JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
자동 번역
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
신경과학

Activiteit van Posterior Lateral Line Afferent Neurons tijdens het zwemmen in Zebrafish

Published: February 10, 2021
doi:
10.3791/62233
,
1Department of Biology,University of Florida, The Whitney Laboratory for Marine Bioscience

Summary

We beschrijven een protocol om veranderingen in de activiteit van het afferente neuron te volgen tijdens motorische commando’s in een model gewerveld haarcelsysteem.

Abstract

Sensorische systemen verzamelen signalen die essentieel zijn voor het sturen van gedrag, maar dieren moeten ontcijferen welke informatie biologisch relevant is. Voortbeweging genereert reafferent signalen die dieren moeten ontwarren van relevante zintuiglijke signalen van de omgeving. Wanneer een vis bijvoorbeeld zwemt, wordt de stroom die wordt gegenereerd door lichaamsgolvingen gedetecteerd door de mechanoreceptieve neuromasten, bestaande uit haarcellen, die het laterale lijnsysteem vormen. De haarcellen sturen vervolgens vloeibare bewegingsinformatie van de sensor naar de hersenen via de sensorische afferente neuronen. Tegelijkertijd wordt de uitvloeiing van het motorcommando doorgegeven aan haarcellen om sensorische overbelasting te voorkomen. Het remmende effect van voorspellende motorische signalen tijdens de voortbeweging is daarom van cruciaal belang bij het evalueren van de gevoeligheid van het laterale lijnsysteem. We hebben een in vivo elektrofysiologische benadering ontwikkeld om tegelijkertijd posterieure laterale lijnafferente neuron en ventrale motorische wortelactiviteit bij zebravislarven (4-7 dagen na bevruchting) te monitoren die enkele uren kan duren. Extracellulaire opnames van afferent neuronen worden bereikt met behulp van de losse patch clamp techniek, die activiteit van enkele of meerdere neuronen kan detecteren. Ventrale wortelopnamen worden uitgevoerd door de huid met glazen elektroden om motorneuronactiviteit te detecteren. Ons experimentele protocol biedt het potentieel om endogene of opgeroepen veranderingen in sensorische input over motorisch gedrag te volgen in een intact, gewerveld gewerveld gedrag.

Introduction

Afferent neuronen van mechanosensorische systemen verzenden informatie van haarcellen naar de hersenen tijdens het gehoor en evenwicht. Elektrofysiologie kan de gevoeligheid van afferente neuronen onthullen door middel van directe opnames. Hoewel hele celpatches van haarcellen een uitdaging kunnen zijn, is het opnemen van downstream afferente neuronen gemakkelijker en maakt het mogelijk om actiepotentiaal te beoordelen als reactie op gecontroleerde stimulaties1,2,3. Stimulerende haarcellen leiden tot hun afbuiging, die mechanosensorische structuren wijzigt, waardoor een toename van actiepotentiaal (spikes) in afferente neuronen4,5,6wordt geactiveerd . Bij afwezigheid van externe stimuli pieken afferente neuronen ook spontaan als gevolg van glutamaatlek uit de haarcellen op afferent post-synaptische terminals7,8, en is aangetoond dat ze bijdragen aan het handhaven van gevoeligheid9,10. Patchklemregistratie van afferente activiteit maakt observatie van haarcelgevoeligheid en signaaldynamiek mogelijk die niet mogelijk zijn met behulp van technieken met een lagere temporele resolutie, zoals in microfonica11,12 of functionele calciumbeeldvorming13,14,15. Het volgende protocol zal het mogelijk maken om afferente activiteit gelijktijdig met motorische commando’s te registreren om onmiddellijke veranderingen in de gevoeligheid van haarcellen te onthullen.

Zebravissen (Danio rerio) gebruiken haarcellen in neuromasten die het laterale lijnsysteem samenstellen om waterbeweging ten opzichte van hun lichaam te detecteren, wat wordt vertaald in neurale signalen die essentieel zijn voor navigatie16,17,18,roofdiervermijding, prooivangst19,20en scholing21. De waterstroom kan ook zelf worden gegenereerd door de bewegingen van zwemmen22,23,24,ademhaling22,25,26en voeding27. Dit gedrag bestaat uit repetitieve bewegingen die haarcellen kunnen vermoeien en de gevoeligheid kunnen aantasten. Daarom is het van cruciaal belang dat het laterale lijnsysteem onderscheid maakt tussen externe (exafferent) en zelfgegenereerde (reafferent) stroomprikkels. Een uitvloeiing dempt zelfgegenereerde stroomsignalen tijdens voortbeweging bij zebravissen. Dit remmende voorspellende motorsignaal wordt via dalende neuronen doorgegeven aan de sensorische receptoren om de input te wijzigen of de verwerking van de reafferent feedback28,29te onderbreken . Baanbrekend werk dat bijdroeg aan ons vroege begrip van dit feedforward-systeem was gebaseerd op in vitro preparaten waarbij de connectiviteit en endogene activiteit van het neurale circuit niet werden gehandhaafd28,30,31,32,33,34,35. Dit protocol beschrijft een benadering van het behoud van een intact neuraal circuit waar endogene feedbackdynamiek wordt gehandhaafd, waardoor een beter begrip van de uitvloeiing in vivo mogelijk wordt.

Het hier geschetste protocol beschrijft hoe posterieure laterale lijn afferent neuron en motorneuron activiteit tegelijkertijd in larvale zebravissen te controleren. Het karakteriseren van afferente signaaldynamiek voor, tijdens en na motorische commando’s geeft inzicht in real-time, endogene feedback van het centrale zenuwstelsel die de gevoeligheid van haarcellen tijdens de voortbeweging moduleert. Dit protocol beschrijft welke materialen voorafgaand aan experimenten moeten worden voorbereid en beschrijft vervolgens hoe zebravislarven kunnen worden verlamd en voorbereid. Het protocol zal beschrijven hoe een stabiele losse patchopname van afferent neuronen en extracellulaire ventrale wortel (VR) opnames van motorneuronen tot stand kan worden brengen. Representatieve gegevens die met behulp van dit protocol kunnen worden verkregen, worden gepresenteerd door een voorbeeldig individu en de analyse is uitgevoerd op meerdere replica’s van het experimentele protocol. Voorverwerking van gegevens wordt uitgevoerd met behulp van aangepaste geschreven scripts in MATLAB. Over het algemeen is dit in vivo experimentele paradigma klaar om een beter begrip te geven van sensorische feedback tijdens voortbeweging in een model gewerveld haarcelsysteem.

Protocol

Alle dierverzorging en experimenten werden uitgevoerd in overeenstemming met protocollen die zijn goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee van de Universiteit van Florida. 1. Voorbereiding van materialen voor elektrofysiologische opnamen Maak een opnameschaal met siliconen elastomeerbodem. Verdeel een dunne laag zelfmengende siliconen elastomeercomponenten (bijv. Sylgard) in een afdekvorm met glasbodem tot het niveau met de rand van ondiepe put. Ongeve…

Representative Results

Nadat zebravislarven goed zijn geïmmobiliseerd en de achterste laterale lijn afferent ganglion en VR-opname is bereikt, kan activiteit in zowel afferent- als motorneuronen tegelijkertijd worden gemeten. Opnamekanalen worden weergegeven met behulp van gap-free opnameprotocollen (stap 1.4) voor continue monitoring van afferent- en VR-activiteit. In real-time kan een afname van de spontane afferente spikesnelheid gelijktijdig met VR-activiteit worden waargenomen die wijst op fictieve zwemperioden (Figu…

Discussion

Het beschreven experimentele protocol biedt het potentieel om endogene veranderingen in sensorische input over motorisch gedrag te monitoren in een intact, gewerveld gewerveld gedrag. In het bijzonder beschrijft het een in vivo benadering van het uitvoeren van gelijktijdige extracellulaire opnames van laterale lijnafferente neuronen en ventrale motorwortels bij larvale zebravissen. Spontane afferente activiteit werd eerder gekarakteriseerd bij zebravissen zonder rekening te houden met potentiële gelijktijdige motorische…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We erkennen dankbaar de steun van het National Institute of Health (DC010809), National Science Foundation (IOS1257150, 1856237) en het Whitney Laboratory for Marine Biosciences aan J.C.L. We willen voormalige en huidige leden van het Liao Lab bedanken voor het stimuleren van discussies.

Materials

100 mL beaker PYREX 1000 resceptacle for etchant
10x water immersion objective Olympus UMPLFLN10xW low magnification for positioning larvae and recording electrode
40x water immersion objective Olympus LUMPLFLN40XW higher magnification for position electrode tip and establishing patch-clamp
abfload.m supplemental coding file custom written MATLAB script for converting raw electrophysiology recordings to .mat files
AffVR_preprocess.m supplemental coding file custom written MATLAB script for preprocessing recording data
BNC coaxial cables ThorLabs 2249-C-12 connecting amplifier and digitizer channels; require 4
borosilicate glass capillaries w/ filament Warner Instruments G150F-3 inner diameter: 0.86, outer diameter: 1.50; capillary glass used to form recording electrodes
burst_detect supplemental coding file custom written MATLAB function necessary to run AffVR_preprocess.m
computer N/A N/A any computer should work
DC Power Supply Tenma 72-420 used for electrically etching dissection pins
electrophysiology digitizer Axon Instruments, Molecular Devices Axon DigiData 1440A enables acquisition of patch-clamp data
filament Sutter Instrument Company FB255B 2.5 mm box filament used in micropipette puller
fine forceps Fine Science Tools Dumont #5 (0.05 x 0.02 mm) Item No. 11295-10 used to manipulate larvae and insert pins
fixed stage DIC microscope Olympus BX51WI microscope used to visualize and establish patch-clamp recordings
flexible, tapered pipette tip Fisher Scientific 02-707-169 flexible tips enable insertion into recording electrode to dispense extracellular solution at the tip
FluoroDish World Precision Instruments Inc. FD3510-100 cover glass bottomed dish recording dish
KimWipe KimTech 34155 task wipe used for wicking away excess fluid from larvae
Kwik-Gard World Precision Instruments Inc. 710172 self-mixing sylgard elastomer
MATLAB MathWorks R2020b command line software for preprocessing data
microelectrode amplifier Axon Instruments, Molecular Devices MultiClamp 700B patch clamp amplifier for dual channel recordings
microforge Narishige MF-830 microforge to polish recording electrode
micromanipulator control unit Siskiyou MC1000-eR/T 4-axis dial coordinator for controlling micromanipulator
micropipette puller Sutter Instrument Company Flaming/Brown P-97 for pulling capillary glass into recording electrodes
microscope control unit Siskiyou MC1000e positions the microscope around the fixed stage and preparation
motorized micromanipulator Siskiyou MX7600 positions the headstage and attached recording electrode for patch-clamp recording
MultiClamp Commander Molecular Devices 2.2.2 downloadable from Axon MultiClamp 700B Commander download page
optical air table Newport Corporation VH3036W-OPT breadboard isolation table to float microscope and minimize vibrations during recordings
pCLAMP Molecular Devices 10.7.0 downloadable from Axon pCLAMP 10 Electrophysiology Data Acquisition & Analysis Software Download page
permanent ink marker Sharpie order from amazon.com for marking the leading edge side of the VR electrode to ensure proper orientation when inserting into pipette holder
petri-dish Falcon 35-3001 used to immerse larvae in paralytic
pipette holder Molecular Devices 1-HL-U hold recording electrode and connect to the headstage
pneumatic transducer Fluke Biomedical Instruments DPM1B for controlling recording electrode internal pressure
potassium hydroxide Sigma-Aldrich 221473-25G etchant for etching dissection pins
silicone tubing Tygon 14-169-1A tubing to connect pneumatic transducer to pipette holder
spike_detect supplemental coding file custom written MATLAB function necessary to run AffVR_preprocess.m
stereomicroscope Carl Zeiss Stemi 2000-C used to visualize pin tips and during preparation of larvae
straight edge razor blade Canopus order from amazon.com cuts the tungsten wire while making dissection pins
swimbout_detect supplemental coding file custom written MATLAB function necessary to run AffVR_preprocess.m
syringe Becton Dickinson Compoany 309602 filled with extracellular solution to inject into recording electrodes
transfer pipette Sigma-Aldrich Z135003-500EA single use, non-sterile pipette for transfering larvae
tricaine methanesulfonate Syndel 12854 pharmaceutical aneasthetic used to euthanize larvae with high dosage.
tungsten wire World Precision Instruments Inc. 715500 0.002 inch, 50.8 μm diameter; used to make dissection pins
vacuum filtration unit Sigma-Aldrich SCGVU11RE single use, sterile, vacuum filtration units used to sterilize extracellular solution used for electrophysiology electrode ringer
voltage-clamp current-clamp headstage Molecular Devices CV-7B supplied with MultiClamp 700B amplifier used as left and right headstages
α-bungarotoxin ThermoFisher B1601 for immobilizing the larvae prior to recording
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Trapani, J. G., Nicolson, T. Mechanism of spontaneous activity in afferent neurons of the zebrafish lateral-line organ. The Journal of Neuroscience. 31 (5), 1614-1623 (2011).
  2. Haehnel-Taguchi, M., Akanyeti, O., Liao, J. C. Afferent and motorneuron activity in response to single neuromast stimulation in the posterior lateral line of larval zebrafish. Journal of Neurophysiology. 112 (6), 1329-1339 (2014).
  3. Levi, R., Akanyeti, O., Ballo, A., Liao, J. C. Frequency response properties of primary afferent neurons in the posterior lateral line system of larval zebrafish. Journal of Neurophysiology. 113 (2), 657-668 (2015).
  4. Harris, G. G., Fishkopf, L. S., Flock, A. Receptor potentials from hair cells of the lateral line. Science. 167 (3914), 76-79 (1970).
  5. Dow, E., Jacobo, A., Hossain, S., Siletti, K., Hudspeth, A. J. Connectomics of the zebrafish’s lateral line neuromast reveals wiring and miswiring in a simple microcircuit. eLife. 7, 33988 (2018).
  6. Obholzer, N., et al. Vesicular glutamate transporter 3 is required for synaptic transmission in zebrafish hair cells. The Journal of Neuroscience. 28 (9), 2110-2118 (2008).
  7. Keen, E. C., Hudspeth, A. J. Transfer characteristics of the hair cell’s afferent synapse. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (14), 5537-5542 (2006).
  8. Li, G., Keen, E., Andor-Ardó, D., Hudspeth, A. J., von Gersdorff, H. The unitary event underlying multiquantal EPSCs at a hair cell’s ribbon synapse. The Journal of Neuroscience. 29 (23), 7558-7568 (2009).
  9. Manley, G. A., Robertson, D. Analysis of spontaneous activity of auditory neurons in the spiral ganglion of the guinea-pig cochlea. The Journal of Physiology. 258 (2), 323-336 (1976).
  10. Kiang, N. Y. S., Watanabe, T., Thomas, E., Clark, L. . Discharge patterns of single fibers in the cat’s auditory nerve. , (1965).
  11. Corey, D. P., Hudspeth, A. J. Ionic basis of the receptor potential in a vertebrate hair cell. Nature. 281 (5733), 675-677 (1979).
  12. Trapani, J. G., Nicolson, T. Physiological recordings from zebrafish lateral-line hair cells and afferent neurons. Methods in Cell Biology. 100, 219-231 (2010).
  13. Reinig, S., Driever, W., Arrenberg, A. B. The descending diencephalic dopamine system is tuned to sensory stimuli. Current Biology. 27 (3), 318-333 (2017).
  14. Zhang, Q., et al. Synaptically silent sensory hair cells in zebrafish are recruited after damage. Nature Communications. 9 (1), 1388 (2018).
  15. Pichler, P., Lagnado, L. Motor behavior selectively inhibits hair cells activated forward motion in the lateral line of zebrafish. Current Biology. 30 (1), 150-157 (2020).
  16. Olszewski, J., Haehnel, M., Taguchi, M., Liao, J. C. Zebrafish larvae exhibit rheotaxis and can escape a continuous suction source using their lateral line. PloS One. 7 (5), 36661 (2012).
  17. Suli, A., Watson, G. M., Rubel, E. W., Raible, D. W. Rheotaxis in larval zebrafish is mediated by lateral line mechanosensory hair cells. PLoS One. 7 (2), 29727 (2012).
  18. Oteiza, P., Odstcil, I., Lauder, G., Portugues, R., Engert, F. A novel mechanism for mechanosensory-based rheotaxis in larval zebrafish. Nature. 547 (7664), 445-448 (2017).
  19. McHenry, M. J., Feitl, K. E., Strother, J. A. Larval zebrafish rapidly sense the water flow of a predator’s strike. Biology Letters. 5 (4), 477-479 (2009).
  20. Stewart, W. J., Cardenas, G. S., McHenry, M. J. Zebrafish larvae evade predators by sensing water flow. The Journal of Experimental Biology. 216, 388-398 (2013).
  21. Mekdara, P. J., Schwalbe, M. A. B., Coughlin, L. L., Tytell, E. D. The effects of lateral line ablation and regeneration in schooling giant danios. The Journal of Experimental Biology. 221, 175166 (2018).
  22. Palmer, L. M., Giuffrida, B. A., Mensinger, A. F. Neural recordings from the lateral line in free-swimming toadfish, Opsanus tau. The Biological Bulletin. 205 (2), 216-218 (2003).
  23. Ayali, A., Gelman, S., Tytell, E. D., Cohen, A. H. Lateral line activity during undulatory body motions suggests a feedback link in closed-loop control of sea lamprey swimming. Canadian Journal of Zoology. 87 (8), 671-683 (2009).
  24. Mensinger, A. F., Van Wert, J. C., Rogers, L. S. Lateral line sensitivity in free-swimming toad fish Opsanus tau. The Journal of Experimental Biology. 222, 190587 (2019).
  25. Montgomery, J., Bodznick, D., Halstead, M. Hindbrain signal processing in the lateral line system of the dwarf scorpionfish Scopeana papillosus. The Journal of Experimental Biology. 199, 893-899 (1996).
  26. Montgomery, J. C., Bodznick, D. An adaptive filter that cancels self-induced noise in the electrosensory and lateral line mechanosensory systems of fish. Neuroscience Letters. 174 (2), 145-148 (1994).
  27. Palmer, L. M., Deffenbaugh, M., Mensinger, A. F. Sensitivity of the anterior lateral line to natural stimuli in the oyster toadfish, Opsanus tau (Linnaeus). The Journal of Experimental Biology. 208, 3441-3450 (2005).
  28. Russell, I. J., Roberts, B. L. Inhibition of spontaneous lateral-line activity of efferent nerve stimulation. The Journal of Experimental Biology. 57, 77-82 (1972).
  29. Lunsford, E. T., Skandalis, D. A., Liao, J. C. Efferent modulation of spontaneous lateral line activity during and after zebrafish motor commands. Journal of Neurophysiology. 122 (6), 2438-2448 (2019).
  30. Russell, I. J. The pharmacology of efferent synapses in the lateral-line system of Xenopus laevis. The Journal of Experimental Biology. 54 (3), 643-659 (1971).
  31. Roberts, B. L., Russell, I. J. The activity of lateral-line efferent neurons in stationary and swimming dogfish. The Journal of Experimental Biology. 57 (2), 435-448 (1972).
  32. Flock, A., Russell, I. J. The post-synaptic action of efferent fibres in the lateral line organ of the burbot Lota lota. The Journal of Physiology. 235 (3), 591-605 (1973).
  33. Montgomery, J. C. Noise cancellation in the electrosensory system of the thornback ray; common mode rejection of input produced by the animal’s own ventilatory movement. Journal of Comparative Physiology. 155, 103-111 (1984).
  34. Tricas, T. C., Highstein, S. M. Action of the octavolateralis efferent system upon the lateral line of free-swimming toadfish, Opsanus tau. Journal of Comparative Physiology. 169 (1), 25-37 (1991).
  35. Weeg, M. S., Land, B. R., Bass, A. H. Vocal pathways modulate efferent neurons to the inner ear and lateral line. The Journal of Neuroscience. 25 (25), 5967-5974 (2005).
  36. Elgoyhen, A. B., Johnson, D. S., Boulter, J., Vetter, D. E., Heinemann, S. α9: an acetylcholine receptor with novel pharmacological properties expressed in rat cochlear hair cells. Cell. 79 (4), 705-715 (1994).
  37. Masino, M. A., Fetcho, J. R. Fictive swimming motor patterns in wild type and mutant larval zebrafish. Journal of Neurophysiology. 93 (6), 3177-3188 (2005).
  38. Hentschke, H. abfload. 1.4.0.0. MATLAB Central File Exchange. , (2020).
  39. Harris, G. G., Milne, D. C. Input-output characteristics of the lateral-line sense organs of Xenopus laevis. The Journal of the Acoustical Society of America. 40 (1), 32-42 (1966).
  40. Liao, J. C., Haehnel, M. Physiology of afferent neurons in larval zebrafish provides a functional framework for lateral line somatotopy. Journal of Neurophysiology. 107 (10), 2615-2623 (2012).
  41. Song, S., et al. Mathematical modeling and analyses of interspike-intervals of spontaneous activity in afferent neurons of the zebrafish lateral line. Nature Science Reports. 8, 14851 (2018).
  42. Liao, J. C., Fetcho, J. R. Shared versus specialized glycinergic spinal interneurons in axial motor circuits of larval zebrafish. The Journal of Neuroscience. 28 (48), 12982-12992 (2008).
  43. von Holst, E., Mittelstaedt, H. The principle of reafference: interactions between the central nervous system and the peripheral organs. Die Naturwissenschften. 37, 463 (1950).
  44. Crapse, T. B., Sommer, M. A. Corollary discharge across the animal kingdom. Nature Reviews. Neuroscience. 9 (8), 587-600 (2008).
  45. Brichta, A. M., Goldberg, J. M. Responses to efferent activation and excitatory response-intensity relations of turtle posterior-crista afferents. Journal of Neurophysiology. 83 (3), 1224-1242 (2000).

Tags

Keywords: Posterior Lateral LineAfferent NeuronsZebrafishPatch ElectrophysiologyHair CellsDissectionMicroelectrodeZebrafish LarvaeParalysisExtracellular Solution
check_url/kr/62233?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Lunsford, E. T., Liao, J. C. Activity of Posterior Lateral Line Afferent Neurons during Swimming in Zebrafish. J. Vis. Exp. (168), e62233, doi:10.3791/62233 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image