udbyttet af enheden og oscillatoriske aktiviteter. Denne Micro drive array indeholder også en opsætning for lys, medierende optogenetisk manipulation til at undersøge de regionale-eller celletype-specifikke svar og funktioner af langtrækkende neurale kredsløb. Desuden kan opto-silicium-sonden sikkert genvindes og genbruges efter hvert eksperiment. Da Micro drive-matrixen består af 3D-udskrevne dele, kan designet af mikrodrev nemt ændres, så de passer til forskellige indstillinger. Først beskrevet er designet af Micro drive array og hvordan man Fastgør den optiske fiber til en silicium sonde til optogenetik eksperimenter, efterfulgt af fabrikation af tetrode bundt og implantation af array i en mus hjerne. Optagelsen af lokale felt potentialer og Enhed spiking kombineret med optogenetisk stimulation også demonstrere gennemførlighed af Micro drive array system i frit bevægelige mus.

Introduction

Det er afgørende at forstå, hvordan neuronal aktivitet understøtter kognitiv proces, såsom læring og hukommelse, ved at undersøge, hvordan forskellige hjerneregioner dynamisk interagerer med hinanden. At belyse dynamikken i neurale aktivitet underliggende kognitive opgaver, storstilet ekstracellulær Elektrofysiologi er blevet gennemført i frit bevægende dyr ved hjælp af Micro drive arrays1,2,3, 4. I de sidste to årtier, flere typer af Micro drive array er blevet udviklet til at implantat elektroderne i flere hjerneregioner for rotter5,6,7,8 og mus9, 10 , 11 , 12. ikke desto mindre tillader nuværende mikrodrev design generelt ikke brug af flere sonde typer, hvilket tvinger forskerne til at vælge en enkelt elektrodetype med specifikke fordele og begrænsninger. For eksempel, tetrode arrays fungerer godt for tætbefolkede hjerneområder såsom dorsale hippocampus1,13, mens silicium sonder giver en bedre geometrisk profil til at studere anatomiske forbindelser14 , 15.

Tetrodes og silicium sonder bruges ofte til in vivo kronisk optagelse, og hver har sine egne fordele og ulemper. Tetrodes har vist sig at have betydelige fordele i en bedre enkelt enhed isolation end enkelt elektroder16,17, foruden omkostningseffektivitet og mekanisk stivhed. De giver også højere udbytter af enkelt enhed aktiviteter, når de kombineres med Micro drives8,18,19,20. Det er vigtigt at øge antallet af samtidigt indspillede neuroner for at forstå funktionen af neurale kredsløb21. For eksempel er der behov for et stort antal celler for at undersøge små populationer af funktionelt heterogene celletyper såsom tidsrelaterede22 eller belønning, der koder23 celler. Meget højere cellenumre er nødvendige for at forbedre afkodnings kvaliteten af Spike sekvenser13,24,25.

Tetrodes har imidlertid en ulempe i at registrere rumligt fordelte celler, såsom i cortex eller thalamus. I modsætning til tetrodes kan silicium sonder give rumlig fordeling og interaktion af lokale felt potentialer (lfps) og spiking aktiviteter i en lokal struktur14,26. Multi-Shank silicium sonder yderligere øge antallet af optagelsessteder og tillade optagelse på tværs af enkelt eller tilstødende strukturer27. Men sådanne arrays er mindre fleksible i placeringen af elektrode steder i forhold til tetrodes. Desuden er komplekse Spike sortering algoritmer kræves i high-density sonder at udtrække oplysninger om handlings potentialer af tilstødende kanaler til at spejle de data, der er erhvervet af tetrodes28,29,30. Derfor er det samlede udbytte af enkelt enheder ofte mindre end tetrodes. Desuden er silicium sonder ufordelagtige på grund af deres skrøbelighed og høje omkostninger. Valget af tetrodes vs. Silicon sonder afhænger således af formålet med optagelsen, hvilket er et spørgsmål om, hvorvidt det er prioriteret at opnå et højt udbytte af enkelt enheder eller rumprofilering på optagelses stederne.

Ud over at optage neurale aktivitet, optogenetisk manipulation er blevet en af de mere kraftfulde værktøjer i neurovidenskab til at undersøge, hvordan specifikke celletyper og/eller veje bidrager til neurale kredsløb funktioner13,31, 32af33. Optogenetiske eksperimenter kræver dog yderligere overvejelse i Micro drive array design for at fastgøre fiber stikket til stimulerings lyskilder34,35,36. Ofte kræver tilslutning af fiberoptik en relativ stor kraft, hvilket kan føre til en mekanisk forskydning af sonden i hjernen. Derfor er det ikke en triviel opgave at kombinere en implantabelt udstyr optisk fiber til konventionelle Micro drive arrays.

Af ovennævnte grunde, forskere er forpligtet til at optimere udvælgelsen af typen af elektrode eller at implantatet en optisk fiber afhængigt af formålet med optagelsen. For eksempel anvendes tetrodes til at opnå højere enheds udbytte i hippocampus1,13, mens silicium sonder anvendes til at undersøge laminar dybde profilen af kortikale områder, såsom mediale entorhinal cortex (MEC)37. I øjeblikket er der indberettet mikrodrev til samtidig implantation af Tetroder og silicium sonder for rotter5,11. Det er dog yderst udfordrende at implantere flere Tetroder og silicium sonder i mus på grund af vægten af mikrodrev, begrænset plads på muse hovedet, og rumlige krav til at designe mikrodrevet til at ansætte forskellige sonder. Selv om det er muligt at implantatet silicium sonder uden et mikrodrev, denne procedure tillader ikke justering af sonden og sænker succesraten for silicium-Probe Recovery12,38. Desuden, optogenetiske eksperimenter kræver yderligere overvejelser i Micro drive array design. Denne protokol demonstrerer, hvordan man konstruerer og implantat et Micro drive array til kronisk optagelse i frit bevægende mus, som tillader implantation af ni selvstændigt justerbare tetrodes og en justerbar opto-silicium sonde. Denne Micro drive array letter også optogenetiske eksperimenter og nyttiggørelse af silicium sonde.

Protocol

Alle metoder, der er beskrevet her er blevet godkendt af den institutionelle dyrepleje og brug udvalg (IACUC) af University of Texas Southwestern Medical Center. 1. præparater af Micro drive array dele Udskrive Micro drive array dele ved hjælp af en 3D-printer ved hjælp af dental model harpiks (figur 1a, B). Sørg for, at tykkelsen af individuelle 3D-udskrevne lag er mindre end 50 μm for at holde de små huller på de trykte dele klare og levedygtige.Bemærk:…

Representative Results

Micro drive-arrayet blev konstrueret inden for 5 dage. Tidslinjen for klargøring af mikrodrev er beskrevet i tabel 2. Ved hjælp af dette mikrodrev blev der implanteret ni Tetroder og en silicium sonde i den hippocampale karosseri og MEC af musen [21 uger gamle/29 g legemsvægt mandlige pOxr1-CRE (C57BL/6 baggrund)], hhv. Denne Transgene mus udtrykker CRE i MEC lag III pyramideformede neuroner. Musen blev injiceret med 200 nL af AAV5-DIO-ChR2-YFP (titer: 7,7 x 1012 GC/ml) i MEC 10 uger før e…

Discussion

Protokollen demonstrerer, hvordan man konstruerer og implanterer et hybrid Micro drive-array, der tillader optagelse af neurale aktiviteter fra to hjerneområder ved hjælp af uafhængige justerbare Tetroder og en silicium-sonde i frit at opføre mus. Det viser også optogenetiske eksperimenter og genopretning af silicium sonde efter eksperimenter. Mens justerbar silikone sonde33 eller opto-silicon Probe36 implantation tidligere er påvist i mus, har denne protokol klare fo…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbejde blev delvist støttet af Japan Society for fremme af videnskab oversøiske forskningsstipendier (HO), begavet forsker program (TK), Human Frontier Science program (TK), Brain Research Foundation (TK), Fakultets videnskab og teknologi erhvervelse og Retention program (TK), hjernen & Behavior Research Foundation (TK), og af Sumitomo Foundation Research Grant (JY), NARSAD Young Investigator Research Grant (JY). Vi takker W. Marks for værdifulde kommentarer og forslag under forberedelsen af manuskriptet.

Materials

#00-90 screw J.I. Morris #00-90-1/8 EIB screws
#0-80 nut Small Parts B00DGB7CT2 brass nut for holding fiber ferrule holder
#0-80 screw Small Parts B000FMZ57G brass machine screw for probe connector mount, fiber ferrule holder, and shielding cone
22 Ga polyetheretherketone tubes Small Parts SLPT-22-24 for attaching to the shuttle, 0.025 inches inner diameter
23 Ga stainless tubing Small Parts HTX-23R for tetrode
23 Ga stainless wire Small Parts HTX-23R-24-10 for L-shape/support wire
26 Ga stainless wire Small Parts GWX-0200 for guide-posts
30 Ga stainless wire Small Parts HTX-30R for tetrode
3-D CAD software package Dassault Systèmes SolidWorks 2003
3D printer FormLab Form2
5.5mil polyimide insulating tubes HPC Medical 72113900001-012
aluminum foil tape Tyco Tyco Adhesives 617022 Aluminum Foil Tape for the alternative shielding cone
conductive paste YSHIELD HSF54 for shielding cone
customized screws for silicon-probe microdrive AMT UNM1.25-HalfMoon half-moon stainless screw, 1.5 mm diameter, 300 µm thread pitch
customized screws for tetrode microdrive AMT Yamamoto_0000-160_9mm slotted stainless screw, 0.5 mm diameter, 160 µm thread pitch, custom-made to order for our design
dental acrylic Stoelting 51459
dental model resin FormLab RS-F2-DMBE-02
Dremel rotary tool Dremel model 800 a grinder
drill bit Fine Science Tool 19007-05
electric interface board Neuralynx EIB-36-Narrow
epoxy Devcon GLU-735.90 5 minutes epoxy
eye ointment Dechra Puralube Ophthalmic Ointment to prevent mice eyes from drying during surgery
fiber polishing sheet Thorlabs LFG5P for polishing the optical fiber
fine tweezers Protech International 15-368 for loading/recovering the silicon probe
gold pins Neuralynx EIB Pins Small
ground wire A-M Systems 781500 0.010 inch bare silver wire
headstage preamp Neuralynx HS-36
impedance meter BAK electronics Model IMP-2 1 kHz testing frequency
mineral oil ZONA 36-105 for lubricating screws and wires
optical fiber Doric MFC_200/260-0.22_50mm_ZF1.25(G)_FLT
Recording system Neuralynx Digital Lynx 4SX
ruby fiber scribe Thorlabs S90R for cleaving the optical fiber
silicon grease Fine Science Tool 29051-45
silicon probe Neuronexus A1x32-Edge-5mm-20-177 Fig. 3, 4A, 4B, 5
silicon probe Neuronexus A1x32-6mm-50-177 Fig. 4C
silicon probe washing solution Alcon AL10078844 contact lens cleaner
silicone lubber Smooth-On Dragon Skin 10 FAST for preparation of microdrive mold
silver paint GC electronic 22-023 silver print II coating, used for ground wires
skull screw Otto Frei 2647-10AC 0.8 mm diameter, 0.200 mm thread pitch
standard surgical scissors ROBOZ RS-5880
stereotaxic apparatus Kopf Model 942
super glue Loctite LOC230992 for applying to guide-posts
surgical tweezers ROBOZ RS-5135
Tetrode Twister Jun Yamamoto TT-01
tetrode wires Sandvik PX000004

Referências

  1. Wilson, M. A., McNaughton, B. L. Dynamics of the hippocampal ensemble code for space. Science. 261 (5124), 1055-1058 (1993).
  2. Gothard, K. M., Skaggs, W. E., Moore, K. M., McNaughton, B. L. Binding of hippocampal CA1 neural activity to multiple reference frames in a landmark-based navigation task. The Journal of Neuroscience. 16 (2), 823-835 (1996).
  3. Keating, J. G., Gerstein, G. L. A chronic multi-electrode microdrive for small animals. Journal of Neuroscience Methods. 117 (2), 201-206 (2002).
  4. Winson, J. A compact micro-electrode assembly for recording from the freely moving rat. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 35 (2), 215-217 (1973).
  5. Michon, F., et al. Integration of silicon-based neural probes and micro-drive arrays for chronic recording of large populations of neurons in behaving animals. Journal of Neural Engineering. 13 (4), 046018 (2016).
  6. Lansink, C. S., et al. A split microdrive for simultaneous multi-electrode recordings from two brain areas in awake small animals. Journal of Neuroscience Methods. 162 (1-2), 129-138 (2007).
  7. Billard, M. W., Bahari, F., Kimbugwe, J., Alloway, K. D., Gluckman, B. J. The systemDrive: a Multisite, Multiregion Microdrive with Independent Drive Axis Angling for Chronic Multimodal Systems Neuroscience Recordings in Freely Behaving Animals. eNeuro. 5 (6), (2018).
  8. Kloosterman, F., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: drive fabrication. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  9. Lu, P. L., et al. Microdrive with Two Independent Moveable Sets for Wide-Ranging, Multi-Site, Multi-Channel Brain Recordings. Journal of Medical and Biological Engineering. 34 (4), 341-346 (2014).
  10. Haiss, F., Butovas, S. A miniaturized chronic microelectrode drive for awake behaving head restrained mice and rats. Journal of Neuroscience Methods. 187 (1), 67-72 (2010).
  11. Headley, D. B., DeLucca, M. V., Haufler, D., Pare, D. Incorporating 3D-printing technology in the design of head-caps and electrode drives for recording neurons in multiple brain regions. Journal of Neurophysiology. 113 (7), 2721-2732 (2015).
  12. Voigts, J., Siegle, J. H., Pritchett, D. L., Moore, C. I. The flexDrive: an ultra-light implant for optical control and highly parallel chronic recording of neuronal ensembles in freely moving mice. Frontiers in Systems Neuroscience. 7, 8 (2013).
  13. Yamamoto, J., Tonegawa, S. Direct Medial Entorhinal Cortex Input to Hippocampal CA1 Is Crucial for Extended Quiet Awake Replay. Neuron. 96 (1), 217-227 (2017).
  14. Schomburg, E. W., et al. Theta phase segregation of input-specific gamma patterns in entorhinal-hippocampal networks. Neuron. 84 (2), 470-485 (2014).
  15. Fernandez-Ruiz, A., et al. Entorhinal-CA3 Dual-Input Control of Spike Timing in the Hippocampus by Theta-Gamma Coupling. Neuron. 93 (5), 1213-1226 (2017).
  16. Rey, H. G., Pedreira, C., Quian Quiroga, R. Past, present and future of spike sorting techniques. Brain Research Bulletin. 119 (Pt B), 106-117 (2015).
  17. Gray, C. M., Maldonado, P. E., Wilson, M., McNaughton, B. Tetrodes markedly improve the reliability and yield of multiple single-unit isolation from multi-unit recordings in cat striate cortex. Journal of Neuroscience Methods. 63 (1-2), 43-54 (1995).
  18. Yamamoto, J., Wilson, M. A. Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals. Journal of Neurophysiology. 100 (4), 2430-2440 (2008).
  19. Nguyen, D. P., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  20. Lu, L., Popeney, B., Dickman, J. D., Angelaki, D. E. Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats. Journal of Visualized Experiments. (135), (2018).
  21. Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
  22. Pastalkova, E., Itskov, V., Amarasingham, A., Buzsaki, G. Internally generated cell assembly sequences in the rat hippocampus. Science. 321 (5894), 1322-1327 (2008).
  23. Gauthier, J. L., Tank, D. W. A Dedicated Population for Reward Coding in the Hippocampus. Neuron. 99 (1), 179-193 (2018).
  24. Davidson, T. J., Kloosterman, F., Wilson, M. A. Hippocampal replay of extended experience. Neuron. 63 (4), 497-507 (2009).
  25. Gerwinn, S., Macke, J., Bethge, M. Bayesian population decoding of spiking neurons. Frontiers in Computational Neuroscience. 3, 21 (2009).
  26. Sakata, S., Harris, K. D. Laminar structure of spontaneous and sensory-evoked population activity in auditory cortex. Neuron. 64 (3), 404-418 (2009).
  27. Csicsvari, J., et al. Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes. Journal of Neurophysiology. 90 (2), 1314-1323 (2003).
  28. Harris, K. D., Quiroga, R. Q., Freeman, J., Smith, S. L. Improving data quality in neuronal population recordings. Nature Neuroscience. 19 (9), 1165-1174 (2016).
  29. Hilgen, G., et al. Unsupervised Spike Sorting for Large-Scale, High-Density Multielectrode Arrays. Cell Reports. 18 (10), 2521-2532 (2017).
  30. Rossant, C., et al. Spike sorting for large, dense electrode arrays. Nature neuroscience. 19 (4), 634-641 (2016).
  31. Iseri, E., Kuzum, D. Implantable optoelectronic probes for in vivo optogenetics. Journal of Neural Engineering. 14 (3), 031001 (2017).
  32. Klapoetke, N. C., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nature Methods. 11 (3), 338-346 (2014).
  33. Yamamoto, J., Suh, J., Takeuchi, D., Tonegawa, S. Successful execution of working memory linked to synchronized high-frequency gamma oscillations. Cell. 157 (4), 845-857 (2014).
  34. Rangel Guerrero, D. K., Donnett, J. G., Csicsvari, J., Kovacs, K. A. Tetrode Recording from the Hippocampus of Behaving Mice Coupled with Four-Point-Irradiation Closed-Loop Optogenetics: A Technique to Study the Contribution of Hippocampal SWR Events to Learning. eNeuro. 5 (4), (2018).
  35. Liang, L., et al. Integrated and Quick-to-Assemble (SLIQ) Hyperdrives for Functional Circuit Dissection. Frontiers in Neural Circuits. 11, 8 (2017).
  36. Chung, J., Sharif, F., Jung, D., Kim, S., Royer, S. Micro-drive and headgear for chronic implant and recovery of optoelectronic probes. Scientific Reports. 7 (1), 2773 (2017).
  37. Quilichini, P., Sirota, A., Buzsaki, G. Intrinsic circuit organization and theta-gamma oscillation dynamics in the entorhinal cortex of the rat. The Journal of Neuroscience. 30 (33), 11128-11142 (2010).
  38. Sauer, J. F., Struber, M., Bartos, M. Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice. Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).
  39. Shikano, Y., Sasaki, T., Ikegaya, Y. Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat. Journal of Visualized Experiments. (134), (2018).
  40. Brunetti, P. M., et al. Design and fabrication of ultralight weight, adjustable multi-electrode probes for electrophysiological recordings in mice. Journal of Visualized Experiments. 91 (91), e51675 (2014).
  41. Battaglia, F. P., et al. The Lantern: an ultra-light micro-drive for multi-tetrode recordings in mice and other small animals. Journal of Neuroscience Methods. 178 (2), 291-300 (2009).
  42. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), (2012).
  43. Suh, J., Rivest, A. J., Nakashiba, T., Tominaga, T., Tonegawa, S. Entorhinal cortex layer III input to the hippocampus is crucial for temporal association memory. Science. 334 (6061), 1415-1420 (2011).
  44. Royer, S., et al. Multi-array silicon probes with integrated optical fibers: light-assisted perturbation and recording of local neural circuits in the behaving animal. The European Journal of Neuroscience. 31 (12), 2279-2291 (2010).
  45. Steinmetz, N. A., Koch, C., Harris, K. D., Carandini, M. Challenges and opportunities for large-scale electrophysiology with Neuropixels probes. Current Opinion in Neurobiology. 50, 92-100 (2018).
  46. Jones, M. W., Wilson, M. A. Theta rhythms coordinate hippocampal-prefrontal interactions in a spatial memory task. PLoS Biology. 3 (12), e402 (2005).
  47. Frank, L. M., Brown, E. N., Wilson, M. A. A comparison of the firing properties of putative excitatory and inhibitory neurons from CA1 and the entorhinal cortex. Journal of Neurophysiology. 86 (4), 2029-2040 (2001).
  48. Kitamura, T., et al. Eng and circuits crucial for systems consolidation of a memory. Science. 356 (6333), 73-78 (2017).
  49. McGaugh, J. L., Cahill, L., Roozendaal, B. Involvement of the amygdala in memory storage: interaction with other brain systems. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (24), 13508-13514 (1996).
  50. Frankland, P. W., Bontempi, B., Talton, L. E., Kaczmarek, L., Silva, A. J. The involvement of the anterior cingulate cortex in remote contextual fear memory. Science. 304 (5672), 881-883 (2004).
  51. Mikulovic, S., et al. On the photovoltaic effect in local field potential recordings. Neurophotonics. 3 (1), 015002 (2016).
  52. Kuleshova, E. P. Optogenetics – New Potentials for Electrophysiology. Neuroscience and Behavioral Physiology. 49 (2), 169-177 (2019).
  53. Meng, E., Hoang, T. MEMS-enabled implantable drug infusion pumps for laboratory animal research, preclinical, and clinical applications. Advanced Drug Delivery Reviews. 64 (14), 1628-1638 (2012).
  54. Hu, S., et al. Dietary Fat, but Not Protein or Carbohydrate, Regulates Energy Intake and Causes Adiposity in Mice. Cell Metabolism. 28 (3), 415-431 (2018).
  55. Yang, Y., Smith, D. L., Keating, K. D., Allison, D. B., Nagy, T. R. Variations in body weight, food intake and body composition after long-term high-fat diet feeding in C57BL/6J mice. Obesity. 22 (10), 2147-2155 (2014).
  56. Morton, D. B., et al. Refinements in telemetry procedures. Seventh report of the BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement, Part A. Laboratory Animals. 37 (4), 261-299 (2003).
  57. Lidster, K., et al. Opportunities for improving animal welfare in rodent models of epilepsy and seizures. Journal of Neuroscience Methods. 260, 2-25 (2016).
  58. Lin, L., et al. Large-scale neural ensemble recording in the brains of freely behaving mice. Journal of Neuroscience Methods. 155 (1), 28-38 (2006).
  59. Kislin, M., et al. Flat-floored air-lifted platform: a new method for combining behavior with microscopy or electrophysiology on awake freely moving rodents. Journal of Visualized Experiments. (88), e51869 (2014).
  60. Gaskill, B. N., Karas, A. Z., Garner, J. P., Pritchett-Corning, K. R. Nest building as an indicator of health and welfare in laboratory mice. Journal of Visualized Experiments. (82), 51012 (2013).
check_url/pt/60028?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Osanai, H., Kitamura, T., Yamamoto, J. Hybrid Microdrive System with Recoverable Opto-Silicon Probe and Tetrode for Dual-Site High Density Recording in Freely Moving Mice. J. Vis. Exp. (150), e60028, doi:10.3791/60028 (2019).

View Video