JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
신경과학

בדיקה מבוססת ספקטרוסקופיה פלואורסצנטית חסכונית בזמן להערכת מצב פולמור Actin במכרסמים ורקמות מוח אנושיות

Published: June 03, 2021
doi:
10.3791/62268
,
1Department of Anatomy, School of Biomedical Sciences,University of Otago

Summary

אנו מדווחים על בדיקה פשוטה, יעילה בזמן וספקטרוסקופיה מבוססת תפוקה גבוהה לכימות סיבי אקטין בדגימות ביולוגיות אקס ויוו מרקמות המוח של מכרסמים ונבדקים אנושיים.

Abstract

Actin, המרכיב העיקרי של cytoskeleton, ממלא תפקיד קריטי בשמירה על המבנה והתפקוד העצבי. תחת מצבים פיזיולוגיים, actin מתרחשת בשיווי משקל בשתי צורותיה: כדורית מונומרית (G-actin) וסיבים פולימריים (F- actin). במסופים הסינפטיים, actin cytoskeleton מהווה את הבסיס לפונקציות קריטיות לפני ואחרי סינפטית. יתר על כן, שינויים דינמיים במצב פילמור actin (אינטרקוונהפיכה בין צורות כדוריות חוטית של actin) קשורים קשר הדוק לשינויים הקשורים פלסטיות במבנה ובתפקוד סינפטי. אנו מדווחים כאן על מתודולוגיה מבוססת פלואורסצנטיות שונה כדי להעריך את מצב הפולמליזציה של actin בתנאי ex vivo. ה-assay משתמש בפאלואידין בעל תווית פלואורסצנטית, פלוטוקסין שנקשר במיוחד לסיבי אקטין (F-actin), ומספק מידה ישירה של אקטין סיבי פולימרי. כהוכחה לעיקרון, אנו מספקים ראיות להתאמת ההסתעפות של ההסתעפות הן ברקמת המוח האנושית מכרסמים והן בהומוגנטים שלאחר המוות. באמצעות latrunculin A (תרופה depolymerizes סיבי actin), אנו מאשרים את התועלת של ההסתערות בניטור שינויים ברמות F-actin. כמו כן, אנו מרחיבים את ההסמכה לשברים ביוכימיים של מסופי סינפטית מבודדים שבהם אנו מאשרים פולמריזציה actin מוגברת על ידי גירוי על ידי דפולריזציה עם K חוץ תאי גבוה+.

Introduction

אקטין חלבון Cytoskeletal מעורב בפונקציות תאיות מרובות, כולל תמיכה מבנית, תחבורה סלולרית, תנועתיות תאים וחלוקה. אקטין מתרחשת בשיווי משקל בשתי צורות: אקטין כדורי מונומרי (G-actin) ואקטין סיבי פולימרי (F-actin). שינויים מהירים במצב הפילמור של actin (בין צורות G ו- F) לגרום הרכבה חוט מהיר ופירוק ביסוד תפקידיה הרגולטוריים בפיזיולוגיה התאית. Actin מהווה את המרכיב העיקרי של המבנה cytoskeletal העצבי ומשפיע על מגוון רחב של פונקציות עצביות1,2. יש לציין כי האקטין ציטוסקלטון מהווה חלק בלתי נפרד מהפלטפורמה המבנית של המסופים הסינפטיים. ככזה, הוא דטרמיננטה מרכזית של מורפוגנזה סינפטית ופיזיולוגיה וממלא תפקיד בסיסי בשליטה על הגודל, המספר והמורפולוגיה של הסינפסות3,4,5. בפרט, דינאמי actin polymerization-depolymerization הוא דטרמיננטה מפתח של שיפוץ סינפטי הקשורים פלסטיות סינפטית שבבסיס תהליכי הזיכרון והלמידה. ואכן, הן presynaptic (כגון שחרור נוירוטרנסמיטר6,7,8,9,10) ו פונקציות postsynaptic (פלסטיות הקשורות שיפוץ דינמי11,12,13,14) להסתמך באופן ביקורתי על שינויים דינמיים במצב פולמור של cytoskeleton actin.

בתנאים פיזיולוגיים, רמות F-actin מוסדר באופן דינמי והדוק באמצעות מסלול רב-מודאלי מעורבים שינוי posttranslational4,15,16, כמו גם חלבונים מחייבים actin (ABPs)4,17. ABPs יכול להשפיע על דינמיקה actin ברמות מרובות (כגון ייזום או עיכוב פילמור, גרימת הסתעפות חוטים, ניתוק חוטים לחתיכות קטנות יותר, קידום depolymerization, והגנה מפני דפולימריזציה), והם בתורו תחת שליטה מודולטורית מחמירה רגיש לאותות חוץ תאיים שונים18,19,20. בדיקות רגולטוריות כאלה ברמות מרובות מכתיבות רגולציה קפדנית של דינמיקה actin ב cytoskeleton סינפטית, כוונון עדין מראש ופוסט-סינפטי היבטים של פיזיולוגיה עצבית הן במצב הבסיסי והן במצבים הנגרמים על ידי פעילות.

בהתחשב בתפקידים החשובים של actin בפיזיולוגיה העצבית, אין זה מפתיע כי מספר מחקרים סיפקו ראיות לשינויים בדינמיקה actin כמו אירועים פתוגניים קריטיים הקשורים למגוון רחב של הפרעות נוירולוגיות כולל ניוון עצבי, מחלות פסיכולוגיות, כמו גם מחלות נוירו-התפתחותיות3,21,22,23,24,25,26,27. למרות שפע של נתוני מחקר המצביעים על תפקידי מפתח של actin בפיזיולוגיה עצבית ופתופיזיולוגיה, עם זאת, פערים משמעותיים עדיין נשארים בהבנת הדינמיקה actin, במיוחד על cytoskeleton סינפטית. דרושים מחקרים נוספים כדי להבין טוב יותר את האקטין העצבי ואת השינויים שלו בתנאים פתולוגיים. תחום מרכזי אחד של מיקוד בהקשר זה הוא הערכת מצב פולמור actin. יש ערכות מסחריות מערביות מבוססות סופג (G-Actin / F-Actin בערכה ביוכימית vivo assay; Cytoskeleton SKU BK03728,29) ו מבחנים תוצרת בית להערכת רמות F-actin6. עם זאת, מכיוון שאלה דורשים בידוד ביוכימי של F-actin ו- G-actin ומכיוון שהכימות הבא שלהם מבוסס על פרוטוקולים immunoblotting, הם יכולים להיות זמן רב. אנו מדווחים בזאת על בדיקה מבוססת ספקטרוסקופיה פלואורסצנטית שהותאמה ממחקר קודם30 עם שינויים שניתן להשתמש בהם כדי להעריך הן את רמות הבסיס של F-actin, כמו גם שינויים דינמיים בפירוק ההרכבה שלה. יש לציין כי שינינו ביעילות את הפרוטוקול המקורי הדורש דגימות המתאימות ל- 1 מ”ל cuvette לפורמט הלוח הנוכחי של 96 באר. הפרוטוקול שהשתנה ולכן הפחית באופן משמעותי את כמות הרקמה / מדגם הנדרש עבור ההסתעפות. כמו כן, אנו מספקים ראיות כי הפרוטוקול מתאים לא רק רקמת המוח הומוגנטים, אלא גם שברים תת תאיים כגון מסופים סינפטיים מבודדים (סינפטוזומים סינפטונוזומים). לבסוף, ניתן להשתמש במד”א עבור רקמות מוח של מכרסמים שזה עתה נותחו ודגימות מוח אנושיות מאוחסנות לטווח ארוך לאחר המוות. יש לציין, בעוד ההסתעפות מוצגת בהקשר עצבי, זה יכול להיות מורחב כראוי לסוגי תאים אחרים ותהליכים פיזיולוגיים הקשורים אליהם.

Protocol

כל ההליכים הניסיוניים בוצעו בהתאם לתקנות ועדת האתיקה של אוניברסיטת אוטגו בטיפול ובשימוש בחיות מעבדה (פרוטוקול אתיקה מס’. AUP95/18 ו- AUP80/17) ובית המחוקקים של ניו זילנד. רקמות המוח האנושי התקבלו מהבנק לרקמות נוירולוגיות של בית החולים Clínic-IDIBAPS BioBank בברצלונה, ספרד. כל פרוטוקולי איסוף הרקמות אושרו ע?…

Representative Results

ליניאריות של ההסתעפות להערכת רמות F-actinראשית, נקבעה עקומה סטנדרטית לעלייה הליניארית בפלואורסצנטיות של אלקסה פלואור 647 פאלודין וחזרה על עצמה בכל קבוצת ניסויים(איור 1). כדי לחקור את הטווח הליניארי של ההסתעפות, עובדו כמויות שונות של הומוגנטים במוח ממכרסמים (איו…

Discussion

ההסתייגות המתוארת כאן, המותאמת למעשה ממחקר קודם30 עם שינויים, מעסיקה פלוטוקסין, פאלודין מתויג עם תווית פלואורסצנטית. אנלוגים פאלודין פלואורסצנטי נחשבים תקן הזהב עבור כתמי סיבי actin ברקמות קבועות47,48,49. למעשה, הם הכלים העתיקים ב?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכה על ידי הקרן הנוירולוגית של ניו זילנד (1835-PG), המועצה לחקר הבריאות של ניו זילנד (#16-597) והמחלקה לאנטומיה, אוניברסיטת אוטגו, ניו זילנד. אנו חייבים לבנק הרקמות הנוירולוגיות של HCB-IDIBAPS BioBank (ספרד) עבור רקמות המוח האנושי. אנו מודים לג’יאקסיאן ג’אנג על עזרתה בהקלטה ועריכה של הסרטון.

Materials

3.5 mL, open-top thickwall polycarbonate tube Beckman Coulter 349622 For gradient centrifugation (synaptosome prep)
Alexa Fluor 647 Phalloidin Thermo Fisher Scientific A22287 F-actin specific ligand
Antibody against  b-actin Santa Cruz Biotechnology Sc-47778 For evaluation of total actin levels by immunoblotting
Antibody against GAPDH Abcam Ab181602 For evaluation of GAPDH levels by immunoblotting
Bio-Rad Protein Assay Dye Reagent Concentrate Bio-Rad 5000006 Bradford based protein estimation
Calcium chloride dihydrate (CaCl2·2H2O) Sigma-Aldrich C3306 Krebs buffer component
cOmplete, Mini, EDTA-free Protease Inhibitor Cocktail Sigma-Aldrich 4693159001 For inhibition of endogenous protease activity during sample preparation
Corning 96-well Clear Flat Bottom Polystyrene Corning 3596 For light-scattering measurements
D-(+)-Glucose Sigma-Aldrich G8270 Krebs buffer component
Dimethyl sulfoxide Sigma-Aldrich D5879 Solvent for phalloidin and latrunculin A
Fluorescent flatbed scanner (Odyssey Infrared Scanner) Li-Cor Biosciences For detection of immunoreactive signals on immunoblots
Glutaraldehyde solution (25% in water) Grade II Sigma-Aldrich G6257 Fixative
HEPES Sigma-Aldrich H3375 Buffer ingredient for sample preparation and Krebs buffer component
Latrunculin A Sigma-Aldrich L5163 Depolymerizer of actin filaments
Magnesium chloride hexahydrate (MgCl2·6H2O) Sigma-Aldrich M2670 Krebs buffer component
Microplates
Mitex membrane filter 5 mm Millipore LSWP01300 Preparation of synaptoneurosomes
Nunc F96 MicroWell Black Plate Thermo Fisher Scientific 237105 For fluorometric measurements
Nylon net filter 100 mm Millipore NY1H02500 Preparation of synaptoneurosomes
Phosphatase Inhibitor Cocktail IV Abcam ab201115 For inhibition of endogenous phosphatase activity during sample preparation
Potassium chloride (KCl) Sigma-Aldrich P9541 Krebs buffer component and for depolarization of synaptic terminals
Potassium phosphate monobasic ((KH2PO4) Sigma-Aldrich P9791 Krebs buffer component
Sodium borohydride (NaBH4) Sigma-Aldrich 71320 Component of Permeabilization buffer
Sodium chloride (NaCl) LabServ (Thermo Fisher Scientific) BSPSL944 Krebs buffer component
Sodium hydrogen carbonate (NaHCO3) LabServ (Thermo Fisher Scientific) BSPSL900 Krebs buffer component
SpectraMax i3x Molecular Devices For fluorometric measurements
Sucrose Fisher Chemical S/8600/60 Buffer ingredient for sample preparation
Swimnex Filter Holder Millipore Sx0001300 Preparation of synaptoneurosomes
Tissue grinder 5 mL Potter-Elvehjem Duran Wheaton Kimble 358034 For tissue homogenization
Triton X-100 Sigma-Aldrich X100 Component of Permeabilization buffer
Trizma base Sigma-Aldrich T6066 Buffer ingredient for sample preparation
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Penzes, P., Rafalovich, I. Regulation of the actin cytoskeleton in dendritic spines. Advances in Experimental Medicine and Biology. 970, 81-95 (2012).
  2. Venkatesh, K., Mathew, A., Koushika, S. P. Role of actin in organelle trafficking in neurons. Cytoskeleton. 77 (3-4), 97-109 (2020).
  3. Shirao, T., González-Billault, C. Actin filaments and microtubules in dendritic spines. Journal of Neurochemistry. 126 (2), 155-164 (2013).
  4. Bertling, E., Hotulainen, P. New waves in dendritic spine actin cytoskeleton: From branches and bundles to rings, from actin binding proteins to post-translational modifications. Molecular and Cellular Neuroscience. 84, 77-84 (2017).
  5. Bellot, A., et al. The structure and function of actin cytoskeleton in mature glutamatergic dendritic spines. Brain Research. 1573, 1-16 (2014).
  6. Wolf, M., et al. ADF/Cofilin controls synaptic actin dynamics and regulates synaptic vesicle mobilization and exocytosis. Cerebral Cortex. 25 (9), 2863-2875 (2015).
  7. Morales, M., Colicos, M. A., Goda, Y. Actin-dependent regulation of neurotransmitter release at central synapses. Neuron. 27 (3), 539-550 (2000).
  8. Doussau, F., Augustine, G. J. The actin cytoskeleton and neurotransmitter release: An overview. Biochimie. 82 (4), 353-363 (2000).
  9. Sakaba, T., Neher, E. Involvement of actin polymerization in vesicle recruitment at the calyx of held synapse. Journal of Neuroscience. , (2003).
  10. Lee, J. S., Ho, W. K., Lee, S. H. Actin-dependent rapid recruitment of reluctant synaptic vesicles into a fast-releasing vesicle pool. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. , (2012).
  11. Rust, M. B., et al. Learning, AMPA receptor mobility and synaptic plasticity depend on n-cofilin-mediated actin dynamics. EMBO Journal. 29, 1889-1902 (2010).
  12. Bosch, M., et al. Structural and molecular remodeling of dendritic spine substructures during long-term potentiation. Neuron. 82, 444-459 (2014).
  13. Hanley, J. G. Actin-dependent mechanisms in AMPA receptor trafficking. Frontiers in Cellular Neuroscience. 8, 381 (2014).
  14. Kasai, H., Fukuda, M., Watanabe, S., Hayashi-Takagi, A., Noguchi, J. Structural dynamics of dendritic spines in memory and cognition. Trends in Neurosciences. 33, 121-129 (2010).
  15. Terman, J. R., Kashina, A. Post-translational modification and regulation of actin. Current Opinion in Cell Biology. 25 (1), 30-38 (2013).
  16. Wilson, C., Terman, J. R., González-Billault, C., Ahmed, G. Actin filaments-A target for redox regulation. Cytoskeleton. 73, 577-595 (2016).
  17. Borovac, J., Bosch, M., Okamoto, K. Regulation of actin dynamics during structural plasticity of dendritic spines: Signaling messengers and actin-binding proteins. Molecular and Cellular Neuroscience. 91, 122-130 (2018).
  18. Saneyoshi, T., Hayashi, Y. The Ca2+ and Rho GTPase signaling pathways underlying activity-dependent actin remodeling at dendritic spines. Cytoskeleton. 69 (8), 545-554 (2012).
  19. Mizuno, K. Signaling mechanisms and functional roles of cofilin phosphorylation and dephosphorylation. Cellular Signalling. 25 (2), 457-469 (2013).
  20. Dos Remedios, C. G., et al. Actin binding proteins: Regulation of cytoskeletal microfilaments. Physiological Reviews. 83 (2), 433-473 (2003).
  21. Bamburg, J. R., Bernstein, B. W. Actin dynamics and cofilin-actin rods in Alzheimer disease. Cytoskeleton. 73 (9), 477-497 (2016).
  22. Penzes, P., VanLeeuwen, J. E. Impaired regulation of synaptic actin cytoskeleton in Alzheimer’s disease. Brain Research Reviews. 67 (1-2), 184-192 (2011).
  23. Pelucchi, S., Stringhi, R., Marcello, E. Dendritic spines in Alzheimer’s disease: How the actin cytoskeleton contributes to synaptic failure. International Journal of Molecular Sciences. 21 (3), 908 (2020).
  24. Kounakis, K., Tavernarakis, N. The Cytoskeleton as a Modulator of Aging and Neurodegeneration. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1178, 227-245 (2019).
  25. Nishiyama, J. Plasticity of dendritic spines: Molecular function and dysfunction in neurodevelopmental disorders. Psychiatry and Clinical Neurosciences. 73 (9), 541-550 (2019).
  26. Michaelsen-Preusse, K., Feuge, J., Korte, M. Imbalance of synaptic actin dynamics as a key to fragile X syndrome. Journal of Physiology. 596 (14), 2773-2782 (2018).
  27. Hensel, N., Claus, P. The Actin Cytoskeleton in SMA and ALS: How Does It Contribute to Motoneuron Degeneration. Neuroscientist. 24 (1), 54-72 (2018).
  28. Kommaddi, R. P., et al. Aβ mediates F-actin disassembly in dendritic spines leading to cognitive deficits in alzheimer’s disease. Journal of Neuroscience. 38 (5), 1085-1099 (2018).
  29. Kommaddi, R. P., et al. Glutaredoxin1 Diminishes Amyloid Beta-Mediated Oxidation of F-Actin and Reverses Cognitive Deficits in an Alzheimer’s Disease Mouse Model. Antioxidants and Redox Signaling. 31 (18), 1321-1338 (2019).
  30. Bernstein, B. W., Bamburg, J. R. Cycling of actin assembly in synaptosomes and neurotransmitter release. Neuron. 3 (2), 257-265 (1989).
  31. Sapan, C. V., Lundblad, R. L., Price, N. C. Colorimetric protein assay techniques. Biotechnology and applied biochemistry. 29 (2), 99-108 (1999).
  32. Kolodziej, A., et al. High resolution quantitative synaptic proteome profiling of mouse brain regions after auditory discrimination learning. Journal of Visualized Experiments. (118), e54992 (2016).
  33. Byun, Y. G., Chung, W. S. A novel in vitro live-imaging assay of astrocyte-mediated phagocytosis using pH indicator-conjugated synaptosomes. Journal of Visualized Experiments. (132), e56647 (2018).
  34. Chmielewska, J. J., Kuzniewska, B., Milek, J., Urbanska, K., Dziembowska, M. Neuroligin 1, 2, and 3 Regulation at the Synapse: FMRP-Dependent Translation and Activity-Induced Proteolytic Cleavage. Molecular Neurobiology. 56 (4), 2741-2759 (2019).
  35. Kuzniewska, B., Chojnacka, M., Milek, J., Dziembowska, M. Preparation of polysomal fractions from mouse brain synaptoneurosomes and analysis of polysomal-bound mRNAs. Journal of Neuroscience Methods. 293, 226-233 (2018).
  36. Fischer, M., Kaech, S., Knutti, D., Matus, A. Rapid actin-based plasticity in dendritic spines. Neuron. 20 (5), 847-854 (1998).
  37. Caesar, M., Felk, S., Aasly, J. O., Gillardon, F. Changes in actin dynamics and F-actin structure both in synaptoneurosomes of LRRK2(R1441G) mutant mice and in primary human fibroblasts of LRRK2(G2019S) mutation carriers. 신경과학. 284, 311-324 (2015).
  38. Star, E. N., Kwiatkowski, D. J., Murthy, V. N. Rapid turnover of actin in dendritic spines and its regulation by activity. Nature Neuroscience. 5, 239-246 (2002).
  39. Okamoto, K. I., Nagai, T., Miyawaki, A., Hayashi, Y. Rapid and persistent modulation of actin dynamics regulates postsynaptic reorganization underlying bidirectional plasticity. Nature Neuroscience. 7, 1104-1112 (2004).
  40. Bernstein, B. W., Dewit, M., Bamburg, J. R. Actin disassembles reversibly during electrically induced recycling of synaptic vesicles in cultured neurons. Molecular Brain Research. 53 (1-2), 236-250 (1998).
  41. Ahmad, F., Liu, P. Synaptosome as a tool in Alzheimer’s disease research. Brain Research. 1746, 147009 (2020).
  42. Ahmad, F., et al. Isoform-specific hyperactivation of calpain-2 occurs presymptomatically at the synapse in Alzheimer’s disease mice and correlates with memory deficits in human subjects. Scientific Reports. 8 (1), 13119 (2018).
  43. Ahmad, F., et al. Reactive Oxygen Species-Mediated Loss of Synaptic Akt1 Signaling Leads to Deficient Activity-Dependent Protein Translation Early in Alzheimer’s Disease. Antioxidants and Redox Signaling. 27 (16), 1269-1280 (2017).
  44. Ahmad, F., et al. Developmental lead (Pb)-induced deficits in redox and bioenergetic status of cerebellar synapses are ameliorated by ascorbate supplementation. Toxicology. 440, 152492 (2020).
  45. Ahmad, F., Salahuddin, M., Alsamman, K., Herzallah, H. K., Al-Otaibi, S. T. Neonatal maternal deprivation impairs localized de novo activity-induced protein translation at the synapse in the rat hippocampus. Bioscience Reports. 38 (3), 0118 (2018).
  46. Ahmad, F., Salahuddin, M., Alsamman, K., Almulla, A. A., Salama, K. F. Developmental lead (Pb)-induced deficits in hippocampal protein translation at the synapses are ameliorated by ascorbate supplementation. Neuropsychiatric Disease and Treatment. 14, 3289-3298 (2018).
  47. Melak, M., Plessner, M., Grosse, R. Actin visualization at a glance. Journal of Cell Science. 130 (3), 525-530 (2017).
  48. Adams, A. E. M., Pringle, J. R. Staining of actin with fluorochrome-conjugated phalloidin. Methods in Enzymology. 194, 729-731 (1991).
  49. Belin, B. J., Goins, L. M., Mullins, R. D. Comparative analysis of tools for live cell imaging of actin network architecture. BioArchitecture. 4 (6), 189-202 (2014).
  50. Wulf, E., Deboben, A., Bautz, F. A., Faulstich, H., Wieland, T. Fluorescent phallotoxin, a tool for the visualization of cellular actin. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 76, 4498-4502 (1979).
  51. Taffarel, M., de Souza, M. F., Machado, R. D., de Souza, W. Localization of actin in the electrocyte of Electrophorus electricus L. Cell and Tissue Research. 242, 453-455 (1985).
  52. Glebov, O. O. Distinct molecular mechanisms control levels of synaptic F-actin. Cell Biology International. 44 (1), 336-342 (2020).
  53. Dancker, P., Löw, I., Hasselbach, W., Wieland, T. Interaction of actin with phalloidin:. Polymerization and stabilization of F-actin. BBA – Protein Structure. , (1975).
  54. Lengsfeld, A. M., Löw, I., Wieland, T., Dancker, P., Hasselbach, W. Interaction of phalloidin with actin. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 71 (7), 2803-2807 (1974).
  55. Coluccio, L. M., Tilney, L. G. Phalloidin enhances actin assembly by preventing monomer dissociation. Journal of Cell Biology. 99, 529-535 (1984).
  56. Colicos, M. A., Collins, B. E., Sailor, M. J., Goda, Y. Remodeling of synaptic actin induced by photoconductive stimulation. Cell. 107 (5), 605-616 (2001).
  57. Lemieux, M. G., et al. Visualization of the actin cytoskeleton: Different F-actin-binding probes tell different stories. Cytoskeleton. 71, 157-169 (2014).
  58. Bubb, M. R., Senderowicz, A. M. J., Sausville, E. A., Duncan, K. L. K., Korn, E. D. Jasplakinolide, a cytotoxic natural product, induces actin polymerization and competitively inhibits the binding of phalloidin to F-actin. Journal of Biological Chemistry. , (1994).
  59. Holzinger, A. Jasplakinolide: an actin-specific reagent that promotes actin polymerization. Methods in molecular biology. 269, 14869-14871 (2009).

Tags

ActinCytoskeletonF-actinG-actinPolymerizationFluorescence SpectroscopyPhalloidinSynaptic TerminalsSynaptosomesSynaptoneurosomesNeuropathologyNeuronal Physiology

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Ahmad, F., Liu, P. A Time-Efficient Fluorescence Spectroscopy-Based Assay for Evaluating Actin Polymerization Status in Rodent and Human Brain Tissues. J. Vis. Exp. (172), e62268, doi:10.3791/62268 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image