Un método de bajo costo para medir la productividad primaria in situ de las comunidades de perifitón de las aguas lénticas

La productividad primaria es la única entrada de carbono autóctono en los sistemas acuáticos que forman toda la red alimentaria del sistema¹. Por lo tanto, la estimación precisa de la productividad primaria es un paso esencial hacia la comprensión del funcionamiento de los ecosistemas acuáticos. Las zonas litorales son áreas de alta productividad primaria y biodiversidad. Además del fitoplancton, se supone que el perifitón (en lo sucesivo denominados esteras microbianas) y las macroalgas contribuyen significativamente a la productividad primaria en las zonas litorales². Debido a su estilo de vida sésil y su significativa heterogeneidad espacial, la cuantificación de la productividad primaria no es trivial.

La productividad primaria es impulsada principalmente por la intensidad de la luz, la temperatura, la disponibilidad de nutrientes y la distribución de las especies iónicas del sistema carbonatado en las respectivas profundidades de las zonas eufóticas ^3,4. La profundidad influye notablemente en la distribución espacial de las esteras microbianas. Las comunidades microbianas deben hacer frente a los efectos adversos de la alta irradiación y las pronunciadas variaciones estacionales de temperatura en profundidades poco profundas y con menor intensidad de luz a mayores profundidades. Además del gradiente de profundidad, las interacciones tróficas dinámicas generan patrones espaciales múltiples y complejos a diferentes escalas⁵. Este complejo sistema es complicado de simular en el laboratorio. La forma más precisa de inferir la actividad metabólica de los productores primarios individuales a partir de zonas litorales es establecer experimentos in situ.

La metodología introducida en este trabajo se basa en el método tradicional de cámara ^2,6,7, junto con una barcaza flotante de bajo costo transportable y fácil de construir. Esto permite la medición de la productividad primaria a diferentes profundidades bajo el espectro de luz natural, la temperatura y la diferente distribución de las especies iónicas del sistema carbonato con la profundidad. El método se basa en el principio de oxígeno de botella claro versus oscuro, que se empleó por primera vez para medir la fotosíntesis^del fitoplancton 6 y todavía se usa comúnmente ^6,7. Compara la tasa de cambio en el oxígeno en las botellas mantenidas en la luz (que incluye los efectos de la productividad primaria y la respiración) con las que se mantienen en la oscuridad (solo respiración)⁸. El método utiliza la evolución del oxígeno (fotosíntesis) como un proxy para la productividad primaria. Las variables medidas son la productividad neta del ecosistema (NEP, como un cambio en la concentración de O2 a lo largo del tiempo en condiciones de luz) y la respiración del ecosistema (RE, como un cambio en la concentración de_O2 a lo largo del tiempo en la oscuridad). La productividad bruta del ecosistema (GEP) es el cálculo de la diferencia entre los dos (Tabla 1). El término “ecosistema” se utiliza aquí para denotar que el perifitón está compuesto de organismos autótrofos y heterótrofos. La mejora más significativa de este método de cámara tradicional es el uso de sensores ópticos de oxígeno no invasivos y la optimización de este método principalmente planctónico para medir la productividad primaria perifítica.

La técnica se describe en el ejemplo de medición de esteras microbianas en la zona litoral de lagos post-minería recién emergidos en la República Checa: Milada, Most y Medar. La actividad metabólica de las esteras microbianas se determina mediante la medición directa in situ de los flujos de_O2 realizada directamente a profundidades específicas, donde las comunidades estudiadas ocurren naturalmente. La actividad heterótrofa y fototrófica se mide en botellas de vidrio cerradas equipadas con sensores ópticos de oxígeno no invasivos. Estos sensores detectan la presión parcial de oxígeno utilizando la fluorescencia de tintes sensibles a la luz. Las botellas con esteras microbianas se suspenden y se incuban en un dispositivo flotante a las profundidades adecuadas. La concentración de oxígeno dentro de las botellas se midió continuamente durante el período de luz del día desde el pequeño bote.

Los buzos recolectan muestras de esteras microbianas intactas y las colocan en botellas de incubación herméticas al gas a profundidades designadas. Cada botella está equipada con un microsensor óptico de oxígeno no invasivo, que monitorea la productividad/consumo de_O2 a lo largo del tiempo. Todas las mediciones se realizan en cinco pares de réplica de oscuridad / luz en cada profundidad. La temperatura y las intensidades de radiación fotosintéticamente activa (PHAR) se miden a profundidades respectivas a lo largo de la incubación. Después de 6 h de incubación in situ (horas de luz), las esteras microbianas se cosechan de las botellas y se secan. Los flujos de_O2 se normalizan a biomasa microbiana. Como control, los flujos se corrigen para detectar cambios en la concentración de O2 en botellas separadas de gas hermético claro y oscuro (controles en blanco) que contienen agua de lago sin biomasa microbiana. A continuación se presentan instrucciones detalladas para construir la barcaza flotante y realizar todo el experimento paso a paso. Este artículo también presenta resultados representativos de las mediciones de esteras microbianas a dos profundidades (1 m y 2 m), con cinco réplicas a cada profundidad. La temperatura real y la intensidad de la luz se midieron durante todo el experimento utilizando registradores de datos.