Summary

Génération de transgéniques et de Knockouts chez les espèces de strongyloïdes par microinjection

Published: October 07, 2021
doi:

Summary

La boîte à outils génomique fonctionnelle pour les nématodes parasites Strongyloides stercoralis et Strongyloides ratti comprend la transgénèse, la mutagénèse médiée par CRISPR / Cas9 et l’ARNi. Ce protocole montrera comment utiliser la microinjection intragonadienne pour introduire des transgènes et des composants CRISPR dans S. stercoralis et S. ratti.

Abstract

Le genre Strongyloides se compose de plusieurs espèces de nématodes pénétrant dans la peau avec différentes gammes d’hôtes, y compris Strongyloides stercoralis et Strongyloides ratti. S. stercoralis est un nématode parasite humain, pénétrant dans la peau, qui infecte environ 610 millions de personnes, tandis que le parasite du rat S. ratti est étroitement lié à S. stercoralis et est souvent utilisé comme modèle de laboratoire pour S. stercoralis. S. stercoralis et S. ratti se prêtent facilement à la génération de transgéniques et de knockouts grâce à la technique exogène d’administration d’acides nucléiques de la microinjection intragonadale et, en tant que tels, sont devenus des systèmes modèles pour d’autres helminthes parasites qui ne se prêtent pas encore à cette technique.

Les adultes parasites Strongyloides habitent l’intestin grêle de leur hôte et libèrent de la progéniture dans l’environnement via les matières fécales. Une fois dans l’environnement, les larves se développent en adultes libres, qui vivent dans les excréments et produisent une progéniture qui doit trouver et envahir un nouvel hôte. Cette génération environnementale est unique à l’espèce Strongyloides et sa morphologie est suffisamment similaire à celle du nématode vivant librement Caenorhabditis elegans pour que les techniques développées pour C. elegans puissent être adaptées pour être utilisées avec ces nématodes parasites, y compris la microinjection intragonadaire. En utilisant la microinjection intragonadienne, une grande variété de transgènes peuvent être introduits dans Strongyloides. Les composants CRISPR/Cas9 peuvent également être microinjectés pour créer des larves mutantes de Strongyloides . Ici, la technique de microinjection intragonadale en Strongyloides, y compris la préparation d’adultes libres, la procédure d’injection et la sélection de la progéniture transgénique, est décrite. Des images de larves transgéniques de Strongyloides créées à l’aide de la mutagénèse CRISPR/Cas9 sont incluses. L’objectif de cet article est de permettre à d’autres chercheurs d’utiliser la microinjection pour créer des Strongyloides transgéniques et mutants.

Introduction

Strongyloides stercoralis a longtemps été négligé comme un agent pathogène humain important par rapport aux ankylostomes plus largement reconnus et au ver rond Ascaris lumbricoides1. Des études antérieures sur la charge de vers ont souvent gravement sous-estimé la prévalence de S. stercoralis en raison de la faible sensibilité des méthodes de diagnostic courantes pour S. stercoralis2. Au cours des dernières années, des études épidémiologiques basées sur des outils de diagnostic améliorés ont estimé que la prévalence réelle des infections à S. stercoralis est beaucoup plus élevée que ce qui avait été rapporté précédemment, soit environ 610 millions de personnes dans le monde2.

S. stercoralis et d’autres espèces de Strongyloides, y compris le parasite de rat étroitement apparenté et le modèle de laboratoire commun S. ratti, ont un cycle de vie inhabituel qui est avantageux pour les études génomiques expérimentales car il se compose à la fois de générations parasites et libres (environnementales)3 (Figure 1). Plus précisément, S. stercoralis et S. ratti peuvent traverser une seule génération de vie libre. La génération de la vie libre se compose de larves post-parasites qui se développent en mâles et femelles adultes libres; toutes les descendants des adultes libres se développent en larves infectieuses, qui doivent infecter un hôte pour poursuivre le cycle de vie. De plus, cette génération environnementale ou libre peut être manipulée expérimentalement en laboratoire. Étant donné que les adultes Strongyloides vivant en liberté et les adultes de C. elegans partagent une morphologie similaire, des techniques telles que la microinjection intragonadale qui ont été développées à l’origine pour C. elegans peuvent être adaptées pour être utilisées avec des Strongyloides 4,5 adultes vivant en liberté. Alors que l’ADN est généralement introduit chez les femelles adultes libres, les mâles et les femelles de Strongyloides peuvent être microinjectés6. Ainsi, des outils génomiques fonctionnels sont disponibles pour interroger de nombreux aspects de la biologie des Strongyloides. D’autres nématodes parasites n’ont pas de génération libre et, par conséquent, ne se prêtent pas aussi facilement aux techniques génomiques fonctionnelles3.

Figure 1
Figure 1 : Cycle de vie de Strongyloides stercoralis. Les femelles parasites de S. stercoralis habitent l’intestin grêle de leurs hôtes mammifères (humains, primates non humains, chiens). Les femelles parasites se reproduisent par parthénogenèse et pondent des œufs dans l’intestin grêle. Les œufs éclosent encore à l’intérieur de l’hôte en larves post-parasites, qui sont ensuite passées dans l’environnement avec des matières fécales. Si les larves post-parasites sont des mâles, elles se développent en mâles adultes libres. Si les larves postparasitaires sont des femelles, elles peuvent se développer en femelles adultes libres (développement indirect) ou en larves infectieuses de troisième stade (iL3s; développement direct). Les mâles et les femelles libres se reproduisent sexuellement pour créer une progéniture qui est contrainte de devenir des iL3. Dans certaines conditions, S. stercoralis peut également subir une auto-infection, dans laquelle certaines des larves postparasitaires restent à l’intérieur de l’intestin hôte plutôt que de passer dans l’environnement dans les matières fécales. Ces larves peuvent se développer en larves auto-infectieuses (L3a) à l’intérieur de l’hôte, pénétrer à travers la paroi intestinale, migrer à travers le corps et éventuellement retourner dans l’intestin pour devenir des adultes reproducteurs. Le cycle de vie de S. ratti est similaire, sauf que S. ratti infecte les rats et n’a pas de cycle auto-infectieux. La génération environnementale est essentielle à l’utilisation des espèces de Strongyloides pour les études génétiques. Les femelles adultes libres (P0) peuvent être microinjectées; leur progéniture, qui deviendront toutes des iL3, sont les transgéniques potentiels F1. Ce chiffre a été modifié à partir de Castelletto et al. 3. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

S. stercoralis partage de nombreux aspects de sa biologie avec d’autres nématodes gastro-intestinaux parasitaires humains, y compris l’invasion de l’hôte et la modulation immunitaire de l’hôte. Par exemple, les ankylostomes parasitaires humains des genres Necator et Ancylostoma infectent également par pénétration cutanée, naviguent de manière similaire dans le corps et résident finalement comme des adultes parasites dans l’intestin grêle7. Ainsi, de nombreux nématodes gastro-intestinaux utilisent probablement des comportements sensoriels courants et des techniques d’évasion immunitaire. En conséquence, les connaissances glanées auprès de Strongyloides compléteront les découvertes chez d’autres nématodes moins génétiquement traitables et conduiront à une compréhension plus complète de ces parasites complexes et importants.

Ce protocole de micro-injection décrit la méthode d’introduction de l’ADN dans les femelles adultes strongyloïdes vivant librement pour fabriquer une progéniture transgénique et mutante. Les exigences en matière d’entretien de la souche, y compris le calendrier de développement des vers adultes pour les microinjections et la collecte de la progéniture transgénique, sont décrites. Des protocoles et une démonstration de la technique complète de micro-injection, ainsi que des protocoles pour la culture et le dépistage de la progéniture transgénique, sont inclus, ainsi qu’une liste de tous les équipements et consommables nécessaires.

Protocol

NOTE: Les gerbilles ont été utilisées pour passer S. stercoralis, et les rats ont été utilisés pour passer S. ratti. Toutes les procédures ont été approuvées par le Bureau de surveillance de la recherche animale de l’UCLA (Protocole n ° 2011-060-21A), qui adhère aux normes AAALAC et au Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Les tâches suivantes doivent être effectuées au moins un jour avant la microinjection : culture de vers, préparation de tampons de micro-…

Representative Results

Si l’expérience est couronnée de succès, les larves F1 exprimeront le phénotype transgénique et/ou mutant d’intérêt (Figure 4). Cependant, les taux de transformation sont très variables et dépendent des constructions, de la santé des vers, des conditions de culture post-injection et de l’habileté de l’expérimentateur. En général, une expérience réussie donnera >15 larves F1 par femelle injectée et un taux de transformation de >3% pour les marque…

Discussion

Ce protocole de microinjection détaille les méthodes d’introduction de constructions pour la transgénèse et la mutagénèse médiée par CRISPR/Cas9 chez S. stercoralis et S. ratti. Pour S. stercoralis et S. ratti, la survie post-injection et le taux de transgénèse ou de mutagénèse sont soumis à plusieurs variables qui peuvent être affinées.

La première considération critique pour une transgénèse réussie est la façon dont les transgènes …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

pPV540 et pPV402 étaient de bons cadeaux du Dr James Lok de l’Université de Pennsylvanie. Nous remercions Astra Bryant pour ses commentaires utiles sur le manuscrit. Ce travail a été financé par un Burroughs-Wellcome Fund Investigators in the Pathogenesis of Disease Award, un Howard Hughes Medical Institute Faculty Scholar Award et National Institutes of Health R01 DC017959 (E.A.H.).

Materials

(−)-Nicotine, ≥99% (GC), liquid Sigma-Aldrich N3876-5ML nicotine for paralyzing worms
3" iron C-clamp, 3" x 2" (capacity x depth) VWR 470121-790 C-clamp to secure setup to bench top
Agarose LE Phenix RBA-500 agarose for slides
Bone char, 4 lb pail, 10 x 28 mesh Ebonex n/a charcoal for fecal-charcoal cultures
Bone char, granules, 10 x 28 mesh Reade bonechar10x28 charcoal for fecal-cultures (alternative to the above)
Coarse micromanipulator Narishige MMN-1 coarse micromanipulator
Corning Costar Spin-X centrifuge tube filters Fisher 07-200-385 microfilter column
Cover glass, 48 x 60 mm, No. 1 thickness Brain Research Lab 4860-1 coverslips (48 x 60 mm)
Deep Petri dishes, heavy version with 6 vents, 100 mm diameter VWR 82050-918 10 cm Petri dishes (for fecal-charcoal cultures)
Eisco retort base w/ rod Fisher 12-000-101 stand for Baermann apparatus
Eppendorf FemtoJet microinjector microloader tips VWR 89009-310 for filling microinjection needles
Fisherbrand absorbent underpads Fisher 14-206-62 bench paper (for prepping)
Fisherbrand Cast-Iron Rings Fisher 14-050CQ Baermann o-ring
Fisherbrand tri-cornered polypropylene beakers Fisher 14-955-111F Plastic beaker (for mixing)
Fisherbrand tri-cornered polypropylene beakers Fisher 14-955-111F Plastic beaker (for catch bucket/water bucket)
Fisherbrand tri-cornered polypropylene beakers Fisher 14-955-111F Plastic beaker (x2) (to make holder)
Gorilla epoxie in syringe McMaster-Carr 7541A51 glue (to attach tubing)
Halocarbon oil 700 Sigma-Aldrich H8898-50ML halocarbon oil
High-temperature silicone rubber tubing for food and beverage, 1/2" ID, 5/8" OD McMaster-Carr 3038K24 tubing (for funnel)
KIMAX funnels, long stem, 60° Angle, Kimble Chase VWR 89001-414 Baermann funnel
Kimberly-Clark Professional Kimtech Science benchtop protectors Fisher 15-235-101 bench paper (for prepping)
Leica stereomicroscope with fluorescence Leica M165 FC GFP stereomicroscope for identifying and sorting transgenic worms
microINJECTOR brass straight arm needle-holder Tritech MINJ-4 microinjection needle holder
microINJECTOR system Tritech MINJ-1 microinjection system
Mongolian Gerbils Charles River Laboratories 213-Mongolian Gerbil gerbils for maintenance of S. stercoralis, male 4-6 weeks
Nasco Whirl-Pak easy-to-close bags, 18 oz VWR 11216-776 Whirl-Pak sample bags
Nylon tulle (mesh) Jo-Ann Fabrics zprd_14061949a nylon mesh for Baermann holder
Platinum wire, 36 Gauge, per inch Thomas Scientific 1233S72 platinum/iridium wire for worm picks
Puritan tongue depressors, 152 mm (L) x 17.5 mm (W) VWR 62505-007 wood sticks (for mixing samples)
QIAprep Spin Miniprep Kit (250) QIAGEN 27106 QIAGEN miniprep kit
Rats-Long Evans Envigo 140 HsdBlu:LE Long Evans rats for maintenance of S. ratti, female 4-6 weeks
Rats-Sprague Dawley Envigo 002 Hsd:Sprague Dawley SD rats for maintenance of S. ratti, female 4-6 weeks
Really Useful Boxes translucent storage boxes with lids, 1.6 L capacity, 7-5/8" x 5-5/16" x 4-5/16" Office Depot 452369 plastic boxes for humidified chamber
Shepherd techboard, 8 x 16.5 inches Newco 999589 techboard
Stainless steel raised wire floor Ancare R20SSRWF wire cage bottoms
StalkMarket compostable cutlery spoons, 6", white, pack of 1,000 Office Depot 9587303 spoons
Stender dish, stacking type, 37 x 25 mm Carolina (Science) 741012 watch glasses (small, round)
Stereomicroscope Motic K-400 LED dissecting prep scope
Storage tote, color clear/white, outside height 4-7/8 in, outside length 13-5/8 in, Sterilite Grainger 53GN16 plastic boxes for humidified chamber
Sutter P-30 micropipette puller Sutter P-30/P needle puller with platinum/iridium filament
Syracuse watch glasses Fisher S34826 watch glasses (large, round)
Thermo Scientific Castaloy fixed-angle clamps Fisher 05-769-2Q funnel clamps (2x)
Three-axis hanging joystick oil hydrolic micromanipulator Narishige MM0-4 fine micromanipulator
United Mohr pinchcock clamps Fisher S99422 Pinch clamps (2x)
Vented, sharp-edge Petri dishes (60 mm diameter) Tritech Research T3308P 6 cm Petri dishes (for small-scale fecal-charcoal cultures)
VWR light-duty tissue wipers VWR 82003-820 lining for Baermann holder
watch glass, square, 1-5/8 in Carolina (Science) 742300 watch glasses (small, square)
Whatman qualitative grade plain circles, grade 1, 5.5 cm diameter Fisher 09-805B filter paper (for 6 cm Petri dishes)
Whatman qualitative grade plain circles, grade 1, 9 cm diameter Fisher 09-805D filter paper (for 10 cm Petri dishes)
World Precision Instrument borosilicate glass capillary, 1.2 mm x 4 in Fisher 50-821-813 glass capillaries for microinjection needles
X-Acto Knives, No. 1 Knife With No. 11 Blade Office Depot 238816 X-Acto knives without blades to hold worm picks
Zeiss AxioObserver A1 Zeiss n/a inverted microscope

References

  1. Krolewiecki, A. J., et al. A public health response against Strongyloides stercoralis: time to look at soil-transmitted helminthiasis in full. PLoS Neglected Tropical Diseases. 7 (5), 2165 (2013).
  2. Buonfrate, D., et al. The global prevalence of Strongyloides stercoralis infection. Pathogens. 9 (6), 468 (2020).
  3. Castelletto, M. L., Gang, S. S., Hallem, E. A. Recent advances in functional genomics for parasitic nematodes of mammals. Journal of Experimental Biology. 223, 206482 (2020).
  4. Evans, T. C., et al. Transformation and microinjection. WormBook. , (2006).
  5. Lok, J. B., Unnasch, T. R., et al. Transgenesis in animal parasitic nematodes: Strongyloides spp. and Brugia spp. WormBook. , (2013).
  6. Shao, H. G., Li, X. S., Lok, J. B. Heritable genetic transformation of Strongyloides stercoralis by microinjection of plasmid DNA constructs into the male germline. International Journal for Parasitology. 47 (9), 511-515 (2017).
  7. Schafer, T. W., Skopic, A. Parasites of the small intestine. Current Gastroenterology Reports. 8 (4), 312-320 (2006).
  8. Stiernagle, T. Maintenance of C. elegans. The C. elegans Research Community, WormBook. , (2006).
  9. Gang, S. S., et al. Targeted mutagenesis in a human-parasitic nematode. PLoS Pathogens. 13 (10), 1006675 (2017).
  10. Lok, J. B. Strongyloides stercoralis: a model for translational research on parasitic nematode biology. The C. elegans Research Community, WormBook. , (2007).
  11. Hawdon, J. M., Schad, G. A. Long-term storage of hookworm infective larvae in buffered saline solution maintains larval responsiveness to host signals. Proceedings of the Helminthological Society of Washington (USA). 58 (1), 140-142 (1991).
  12. Bargmann, C. I., Hartwieg, E., Horvitz, H. R. Odorant-selective genes and neurons mediate olfaction in C. elegans. Cell. 74 (3), 515-527 (1993).
  13. Junio, A. B., et al. Strongyloides stercoralis: cell- and tissue-specific transgene expression and co-transformation with vector constructs incorporating a common multifunctional 3′ UTR. Experimental Parasitology. 118 (2), 253-265 (2008).
  14. Gang, S. S., et al. Chemosensory mechanisms of host seeking and infectivity in skin-penetrating nematodes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 117 (30), 17913-17923 (2020).
  15. Bryant, A. S., et al. A critical role for thermosensation in host seeking by skin-penetrating nematodes. Current Biology. 28 (14), 2338-2347 (2018).
  16. Lok, J. B. Nucleic acid transfection and transgenesis in parasitic nematodes. Parasitology. 139 (5), 574-588 (2012).
  17. Shao, H., et al. Transposon-mediated chromosomal integration of transgenes in the parasitic nematode Strongyloides ratti and establishment of stable transgenic lines. PLoS Pathogens. 8 (8), 1002871 (2012).
  18. Lok, J. piggyBac: a vehicle for integrative DNA transformation of parasitic nematodes. Mobile Genetic Elements. 3 (2), 24417 (2013).
  19. Li, X., et al. Successful transgenesis of the parasitic nematode Strongyloides stercoralis requires endogenous non-coding control elements. International Journal for Parasitology. 36 (6), 671-679 (2006).
  20. Bryant, A. S., Hallem, E. A. The Wild Worm Codon Adapter: a web tool for automated codon adaptation of transgenes for expression in non-Caenorhabditis nematodes. G3. 3 (7), (2021).
  21. Crane, M., et al. In vivo measurements reveal a single 5′-intron is sufficient to increase protein expression level in Caenorhabditis elegans. Scientific Reports. 9 (1), 9192 (2019).
  22. Han, Z., et al. Improving transgenesis efficiency and CRISPR-associated tools through codon optimization and native intron addition in Pristionchus nematodes. 유전학. 216 (4), 947-956 (2020).
  23. Adams, S., Pathak, P., Shao, H., Lok, J. B., Pires-daSilva, A. Liposome-based transfection enhances RNAi and CRISPR-mediated mutagenesis in non-model nematode systems. Scientific Reports. 9 (1), 483 (2019).
  24. Dulovic, A., Puller, V., Streit, A. Optimizing culture conditions for free-living stages of the nematode parasite Strongyloides ratti. Experimental Parasitology. 168, 25-30 (2016).
  25. Harvey, S. C., Gemmill, A. W., Read, A. F., Viney, M. E. The control of morph development in the parasitic nematode Strongyloides ratti. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 267 (1457), 2057-2063 (2000).
  26. Kim, A., Pyykko, I. Size matters: versatile use of PiggyBac transposons as a genetic manipulation tool. Molecular and Cellular Biochemistry. 354 (1-2), 301-309 (2011).
  27. Lok, J. B., Shao, H., Massey, H. C., Li, X. Transgenesis in Strongyloides and related parasitic nematodes: historical perspectives, current functional genomic applications and progress towards gene disruption and editing. Parasitology. 144 (3), 327-342 (2017).
  28. Farboud, B., Meyer, B. J. Dramatic enhancement of genome editing by CRISPR/Cas9 through improved guide RNA design. 유전학. 199 (4), 959-971 (2015).
  29. Cheong, M. C., et al. Identification of a nuclear receptor/coactivator developmental signaling pathway in the nematode parasite Strongyloides stercoralis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 118 (8), 2021864118 (2021).
  30. Nolan, T. J., Megyeri, Z., Bhopale, V. M., Schad, G. A. Strongyloides stercoralis: the first rodent model for uncomplicated and hyperinfective strongyloidiasis, the Mongolian gerbil (Meriones unguiculatus). Journal of Infectious Diseases. 168 (6), 1479-1484 (1993).
  31. Li, X., et al. Transgenesis in the parasitic nematode Strongyloides ratti. Molecular and Biochemical Parasitology. 179 (2), 114-119 (2011).
  32. Viney, M. E. Exploiting the life cycle of Strongyloides ratti. Parasitology Today. 15 (6), 231-235 (1999).
  33. Stoltzfus, J. D., Massey, H. C., Nolan, T. J., Griffith, S. D., Lok, J. B. Strongyloides stercoralis age-1: a potential regulator of infective larval development in a parasitic nematode. PLoS ONE. 7 (6), 38587 (2012).
  34. Castelletto, M. L., Massey, H. C., Lok, J. B. Morphogenesis of Strongyloides stercoralis infective larvae requires the DAF-16 ortholog FKTF-1. PLoS Pathogens. 5 (4), 1000370 (2009).
  35. Douglas, B., et al. Transgenic expression of a T cell epitope in Strongyloides ratti reveals that helminth-specific CD4+ T cells constitute both Th2 and Treg populations. PLoS Pathogens. 17 (7), 1009709 (2021).

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Cite This Article
Castelletto, M. L., Hallem, E. A. Generating Transgenics and Knockouts in Strongyloides Species by Microinjection. J. Vis. Exp. (176), e63023, doi:10.3791/63023 (2021).

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