Summary

Medición de la capacidad de importación de proteínas de las mitocondrias del músculo esquelético

Published: January 07, 2022
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Summary

Las mitocondrias son orgánulos metabólicos clave que exhiben un alto nivel de plasticidad fenotípica en el músculo esquelético. La importación de proteínas del citosol es una vía crítica para la biogénesis de orgánulos, esencial para la expansión del retículo y el mantenimiento de la función mitocondrial. Por lo tanto, la importación de proteínas sirve como un barómetro de la salud celular.

Abstract

Las mitocondrias son orgánulos metabólicos y reguladores clave que determinan el suministro de energía, así como la salud general de la célula. En el músculo esquelético, las mitocondrias existen en una serie de morfologías complejas, que van desde pequeños orgánulos ovalados hasta una amplia red similar a un retículo. Comprender cómo el retículo mitocondrial se expande y se desarrolla en respuesta a diversos estímulos, como las alteraciones en la demanda de energía, ha sido durante mucho tiempo un tema de investigación. Un aspecto clave de este crecimiento, o biogénesis, es la importación de proteínas precursoras, originalmente codificadas por el genoma nuclear, sintetizadas en el citosol y translocadas en varios subcompartimentos mitocondriales. Las mitocondrias han desarrollado un mecanismo sofisticado para este proceso de importación, que involucra muchos canales selectivos de membrana interna y externa, conocidos como la maquinaria de importación de proteínas (PIM). La importación a la mitocondria depende del potencial de membrana viable y de la disponibilidad de ATP derivado de orgánulos a través de la fosforilación oxidativa. Por lo tanto, su medición puede servir como una medida de la salud de los orgánulos. El PIM también exhibe un alto nivel de plasticidad adaptativa en el músculo esquelético que está estrechamente acoplado al estado energético de la célula. Por ejemplo, se ha demostrado que el entrenamiento con ejercicios aumenta la capacidad de importación, mientras que el desuso muscular la reduce, coincidiendo con los cambios en los marcadores de contenido mitocondrial. Aunque la importación de proteínas es un paso crítico en la biogénesis y expansión de las mitocondrias, el proceso no está ampliamente estudiado en el músculo esquelético. Por lo tanto, este documento describe cómo utilizar mitocondrias aisladas y completamente funcionales del músculo esquelético para medir la capacidad de importación de proteínas con el fin de promover una mayor comprensión de los métodos involucrados y una apreciación de la importancia de la vía para el recambio de orgánulos en el ejercicio, la salud y la enfermedad.

Introduction

Las mitocondrias son orgánulos que existen en morfologías complejas en diferentes tipos de células y se reconoce que poseen una gama cada vez mayor de funciones que son críticas para la salud celular. Como tales, ya no pueden reducirse simplemente a orgánulos productores de energía. Las mitocondrias son reguladores metabólicos clave, determinantes del destino celular y centros de señalización, cuyas funciones pueden servir como indicadores útiles de la salud celular en general. En las células musculares esqueléticas, los estudios de microscopía electrónica revelan la presencia de mitocondrias subsarcolemmales (SS) e intermiofibrilares (IMF) geográficamente distintas, que exhiben un grado de conectividad1,2,3,4 que ahora se reconoce que es altamente dinámico y adaptable a los cambios en los niveles de actividad del músculo esquelético, así como con la edad y la enfermedad. El contenido mitocondrial y la función en el músculo pueden evaluarse de numerosas maneras5,6, y se han aplicado métodos tradicionales de aislamiento de orgánulos para comprender mejor las capacidades respiratorias y enzimáticas (Vmax) de las mitocondrias distintas de la influencia del medio celular7,8. En particular, estos métodos tradicionales han revelado sutiles distinciones bioquímicas entre mitocondrias aisladas de regiones subsarcolemmales e intermiofibrilares, desmintiendo posibles implicaciones funcionales para el metabolismo en estas regiones subcelulares8,9,10,11.

La biogénesis de las mitocondrias es única en requerir la contribución de productos genéticos del ADN nuclear y mitocondrial. Sin embargo, la gran mayoría de estos se derivan del núcleo, ya que la transcripción del ADNmt solo conduce a la síntesis de 13 proteínas. Dado que las mitocondrias normalmente comprenden >1000 proteínas involucradas en diversas vías metabólicas, la biogénesis del orgánulo requiere un medio estrechamente regulado de importación y ensamblaje de proteínas precursoras del citosol en los diversos subcompartimentos mitocondriales para mantener una estequiometría y función adecuadas12,13. Las proteínas codificadas nuclearmente destinadas a las mitocondrias normalmente llevan una secuencia de orientación mitocondrial (MTS) que las dirige al orgánulo y facilita su localización subcompartimental. La mayoría de las proteínas unidas a la matriz contienen un MTS N-terminal escindible, mientras que las destinadas a la membrana mitocondrial externa o interna suelen tener dominios de orientación internos14. El proceso de importación se lleva a cabo mediante un conjunto de canales diversos que proporcionan múltiples vías de entrada en el orgánulo13. La translocasa del complejo de membrana externa (TOM) transporta precursores desde el citosol hacia el espacio intermembrana, donde son reconocidos por la translocasa del complejo de membrana interna (TIM). Este complejo es responsable de importar precursores codificados nuclearmente a la matriz, donde las proteasas escinden la presecuencia de apuntamiento N-terminal. Las proteínas destinadas a la membrana externa se pueden insertar directamente en esta membrana a través del complejo TOM, mientras que las destinadas a la membrana interna se insertan mediante una proteína TIM, específicamente TIM22. Después de su importación, las proteínas son procesadas por proteasas y chaperonas residentes y, a menudo, se combinan para formar complejos más grandes, como los que se encuentran en la cadena de transporte de electrones.

La importación de proteínas mitocondriales en sí misma también sirve como una medida de la salud mitocondrial, ya que este proceso se basa en la presencia de potencial de membrana y una fuente de energía en forma de ATP15. Por ejemplo, cuando el potencial de membrana se disipa, la proteína quinasa PINK1 no puede ser absorbida por el orgánulo, y esto conduce a señales de fosforilación que desencadenan el inicio de la degradación del orgánulo a través de una vía llamada mitofagia16,17. En circunstancias similares, cuando se impide la importación, la proteína ATF5 no puede entrar en el orgánulo, y posteriormente se transloca al núcleo, donde sirve como factor de transcripción para la regulación ascendente de la expresión génica UPR18,19. Por lo tanto, medir la eficiencia de la importación de proteínas puede proporcionar una visión completa de la salud del orgánulo, mientras que la respuesta de expresión génica se puede utilizar para indicar el grado de señalización retrógrada al núcleo.

A pesar de su obvia importancia para la biogénesis de las mitocondrias y para la salud celular en general, la vía de importación en las mitocondrias de los mamíferos está notablemente poco estudiada. En este informe, describimos los pasos específicos involucrados en la medición de la importación de proteínas precursoras en las mitocondrias del músculo esquelético y proporcionamos datos para ilustrar la respuesta adaptativa del sistema de importación a los cambios en el músculo y el desuso, ilustrando la contribución de la importación de proteínas a la plasticidad adaptativa del músculo esquelético.

Protocol

Todos los animales utilizados en estos experimentos se mantienen en el centro de cuidado de animales de la Universidad de York. Los experimentos se llevan a cabo de acuerdo con las pautas del Consejo Canadiense de Cuidado Animal con la aprobación del Comité de Cuidado de Animales de la Universidad de York (Permiso: 2017-08). 1. Aislamiento funcional de mitocondrias subsarcolemmales e intermiofibrilares del músculo esquelético Preparación de reactivos: Prepare todos los b…

Representative Results

Hemos ilustrado ampliamente que este protocolo es un ensayo válido para determinar la tasa de importación en mitocondrias funcionales e intactas aisladas del músculo esquelético. En comparación con las condiciones no tratadas, la importación de proteínas precursoras típicas como la malato deshidrogenasa (MDH) en la matriz es sensible al potencial de membrana porque puede ser inhibida por la valinomicina, un desacoplador de la cadena respiratoria (Figura 2A). La impor…

Discussion

Las mitocondrias dependen exclusivamente de la expresión y coordinación de los genomas nuclear y mitocondrial para su síntesis y expansión dentro de las células. Sin embargo, el genoma nuclear codifica la gran mayoría (99%) del proteoma mitocondrial, y esto subraya la importancia de la maquinaria de importación de proteínas para apoyar la biogénesis mitocondrial. La importación también sirve como un evento de señalización importante, ya que la falta de importación puede promover el inicio de la respuesta de…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Los autores desean agradecer al Dr. G.C. Shore de la Universidad McGill, al Dr. A. Strauss de la Escuela de Medicina de Washington y al Dr.M.T. Ryan de la Universidad de La Trobe por las donaciones originales de plásmidos de expresión que se utilizaron para esta investigación. Este trabajo fue apoyado por fondos del Consejo de Investigación de Ciencias Naturales e Ingeniería de Canadá (NSERC) a D. A. Hood. D. A. Hood también es titular de una Cátedra de Investigación de Canadá en Fisiología Celular.

Materials

0.2% BSA Sigma A2153
35S-methionine Perkin Elmer NEG709A500UC Purchase requires a valid radioisotope permit
ATP Sigma A7699
Blotting paper; Whatman 3MM CHR Paper Thermo Fisher 05-714-5
Cassette for film Kodak Kodak Xomatic
Centrifugation Tube Thermo Fisher 3138-0050
Chloroform Thermo Fisher C298-4
DTT Sigma D9779-5G
EDTA BioShop EDT002
EGTA Sigma E4378
Gel Dryer BioRad Model 583
Gel Drying Kit Sigma or BioRad Z377570-1PAK or OW-GDF-10 Various options are commercially available through many companies, these are just as few examples.
Glycerol Caledon Laboratory Chemicals 5350-1-40
HEPES Sigma H3375
High Speed Centrifuge Beckman Coulter Avanti J-25 Centrifuge
Homogenizer IKA T25 Digital Ultra Turrex
Isoamylalcohol, or 3-methylbutanol Sigma I9392
KAc BioShop POA301.500
KCl Sigma P3911
M7G New England Biolab S1404S Dilute with 1000ul 20mM HEPES to make 1mM stock
MgCl BioShop MAG510
MgSO4 Thermo Fisher M65-500
MOPS BioShop MOP001
NaCl BioShop SOD001
NTP Thermo Fisher R0191
OCT Plasmid Donated from Dr. G. C. Shore, McGill University, Montreal, Canada; alternative available through Addgene, plasmid #71877
pGEM4Z/hTom40 Plasmid Donated from Dr. M. T. Ryan, La Trobe University, Melbourne, Australia
pGMDH Plasmid Donated from Dr. A. Strauss, Washington University School of Medicine
Phenol Sigma P4557
Phenol:Chloroform:Isoamyalcohol Sigma P3803 Can also be made with the ratio provided
Phosphorus Film Fujifilm BAS-IP MS 2025
Rabbit reticulocyte lysate Promega L4960 Avoid freeze-thaw; aliquot lysate upon arrival; amino acids are provided in the kit as well
RNAsin Promega N2311
Rotor for High Speed Centrifuge Beckman Coulter JA-25.50
SDS BioShop SDS001.500 Caution: harmful if ingested or inhaled, wear a mask.
Sodium acetate Bioshop SAA 304
Sodium Carbonate VWR BDH9284
Sodium salicylate Millipore Sigma 106601
Sorbitol Sigma S6021
SP6 RNA Polymerase Promega P1085
Spectrophotometer Thermo Fisher Nanodrop 2000
Spermidine Sigma S-2626
Sucrose BioShop SUC507
T7 RNA Polymerase Promega P2075
Tabletop Centrifuge Thermo Fisher AccuSpin Micro 17
Trichloroacetic acid Thermo Fisher A322-500
Tris BioShop TRS001
β-mercaptoethanol Sigma M6250-100ML

References

  1. Kirkwood, S. P., Munn, E. A., Brooks, G. A. Mitochondrial reticulum in limb skeletal muscle. The American Journal of Physiology. 251 (3), 395-402 (1986).
  2. Glancy, B., et al. Power grid protection of the muscle mitochondrial reticulum. Cell Reports. 19 (3), 487-496 (2017).
  3. Vincent, A. E., et al. Quantitative 3D mapping of the human skeletal muscle mitochondrial network. Cell Reports. 26 (4), 996-1009 (2019).
  4. Ogata, T., Yamasaki, Y. Ultra-high-resolution scanning electron microscopy of mitochondria and sarcoplasmic reticulum arrangement in human red, white, and intermediate muscle fibers. Anatomical Record. 248 (2), 214-223 (1997).
  5. Hood, D. A., Tryon, L. D., Carter, H. N., Kim, Y., Chen, C. C. W. Unravelling the mechanisms regulating muscle mitochondrial biogenesis. Biochemical Journal. 473, 2295-2314 (2016).
  6. Perry, C. G. R., Kane, D. A., Lanza, I. R., Neufer, P. D. Methods for assessing mitochondrial function in diabetes. Diabetes. 62, 1032-1036 (2013).
  7. Holloszy, J. O. Biochemical adaptations in muscle. The Journal of Biological Chemistry. 242 (9), 2278-2282 (1967).
  8. Cogswell, A. M., Stevens, R. J., Hood, D. A. Properties of skeletal muscle mitochondria from subsarcolemmal and intermyofibrillar isolated regions. The American Journal of Physiology. 264, 383-389 (1993).
  9. Koves, T. R., Noland, R. C., Bates, A. L., Henes, S. T., Muoio, D. M., Cortright, R. N. Subsarcolemmal and intermyofibrillar mitochondria play distinct roles in regulating skeletal muscle fatty acid metabolism. American Journal of Physiology – Cell Physiology. 288, 1074-1082 (2005).
  10. Bizeau, M. E., Willis, W. T., Hazel, J. R. Differential responses to endurance training in subsarcolemmal and intermyofibrillar mitochondria. Journal of Applied Physiology. 85 (4), 1279-1284 (1998).
  11. Krieger, D. A., Tate, C. A., McMillin-Wood, J., Booth, F. W. Populations of rat skeletal muscle mitochondria after exercise and immobilization. Journal of Applied Physiology: Respiratory, Environmental and Exercise Physiology. 48 (1), 23-28 (1980).
  12. Calvo, S. E., Clauser, K. R., Mootha, V. K. MitoCarta2.0: An updated inventory of mammalian mitochondrial proteins. Nucleic Acids Research. 44 (1), 1251-1257 (2016).
  13. Wiedemann, N., Pfanner, N. Mitochondrial machineries for protein import and assembly. Annual Review of Biochemistry. 86 (1), 685-714 (2017).
  14. Backes, S., Herrmann, J. M. Protein translocation into the intermembrane space and matrix of mitochondria: mechanisms and driving forces. Frontiers in Molecular Biosciences. 4, 83 (2017).
  15. Harbauer, A. B., Zahedi, R. P., Sickmann, A., Pfanner, N., Meisinger, C. The protein import machinery of mitochondria – A regulatory hub in metabolism, stress, and disease. Cell Metabolism. 19 (3), 357-372 (2014).
  16. Jin, S. M., Lazarou, M., Wang, C., Kane, L. A., Narendra, D. P., Youle, R. J. Mitochondrial membrane potential regulates PINK1 import and proteolytic destabilization by PARL. The Journal of Cell Biology. 191 (5), 933-942 (2010).
  17. Matsuda, N., et al. PINK1 stabilized by mitochondrial depolarization recruits Parkin to damaged mitochondria and activates latent Parkin for mitophagy. The Journal of Cell Biology. 189 (2), 211-221 (2010).
  18. Fiorese, C. J., Schulz, A. M., Lin, Y. -. F., Rosin, N., Pellegrino, M. W., Haynes, C. M. The transcription factor ATF5 mediates a mammalian mitochondrial UPR. Current biology. 26 (15), 2037-2043 (2016).
  19. Quiros, P. M., et al. Multi-omics analysis identifies ATF4 as a key regulator of the mitochondrial stress response in mammals. The Journal of Cell Biology. 216 (7), 2027-2045 (2017).
  20. Takahashi, M., Hood, D. A. Protein import into subsarcolemmal and intermyofibrillar skeletal muscle mitochondria. Differential import regulation in distinct subcellular regions. The Journal of Biological Chemistry. 271 (44), 27285-27291 (1996).
  21. Hood, D. A., Memme, J. M., Oliveira, A. N., Triolo, M. Maintenance of skeletal muscle mitochondria in health, exercise, and aging. Annual Review of Physiology. 81, (2019).
  22. Joseph, A., Hood, D. A. Mitochondrion plasticity of TOM complex assembly in skeletal muscle mitochondria in response to chronic contractile activity. Mitochondrion. 12 (2), 305-312 (2012).
  23. Singh, K., Hood, D. A. Effect of denervation-induced muscle disuse on mitochondrial protein import. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 300 (1), 138-145 (2011).
  24. Zhang, Y., et al. Altered mitochondrial morphology and defective protein import reveal novel roles for Bax and/or Bak in skeletal muscle. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 305 (5), 502-511 (2013).
  25. Lai, N., Kummitha, C., Rosca, M., Fujioka, H., Tandler, B., Hoppel, C. Isolation of mitochondrial subpopulations from skeletal muscle: optimizing recovery and preserving integrity. Acta Physiologica. 25 (2), 13182 (2019).
  26. Nargund, A. M., Pellegrino, M. W., Fiorese, C. J., Baker, B. M., Haynes, C. M. Mitochondrial import efficiency of ATFS-1 regulates mitochondrial UPR activation. Science. 337 (6094), 587-590 (2012).
  27. Picard, M., Taivassalo, T., Gouspillou, G., Hepple, R. T. Mitochondria: Isolation, structure and function. Journal of Physiology. 589 (18), 4413-4421 (2011).
  28. Kras, K. A., Willis, W. T., Barker, N., Czyzyk, T., Langlais, P. R., Katsanos, C. S. Subsarcolemmal mitochondria isolated with the proteolytic enzyme nagarse exhibit greater protein specific activities and functional coupling. Biochemistry and Biophysics Reports. 6, 101-107 (2016).
  29. Sánchez-Duarte, E., et al. Nicorandil affects mitochondrial respiratory chain function by increasing complex III activity and ROS production in skeletal muscle mitochondria. Journal of Membrane Biology. 253 (4), 309-318 (2020).
  30. Iñigo, M. R., et al. Estrogen receptor-α in female skeletal muscle is not required for regulation of muscle insulin sensitivity and mitochondrial regulation. Molecular Metabolism. 34 (2020), 1-15 (2020).
  31. Newsom, S. A., Stierwalt, H. D., Ehrlicher, S. E., Robinson, M. M. Substrate-specific respiration of isolated skeletal muscle mitochondria after 1 h of moderate cycling in sedentary adults. Medicine and Science in Sports and Exercise. 53 (7), 1375-1384 (2021).
  32. Takahashi, M., Chesley, A., Freyssenet, D., Hood, D. A. Contractile activity-induced adaptations in the mitochondrial protein import system. The American Journal of Physiology. 274 (5), 1380-1387 (1998).
  33. Kravic, B., et al. In mammalian skeletal muscle, phosphorylation of TOMM22 by protein kinase CSNK2/CK2 controls mitophagy. Autophagy. 8627, 01-65 (2017).
  34. Opalińska, M., Meisinger, C. Metabolic control via the mitochondrial protein import machinery. Current Opinion in Cell Biology. 33, 42-48 (2015).
  35. Gerbeth, C., et al. Glucose-induced regulation of protein import receptor tom22 by cytosolic and mitochondria-bound kinases. Cell Metabolism. 18 (4), 578-587 (2013).

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Cite This Article
Oliveira, A. N., Richards, B. J., Hood, D. A. Measurement of Protein Import Capacity of Skeletal Muscle Mitochondria. J. Vis. Exp. (179), e63055, doi:10.3791/63055 (2022).

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