JoVE Journal > Immunology and Infection
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
면역학 및 감염병학

العلاج التوافقي المضاد للفيروسات القهقرية عن طريق الفم في الفئران المصابة بفيروس نقص المناعة البشرية -1

Published: October 06, 2022
doi:
10.3791/63696
, , , , , ,
1Division of Hematology and Oncology, David Geffen School of Medicine,University of California, Los Angeles

Summary

يصف هذا البروتوكول طريقة جديدة لتوصيل الأدوية المضادة للفيروسات القهقرية عن طريق الفم التي نجحت في قمع تكرار الحمض النووي الريبي لفيروس نقص المناعة البشرية -1 في الفئران المتوافقة مع البشر.

Abstract

تستمر جائحة فيروس نقص المناعة البشرية (HIV-1) في الانتشار بلا هوادة في جميع أنحاء العالم ، ولا يوجد حاليا لقاح متاح ضد فيروس نقص المناعة البشرية. على الرغم من أن العلاج التوليفي المضاد للفيروسات القهقرية (cART) قد نجح في قمع تكاثر الفيروس ، إلا أنه لا يمكن القضاء تماما على المستودع من الأفراد المصابين بفيروس نقص المناعة البشرية. ستتطلب استراتيجية العلاج الآمنة والفعالة لعدوى فيروس نقص المناعة البشرية طرقا متعددة الجوانب ، وبالتالي فإن التقدم في النماذج الحيوانية لعدوى فيروس العوز المناعي البشري -1 أمر محوري لتطوير أبحاث علاج فيروس نقص المناعة البشرية. تلخص الفئران المتوافقة مع البشر السمات الرئيسية لعدوى فيروس العوز المناعي البشري -1. يمكن أن يصاب نموذج الفأر المتوافق مع البشر بفيروس نقص المناعة البشرية -1 ويمكن التحكم في تكاثر الفيروس باستخدام أنظمة cART. علاوة على ذلك ، يؤدي انقطاع cART إلى انتعاش فيروسي سريع في الفئران المتوافقة مع البشر. ومع ذلك ، يمكن أن يكون إعطاء cART للحيوان غير فعال أو صعب أو سام ، والعديد من أنظمة cART ذات الصلة سريريا لا يمكن استخدامها على النحو الأمثل. إلى جانب كونها غير آمنة للباحثين ، فإن إعطاء cART عن طريق إجراء حقن يومي مكثف شائع الاستخدام يؤدي إلى الإجهاد عن طريق التقييد البدني للحيوان. أدت طريقة cART الفموية الجديدة لعلاج الفئران البشرية المصابة بفيروس العوز المناعي البشري -1 الموصوفة في هذه المقالة إلى قمع viremia دون مستوى الكشف ، وزيادة معدل استعادة CD4 + ، وتحسين الصحة العامة في الفئران المصابة بفيروس نقص المناعة البشرية -1.

Introduction

تحسن العمر المتوقع للأفراد المصابين بفيروس العوز المناعي البشري المزمن (HIV) تحسنا كبيرا مع العلاج التوليفي المضاد للفيروسات القهقرية (cART)1,2. نجح cART في تقليل تكاثر فيروس العوز المناعي البشري -1 وزيادة عدد الخلايا التائية CD4 + إلى وضعها الطبيعي في غالبية المشاركين المصابين بفيروس العوز المناعي البشري -1 المصابين بعدوى مزمنة3 ، مما يؤدي إلى تحسين الصحة العامة وتقليل تطور المرضبشكل كبير 4. ومع ذلك، يتم إنشاء المستودع الكامن لفيروس العوز المناعي البشري-1 حتى عندما يبدأ العلاج المضاد للفيروسات القهقرية أثناء العدوى الحادة 5,6,7. تستمر الخزانات على مدى سنوات خلال العلاج المضاد للفيروسات القهقرية والانتعاش الفيروسي السريع بعد انقطاع العلاج المضاد للفيروسات القهقريةموثق جيدا 8,9. الأشخاص المصابون بفيروس نقص المناعة البشرية على العلاج المضاد للفيروسات القهقرية معرضون أيضا لخطر أكبر للإصابة بأمراض مصاحبة مثل أمراض القلب والأوعية الدموية والسرطان والاضطرابات العصبية10،11،12. لذلك ، هناك حاجة إلى علاج وظيفي لفيروس نقص المناعة البشرية. تقدم النماذج الحيوانية لعدوى HIV-1 مزايا واضحة في تطوير والتحقق من صحة استراتيجيات علاج فيروس نقص المناعة البشرية الجديدة13،14،15. يمكن للفئران المتوافقة مع البشر ، كنموذج حيواني صغير ، أن توفر إعادة تكوين الخلايا المناعية البشرية متعددة السلالات في الأنسجة المختلفة ، مما يسمح بالدراسة الدقيقة لعدوى فيروس نقص المناعة البشرية16،17،18،19. من بين النماذج المتوافقة مع البشر ، نجح نموذج نخاع العظم والكبد والغدة الصعترية (BLT) في تلخيص عدوى فيروس العوز المناعي البشري -1 المزمنة بالإضافة إلى الاستجابات المناعية البشرية الوظيفية لعدوى فيروس نقص المناعة البشرية -120،21،22،23،24. لذلك ، تم استخدام نموذج الماوس BLT المتوافق مع البشر على نطاق واسع للتحقيق في جوانب مختلفة في مجال أبحاث فيروس نقص المناعة البشرية. فئران BLT المتوافقة مع البشر ليست فقط نماذج راسخة لتلخيص عدوى HIV-1 المستمرة والتسبب في المرض ، ولكنها أيضا أدوات تبعية لتقييم استراتيجيات التدخل القائمة على العلاج الخلوي. أظهر المؤلفون الحاليون وغيرهم أن نموذج الفئران BLT المتوافق مع البشر يلخص عدوى فيروس العوز المناعي البشري -1 المستمرة والتسببفي 25،26،27 ويوفر أدوات لتقييم استراتيجيات التدخل القائمة على العلاج الخلوي 28،29،30،31،32،33.

تعمل أنظمة cART المكونة من مجموعات من الأدوية المضادة للفيروسات القهقرية التي يتم تناولها يوميا على قمع تكاثر فيروس العوز المناعي البشري -1 لدرجة أن الحمل الفيروسي في الأفراد الذين عولجوا بنجاح لا يزال غير قابل للكشف على المدى الطويل34. تشبه نتائج علاج الفئران المصابة بفيروس العوز المناعي البشري المصابة بفيروس العوز المناعي البشري بنظم cART ذات الصلة سريريا تلك التي لوحظت في الأفراد المصابين بفيروس العوز المناعي البشري -1 الذين عولجوا بمضادات الفيروسات القهقرية22: يتم قمع مستويات فيروس العوز المناعي البشري -1 دون حدود الكشف وانقطاع نتائج cART في انتعاش تكاثر فيروس العوز المناعي البشري من الخزان الكامن35. الحقن تحت الجلد (SC) 27،36،37 أو داخل الصفاق (IP) 37،38،39 هو الطريق الذي يشيع استخدامه لعلاج cART في الفئران المتوافقة مع البشر. ومع ذلك ، فإن الحقن اليومي المكثف يؤدي إلى إجهاد الحيوانات عن طريق ضبط النفس البدني40. كما أنها كثيفة العمالة ويحتمل أن تكون غير آمنة للباحثين بسبب زيادة التعرض لفيروس نقص المناعة البشرية أثناء استخدام الأدوات الحادة. يعتبر الإعطاء عن طريق الفم مثاليا لتقليد امتصاص وتوزيع وإفراز أدوية cART التي يتناولها الأفراد المصابون بفيروس نقص المناعة البشرية -1. عادة ما يتضمن الإعطاء عن طريق الفم إجراءات مخصصة وغالبا ما تكون شاقة لوضع الأدوية المضادة للفيروسات القهقرية في طعام معقم (ضروري بسبب نقص المناعة لدى الفئران)24،37،41 أو الماء42،43،44،45،46 ، والتي قد تكون أو لا تكون متوافقة كيميائيا مع العديد من الأدوية المضادة للفيروسات القهقرية ، أو تؤدي إلى شيء لا تأكله الفئران أو تشربه بسهولة (مما قد يؤثر على مستويات الجرعة والدواء في الجسم). وتتجاوز الطريقة الجديدة لإدارة العلاج المضاد للفيروسات القهقرية المقترحة هنا محاولات التسليم السابقة بسبب توافقها مع أنواع مختلفة من الأدوية المضادة للفيروسات القهقرية، والسلامة وسهولة التحضير والإدارة، والحد من إجهاد الحيوانات والقلق الناتج عن الحقن اليومي.

تينوفوفير ديسوبروكسيل فومارات (TDF) ، إلفيتيغرافير (ELV) ، ورالتيغرافير (RAL) هي أدوية ضعيفة الذوبان في الماء. ومن المثير للاهتمام ، لوحظ زيادة التوافر البيولوجي ل TDF مع الأطعمة الدهنية ، مما يشير إلى أن التثبيط التنافسي للليباز بواسطة الأطعمة الدهنية قد يوفر حماية معينة ل TDF47. لذلك ، تم اختيار أكواب DietGel Boost لتحل محل طعام القوارض العادي كطريقة للتسليم بناء على محتواها المتواضع من الدهون (20.3 جم لكل 100 جم) مقارنة بطعام القوارض العادي (10 جم لكل 100 جم) والنظام الغذائي النموذجي عالي الدهون للفأر (40-60 جم لكل 100 جم)48. الوزن الإجمالي لكوب واحد هو 75 غرام ؛ وبالتالي ، سيحتوي كل كوب على كمية الطعام ، وبالتالي الدواء ، بما يكفي لخمسة فئران على مدار 3 أيام.

Protocol

تم الحصول على أنسجة الجنين البشري مجهولة المصدر تجاريا. تم إجراء البحوث على الحيوانات وفقا للبروتوكولات المعتمدة من قبل جامعة كاليفورنيا ، لوس أنجلوس ، ولجنة أبحاث الحيوان (UCLA) (ARC) وفقا لجميع الإرشادات الفيدرالية والولائية والمحلية. على وجه التحديد ، تم إجراء جميع التجارب وفقا للتوصيات و?…

Representative Results

بافتراض أن الفأر الذي يبلغ متوسط وزنه 25 جراما يستهلك 4 جم من الطعام يوميا ، فإن جرعة الدواء اليومية من خلال المدخول الفموي تتوافق مع 2.88 مجم / كجم TFV و 83 مجم / كجم FTC و 768 مجم / كجم من RAL. لاختبار ما إذا كان النظام الغذائي الأمثل ساما ويؤثر على الصحة العامة مقارنة بالحقن اليومي ل cART ، تمت مراقبة وزن …

Discussion

تم تطوير طريقة إعطاء cART عن طريق الفم هنا للفئران المصابة بفيروس نقص المناعة البشرية -1 من خلال الجمع بين ثلاثة أدوية مضادة للفيروسات القهقرية داخل أغذية عالية المغذيات. بالمقارنة مع الإعطاء عن طريق الحقن اليومية ، فإن التسليم عن طريق الفم أسهل في الاستخدام ، ويحد من تكرار الإدارة ، ويقلل م?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

نود أن نشكر الدكتور روماس غيليزيوناس وجيف موري والأشخاص في غيلياد على توفير الأدوية المضادة للفيروسات القهقرية المستخدمة في هذه الدراسة. تم تمويل هذا العمل من قبل NCI 1R01CA239261-01 (إلى المطبخ) ، ومنح المعاهد الوطنية للصحة P30AI28697 (UCLA CFAR Virology Core ، و Gene and Cell Therapy Core ، و Humanized Mouse Core) ، U19AI149504 (PIs: Kitchen & Chen) ، CIRM DISC2-10748 ، NIDA R01DA-52841 (to Zhen) ، NIAID R2120200174 (PIs: Xie & Zhen) ، IRACDA K12 GM106996 (Carrillo). تم دعم هذا العمل أيضا من قبل معهد الإيدز بجامعة كاليفورنيا في لوس أنجلوس ، وصندوق جيمس ب. بندلتون الخيري ، ومؤسسة عائلة مكارثي.

Materials

60 mm petri dish Thermo Scientific Nunc 150288 For aliquoting ART food
APC anti-human CD8 Antibody Biolegend 344722 For flow cytometry
BD LSRFortessa BD biosciences For flow data collection
CD34 microbeads Miltenyi Biotec 130-046-702 For NSG-BLT mice generation
Centrifuge tubes Falcon 14-432-22 For dissolving ART
DietGel Boost ClearH2O 72-04-5022 For making ART food
Elvitegravir Gilead Gifted from Gilead
Emtricitabine Gilead Gifted from Gilead
FITC anti-human CD3 Antibody Biolegend 317306 For flow cytometry
Flowjo software FlowJo For flow cytometry data analysis
HIV-1 forward primer: 5′-CAATGGCAGCAATTTCACCA-3′; IDT Customized For viral load RT-PCR
HIV-1 probe: 5′-[6-FAM]CCCACCAACAGGCGGCCT
TAACTG [Tamra-Q]-3′;		 IDT Customized For viral load RT-PCR
HIV-1 reverse primer: 5′-GAATGCCAAATTCCTGCTTGA-3′; IDT Customized For viral load RT-PCR
Human fetal tissue Advanced Bioscience Resources, Inc
Mice, strain NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ The Jackson Laboratory 5557 For constructing the humanized mice
Pacific Blue anti-human CD45 Biolegend 304022 For flow cytometry
PerCP anti-human CD4 Antibody Biolegend 300528 For flow cytometry
QIAamp Viral RNA Kits Qiagen  52904 For measuring viral load
Raltegravir Merck Gifted from Merck
Sterile cell scrapers Thermo Scientific 179693 For aliquoting ART food
TaqMan RNA-To-Ct 1-Step Kit Applied Biosystems 4392653 For plasma viral load detection
Tenofovir disoproxil fumarate Gilead Gifted from Gilead
Trimethoprim-Sulfamethoxazole Pharmaceutical Associates NDC 0121-0854-16 For keeping ART food sterile. Each 5mL teaspoon contains
200 mg Sulfamethoxazole, USP
40 mg Trimethoprim, USP
NMT 0.5% Alcohol
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Antiretroviral Therapy Cohort Collaboration. Life expectancy of individuals on combination antiretroviral therapy in high-income countries: a collaborative analysis of 14 cohort studies. Lancet. 372 (9635), 293-299 (2008).
  2. May, M. T., et al. Impact on life expectancy of HIV-1 positive individuals of CD4+ cell count and viral load response to antiretroviral therapy. AIDS. 28 (8), 1193-1202 (2014).
  3. Autran, B., et al. Positive effects of combined antiretroviral therapy on CD4+ T cell homeostasis and function in advanced HIV disease. Science. 277 (5322), 112-116 (1997).
  4. Palella, F. J., et al. Declining morbidity and mortality among patients with advanced human immunodeficiency virus infection. HIV outpatient study investigators. The New England Journal of Medicine. 338 (13), 853-860 (1998).
  5. Finzi, D., et al. Identification of a reservoir for HIV-1 in patients on highly active antiretroviral therapy. Science. 278 (5341), 1295-1300 (1997).
  6. Ananworanich, J., Dube, K., Chomont, N. How does the timing of antiretroviral therapy initiation in acute infection affect HIV reservoirs. Current Opinion in HIV and AIDS. 10 (1), 18-28 (2015).
  7. Whitney, J. B., et al. Rapid seeding of the viral reservoir prior to SIV viraemia in rhesus monkeys. Nature. 512 (7512), 74-77 (2014).
  8. Siliciano, J. D., et al. Long-term follow-up studies confirm the stability of the latent reservoir for HIV-1 in resting CD4 T cells. Nature Medicine. 9 (6), 727-728 (2003).
  9. Chun, T. W., Moir, S., Fauci, A. S. HIV reservoirs as obstacles and opportunities for an HIV cure. Nature Immunology. 16 (6), 584-589 (2015).
  10. Brothers, T. D., et al. Frailty in people aging with human immunodeficiency virus (HIV) infection. Journal of Infectious Disease. 210 (8), 1170-1179 (2014).
  11. D. A. D. Study Group. Use of nucleoside reverse transcriptase inhibitors and risk of myocardial infarction in HIV-infected patients enrolled in the D:A:D study: a multi-cohort collaboration. Lancet. 371 (9622), 1417-1426 (2008).
  12. Schouten, J., et al. Cross-sectional comparison of the prevalence of age-associated comorbidities and their risk factors between HIV-infected and uninfected individuals: the AGEhIV cohort study. Clinical Infectious Diseases. 59 (12), 1787-1797 (2014).
  13. Policicchio, B. B., Pandrea, I., Apetrei, C. Animal models for HIV cure research. Frontiers in Immunology. 7, 12 (2016).
  14. Hessell, A. J., Haigwood, N. L. Animal models in HIV-1 protection and therapy. Current Opinion in HIV and AIDS. 10 (3), 170-176 (2015).
  15. Ambrose, Z., KewalRamani, V. N., Bieniasz, P. D., Hatziioannou, T. HIV/AIDS: in search of an animal model. Trends in Biotechnology. 25 (8), 333-337 (2007).
  16. Melkus, M. W., et al. Humanized mice mount specific adaptive and innate immune responses to EBV and TSST-1. Nature Medicine. 12 (11), 1316 (2006).
  17. Lan, P., Tonomura, N., Shimizu, A., Wang, S., Yang, Y. G. Reconstitution of a functional human immune system in immunodeficient mice through combined human fetal thymus/liver and CD34+ cell transplantation. Blood. 108 (2), 487-492 (2006).
  18. Wege, A. K., Melkus, M. W., Denton, P. W., Estes, J. D., Garcia, J. V. Functional and phenotypic characterization of the humanized BLT mouse model. Current Topics in Microbiology and Immunology. 324, 149-165 (2008).
  19. Garcia, J. V. In vivo platforms for analysis of HIV persistence and eradication. The Journal of Clinical Investigation. 126 (2), 424-431 (2016).
  20. Carrillo, M. A., Zhen, A., Kitchen, S. G. The use of the humanized mouse model in gene therapy and immunotherapy for HIV and cancer. Frontiers in Immunology. 9, 746 (2018).
  21. Abeynaike, S., Paust, S. Humanized mice for the evaluation of novel HIV-1 therapies. Frontiers in Immunology. 12, 636775 (2021).
  22. Marsden, M. D., Zack, J. A. Humanized mouse models for human immunodeficiency virus infection. Annual Review of Virology. 4 (1), 393-412 (2017).
  23. Brainard, D. M., et al. Induction of robust cellular and humoral virus-specific adaptive immune responses in human immunodeficiency virus-infected humanized BLT mice. Journal of Virology. 83 (14), 7305-7321 (2009).
  24. Nischang, M., et al. Humanized mice recapitulate key features of HIV-1 infection: a novel concept using long-acting anti-retroviral drugs for treating HIV-1. PLoS One. 7 (6), 38853 (2012).
  25. Garcia-Beltran, W. F., et al. Innate immune reconstitution in humanized bone marrow-liver-thymus (HuBLT) mice governs adaptive cellular immune function and responses to HIV-1 infection. Frontiers in Immunology. 12, 667393 (2021).
  26. Cheng, L., et al. Blocking type I interferon signaling enhances T cell recovery and reduces HIV-1 reservoirs. The Journal of Clinical Investigation. 127 (1), 269-279 (2017).
  27. Zhen, A., et al. Targeting type I interferon-mediated activation restores immune function in chronic HIV infection. The Journal of Clinical Investigation. 127 (1), 260-268 (2017).
  28. Khamaikawin, W., et al. Modeling anti-HIV-1 HSPC-based gene therapy in humanized mice previously infected with HIV-1. Molecular Therapy Methods & Clinical Development. 9, 23-32 (2018).
  29. Kitchen, S. G., et al. Engineering antigen-specific T cells from genetically modified human hematopoietic stem cells in immunodeficient mice. PLoS One. 4 (12), 8208 (2009).
  30. Zhen, A., et al. Robust CAR-T memory formation and function via hematopoietic stem cell delivery. PLoS Pathogens. 17 (4), 1009404 (2021).
  31. Zhen, A., et al. HIV-specific immunity derived from chimeric antigen receptor-engineered stem cells. Molecular Therapy. 23 (8), 1358-1367 (2015).
  32. Zhen, A., Kitchen, S. Stem-cell-based gene therapy for HIV infection. Viruses. 6 (1), 1-12 (2013).
  33. Mu, W., Carrillo, M. A., Kitchen, S. G. Engineering CAR T cells to target the hiv reservoir. Frontiers in Celluar and Infection Microbiology. 10, 410 (2020).
  34. Arts, E. J., Hazuda, D. J. HIV-1 antiretroviral drug therapy. Cold Spring Harbour Perspectives in Medicine. 2 (4), 007161 (2012).
  35. Denton, P. W., et al. Generation of HIV latency in humanized BLT mice. Journal of Virology. 86 (1), 630-634 (2012).
  36. Kovarova, M., et al. A long-acting formulation of the integrase inhibitor raltegravir protects humanized BLT mice from repeated high-dose vaginal HIV challenges. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 71 (6), 1586-1596 (2016).
  37. Lavender, K. J., et al. An advanced BLT-humanized mouse model for extended HIV-1 cure studies. AIDS. 32 (1), 1-10 (2018).
  38. Denton, P. W., et al. Targeted cytotoxic therapy kills persisting HIV infected cells during ART. PLoS Pathogens. 10 (1), 1003872 (2014).
  39. Marsden, M. D., et al. In vivo activation of latent HIV with a synthetic bryostatin analog effects both latent cell "kick" and "kill" in strategy for virus eradication. PLoS Pathogens. 13 (9), 1006575 (2017).
  40. Stuart, S. A., Robinson, E. S. Reducing the stress of drug administration: implications for the 3Rs. Science Report. 5, 14288 (2015).
  41. Halper-Stromberg, A., et al. Broadly neutralizing antibodies and viral inducers decrease rebound from HIV-1 latent reservoirs in humanized mice. Cell. 158 (5), 989-999 (2014).
  42. Daskou, M., et al. ApoA-I mimetics reduce systemic and gut inflammation in chronic treated HIV. PLoS Pathogens. 18 (1), 1010160 (2022).
  43. Mu, W., et al. Apolipoprotein A-I mimetics attenuate macrophage activation in chronic treated HIV. AIDS. 35 (4), 543-553 (2021).
  44. Daskou, M., et al. ApoA-I mimetics favorably impact cyclooxygenase 2 and bioactive lipids that may contribute to cardiometabolic syndrome in chronic treated HIV. Metabolism. 124, 154888 (2021).
  45. Satheesan, S., et al. HIV replication and latency in a humanized NSG mouse model during suppressive oral combinational antiretroviral therapy. Journal of Virology. 92 (7), 02118 (2018).
  46. Llewellyn, G. N., et al. Humanized mouse model of HIV-1 latency with enrichment of latent virus in PD-1(+) and TIGIT(+) CD4 T cells. Journal of Virology. 93 (10), 02086 (2019).
  47. Kearney, B. P., Flaherty, J. F., Shah, J. Tenofovir disoproxil fumarate: clinical pharmacology and pharmacokinetics. Clinical Pharmacokinetics. 43 (9), 595-612 (2004).
  48. Speakman, J. R. Use of high-fat diets to study rodent obesity as a model of human obesity. International Journal of Obesity (Lond). 43 (8), 1491-1492 (2019).
  49. Zhen, A., et al. Stem-cell based engineered immunity against HIV infection in the humanized mouse model. Journal of Visualized Experiments. (113), e54048 (2016).
  50. Mopin, A., Driss, V., Brinster, C. A detailed protocol for characterizing the murine C1498 cell line and its associated leukemia mouse model. Journal of Visualized Experiments. (116), e54270 (2016).
  51. Steel, C. D., Stephens, A. L., Hahto, S. M., Singletary, S. J., Ciavarra, R. P. Comparison of the lateral tail vein and the retro-orbital venous sinus as routes of intravenous drug delivery in a transgenic mouse model. Lab Animal (NY). 37 (1), 26-32 (2008).
  52. Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S. Retro-orbital injections in mice. Lab Animal (NY). 40 (5), 155-160 (2011).
  53. Shimizu, S., et al. A highly efficient short hairpin RNA potently down-regulates CCR5 expression in systemic lymphoid organs in the hu-BLT mouse model. Blood. 115 (8), 1534-1544 (2010).
  54. Ladinsky, M. S., et al. Mechanisms of virus dissemination in bone marrow of HIV-1-infected humanized BLT mice. Elife. 8, 46916 (2019).
  55. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 50 (5), 600-613 (2011).
  56. Lamorde, M., et al. Effect of food on the steady-state pharmacokinetics of tenofovir and emtricitabine plus efavirenz in Ugandan adults. AIDS Research and Treatment. 2012, 105980 (2012).
  57. Watkins, M. E., et al. Development of a novel formulation that improves preclinical bioavailability of tenofovir disoproxil fumarate. Journal of Pharmaceutical Sciences. 106 (3), 906-919 (2017).
  58. Moccia, K. D., Olsen, C. H., Mitchell, J. M., Landauer, M. R. Evaluation of hydration and nutritional gels as supportive care after total-body irradiation in mice (Mus musculus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 49 (3), 323-328 (2010).
  59. Nair, A. B., Jacob, S. A simple practice guide for dose conversion between animals and human. Journal of Basic and Clinical Pharmacy. 7 (2), 27-31 (2016).
  60. Santos, N. C., Figueira-Coelho, J., Martins-Silva, J., Saldanha, C. Multidisciplinary utilization of dimethyl sulfoxide: pharmacological, cellular, and molecular aspects. Biochemical Pharmacology. 65 (7), 1035-1041 (2003).
  61. Kolb, K. H., Jaenicke, G., Kramer, M., Schulze, P. E. Absorption, distribution and elimination of labeled dimethyl sulfoxide in man and animals. Annals of the New York Academy of Sciences. 141 (1), 85-95 (1967).
  62. Yellowlees, P., Greenfield, C., McIntyre, N. Dimethylsulphoxide-incuded toxicity. Lancet. 2 (8202), 1004-1006 (1980).
  63. Swanson, B. N. Medical use of dimethyl sulfoxide (DMSO). Reviews in Clinical & Basic Pharmacology. 5 (1-2), 1-33 (1985).

Tags

Oral Antiretroviral TreatmentHIV-1Humanized MiceCARTFTCTDFRALELVDMSOTrimethoprim SulfamethoxazoleDrug DeliveryPreclinical StudiesHIV Cure

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Mu, W., Zhen, A., Carrillo, M. A., Rezek, V., Martin, H., Lizarraga, M., Kitchen, S. Oral Combinational Antiretroviral Treatment in HIV-1 Infected Humanized Mice. J. Vis. Exp. (188), e63696, doi:10.3791/63696 (2022).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image