In questo studio, è stato sviluppato un metodo per facilitare il trasferimento di impostazioni sperimentali e modelli di analisi tra due citometri a flusso in due laboratori per la rilevazione di linfociti in bambini vaccinati contro l’encefalite giapponese. Il metodo di standardizzazione per gli esperimenti di citometro a flusso consentirà di condurre efficacemente i progetti di ricerca in più centri.
Un numero crescente di laboratori ha bisogno di raccogliere dati da più citometri a flusso, in particolare per i progetti di ricerca eseguiti in più centri. Le sfide legate all’utilizzo di due citometri a flusso in laboratori diversi includono la mancanza di materiali standardizzati, problemi di compatibilità software, incongruenze nella configurazione degli strumenti e l’uso di configurazioni diverse per diversi citometri a flusso. Per stabilire un esperimento standardizzato di citometria a flusso per ottenere la coerenza e la comparabilità dei risultati sperimentali tra più centri, è stato stabilito un metodo di standardizzazione rapido e fattibile per trasferire i parametri tra diversi citometri a flusso.
I metodi sviluppati in questo studio hanno permesso il trasferimento di impostazioni sperimentali e modelli di analisi tra due citometri a flusso in diversi laboratori per la rilevazione di linfociti in bambini vaccinati con encefalite giapponese (JE). Un’intensità di fluorescenza costante è stata ottenuta tra i due citometri utilizzando sfere standard di fluorescenza per stabilire le impostazioni del citometro. Risultati comparabili sono stati ottenuti in due laboratori con diversi tipi di strumenti. Utilizzando questo metodo, possiamo standardizzare l’analisi per valutare la funzione immunitaria dei bambini vaccinati con JE in diversi laboratori con strumenti diversi, diminuire le differenze nei dati e nei risultati tra i citometri a flusso in più centri e fornire un approccio fattibile per l’accreditamento reciproco dei risultati di laboratorio. Il metodo di standardizzazione degli esperimenti di citometro a flusso garantirà l’efficace esecuzione dei progetti di ricerca in più centri.
La standardizzazione della citometria a flusso è utile per la comparabilità dei risultati ottenuti da diversi citometri tra diversi laboratori e centri di studio e favorisce il riconoscimento reciproco dei risultati per migliorare l’efficienza del lavoro. Un numero crescente di scenari richiede una standardizzazione. Durante il processo di sviluppo del farmaco, la standardizzazione della citometria a flusso è importante, poiché un test sviluppato e convalidato supporterà l’intero processo di sviluppo del farmaco dall’analisi preclinica a quella clinica. I metodi citometrici a flusso sono spesso trasferiti tra l’industria farmaceutica e i laboratori che collaborano1. Inoltre, è essenziale ottenere dati comparabili da studi clinici multicentrici. Ad esempio, è stato sviluppato un flusso di lavoro di standardizzazione nel progetto di ricerca clinica multicentrica sulle malattie autoimmuni sistemiche per ottenere dati comparabili dalla citometria a flusso multicentrica2.
La standardizzazione dei metodi di citometria a flusso è impegnativa. Le sfide incontrate nei laboratori sono attribuite alla mancanza di materiali standardizzati, problemi di compatibilità software, incongruenze nella configurazione degli strumenti e l’uso di diverse configurazioni tra diversi citometri a flusso e strategie di gating divergenti tra i centri 3,4. Pertanto, è importante condurre un’analisi del divario tra i laboratori. L’accesso ai campioni, i sistemi di qualità, le qualifiche del personale e la configurazione degli strumenti devono essere rivisti per garantire che i requisiti siano soddisfatti.
Attualmente, i bambini vaccinati con il vaccino contro l’encefalite giapponese (JE) hanno un’incidenza significativamente ridotta di JE5. Il monitoraggio delle cellule immunitarie del sangue periferico può aiutare a comprendere i cambiamenti nell’immunità adattativa cellulo-mediata dopo la vaccinazione e la correlazione tra i cambiamenti nei sottogruppi di linfociti del sangue periferico e gli effetti della vaccinazione. A causa della limitata stabilità dei campioni di sangue intero, le valutazioni dell’efficacia del vaccino vengono spesso eseguite in più centri. Per questa analisi, abbiamo definito le cellule T CD8+ o CD4+ naïve come CD27+ CD45RA+, le cellule T della memoria centrale (TCM) come CD27+ CD45RA, le cellule T della memoria effettrice (TEM) come CD27-CD45RA– e le cellule T della memoria effettrice terminalmente differenziata (TEMRA) come CD27-CD45RA+. Le cellule B CD19+ possono essere separate in popolazioni che esprimono CD27 rispetto a IgD 6,7, le cellule B naïve esprimono le cellule B di memoria CD27n (mBC) possono essere identificate in base all’espressione di IgD6 e le cellule T regolatorie (Treg) possono essere identificate come CD4+CD25++CD127basso 8. Per stabilire un esperimento standardizzato di citometria a flusso per ottenere la coerenza e la comparabilità dei risultati sperimentali in più centri, è stato stabilito un metodo di standardizzazione rapido e fattibile per facilitare il trasferimento di protocolli attraverso diversi citometri a flusso per la rilevazione di linfociti nel sangue intero di bambini vaccinati con JE. Sei bambini sani (2 anni) sono stati reclutati dall’ospedale pediatrico di Pechino, Capital Medical University. Dopo aver ricevuto una vaccinazione primaria e boost con un vaccino JE SA14-14-2 vivo attenuato meno di 6 mesi prima, sono stati raccolti campioni di sangue periferico dai volontari. Dati altamente comparabili sono stati ottenuti da diversi strumenti seguendo procedure standardizzate, il che è utile per le valutazioni multicentriche.
L’immunofenotipizzazione dei sottogruppi di linfociti del sangue periferico può aiutare a comprendere i cambiamenti nell’immunità adattativa cellulo-mediata dopo la vaccinazione nei bambini. Nelle applicazioni cliniche si verificano situazioni impreviste, come la mancata rilevazione tempestiva dei campioni o la sostituzione di un citometro a flusso; Pertanto, sono necessari metodi standardizzati rapidi che facilitino i trasferimenti tra citometri a flusso in diversi laboratori 9,10,11.</sup…
The authors have nothing to disclose.
RW è stato supportato dalla Beijing Natural Science Foundation, Cina (n. 7222059), National Natural Science Foundation of China (n. 82002130), XZ è stato supportato dal CAMS Innovation Fund for Medical Sciences (n. 2019-I2M-5-026).
BD CompBeads Anti-Mouse Ig, κ/Negative Control Compensation Particles Set | BD | 552843 | compensation |
BD FACSCanto | BD | FACSCanto | flow Cytometry A in the transferring lab |
BD FACSDiva CS&T Research Beads | BD | 655051 | define flow cytometer baseline and track cytometer performance |
BD Horizon BV421 Mouse Anti-Human CD127 | BD | 562436 | Fluorescent antibody |
BD Horizon BV605 Mouse Anti-Human CD27 | BD | 562656 | Fluorescent antibody |
BD Horizon V500 Mouse Anti-Human CD45 | BD | 560777 | Fluorescent antibody |
BD LSRFortessa | BD | LSRFortessa | flow Cytometry B in the test method lab |
BD OptiBuild BB700 Mouse Anti-Human CD19 | BD | 745907 | Fluorescent antibody |
BD OptiBuild R718 Mouse Anti-Human CD8 | BD | 751953 | Fluorescent antibody |
BD Pharmingen APC Mouse Anti-Human CD45RA | BD | 550855 | Fluorescent antibody |
BD Pharmingen APC-H7 Mouse Anti-Human CD3 | BD | 560176 | Fluorescent antibody |
BD Pharmingen FITC Mouse Anti-Human CD4 | BD | 566320 | Fluorescent antibody |
BD Pharmingen PE Mouse Anti-Human CD25 | BD | 555432 | Fluorescent antibody |
BD Pharmingen PE-Cy7 Mouse Anti-Human IgD | BD | 561314 | Fluorescent antibody |
Brilliant Staining Buffer Plus | BD | 566385 | Staining Buffer |
Centrifuge | Eppendorf | 5810 | Cell centrifugation |
Centrifuge Tube | BD Falcon | BD-35209715 | 15 mL centrifuge tube |
CS&T IVD Beads | BD | 662414 | standard beads to setup cytometer settings in different flow cytometer |
Lysing Solution 10x Concentrate | BD | 349202 | lysing red blood cells |
Phosphate-buffered Saline (PBS) | Gibco | 10010-023 | PBS |
Round-bottom test tube | BD Falcon | 352235 | 5 mL test tube |