Maximale isometrische tetanische krachtmeting van de Tibialis-voorste spier in de rat
Summary
Evaluatie van motorisch herstel blijft de benchmark uitkomstmaat in experimentele perifere zenuwstudies. De isometrische tetanische krachtmeting van de tibialis voorste spier in de rat is een onschatbaar hulpmiddel om functionele resultaten na reconstructie van ischiaszenuwdefecten te beoordelen. De methoden en nuances worden in dit artikel beschreven.
Abstract
Traumatische zenuwletsels resulteren in aanzienlijk functioneel verlies en segmentale zenuwdefecten vereisen vaak het gebruik van autologe interpositiezenuwtransplantaten. Vanwege hun beperkte beschikbaarheid en bijbehorende morbiditeit aan de donorzijde, richten veel studies op het gebied van zenuwregeneratie zich op alternatieve technieken om een segmentale zenuwkloof te overbruggen. Om de resultaten van chirurgische of farmacologische experimentele behandelingsopties te onderzoeken, wordt het ischiaszenuwmodel van ratten vaak gebruikt als een bioassay. Er zijn verschillende uitkomstmetingen die worden gebruikt in rattenmodellen om de mate van zenuwregeneratie te bepalen. De maximale uitgangskracht van de doelspier blijft de meest relevante uitkomst voor klinische vertaling van experimentele therapieën. Isometrische krachtmeting van tetanische spiercontractie is eerder beschreven als een reproduceerbare en geldige techniek voor het evalueren van motorisch herstel na zenuwletsel of herstel in zowel ratten- als konijnenmodellen. In deze video geven we een stapsgewijze instructie van deze onschatbare procedure voor de beoordeling van functioneel herstel van de tibialis voorste spier in een model van een ischiaszenuwdefect van een rat met behulp van geoptimaliseerde parameters. We zullen de noodzakelijke prechirurgische preparaten beschrijven naast de chirurgische aanpak en dissectie van de gemeenschappelijke peroneale zenuw en tibialis voorste spierpees. De isometrische tetanische krachtmetingstechniek wordt gedetailleerd beschreven. Het bepalen van de optimale spierlengte en stimuluspulsfrequentie wordt uitgelegd en het meten van de maximale tetanische spiercontractie wordt aangetoond.
Introduction
Verlies van motorische functie na traumatisch perifere zenuwletsel heeft een aanzienlijke invloed op de kwaliteit van leven en de sociaaleconomische status van patiënten1,2,3. De prognose van deze patiëntenpopulatie blijft slecht als gevolg van minimale verbeteringen in chirurgische technieken in de loop der jaren4. Directe end-to-end spanningsvrije epineurale reparatie vormt de gouden standaard chirurgische reconstructie. Echter, in gevallen met uitgebreide zenuwspleten interpositie van een autologe zenuwtransplantaat is gebleken superieur te zijn5,6. De daarmee gepaard gaande morbiditeit van de donorplaats en de beperkte beschikbaarheid van autologe zenuwtransplantaten hebben de noodzaak van alternatieve techniekenopgelegd 7,8.
Experimentele diermodellen zijn gebruikt om het mechanisme van perifere zenuwregeneratie te verduidelijken en om de resultaten van een verscheidenheid aan reconstructieve en farmacologische behandelingsopties te evalueren8,9. Het rat ischiaszenuwmodel is het meest gebruikte diermodel10. Hun kleine formaat maakt ze gemakkelijk te hanteren en huis. Vanwege hun superlatieve neuroregeneratieve potentieel kan de verminderde tijd tussen interventie en evaluatie van uitkomsten leiden tot relatief lagere kosten11,12. Andere voordelen van het gebruik ervan zijn morfologische overeenkomsten met menselijke zenuwvezels en het hoge aantal vergelijkende/ historische studies13. Hoewel dit laatste voorzichtig moet worden benaderd , omdat een grote verscheidenheid aan verschillende uitkomstmaten tussen studies het moeilijk maakt om de resultaten14,15,16,17,18te vergelijken .
Uitkomstmaten om zenuwregeneratie te beoordelen variëren van elektrofysiologie tot histomorfometrie, maar deze methoden impliceren een correlatie, maar meten niet noodzakelijkerwijs direct de terugkeer van motorische functie14,15. Het regenereren van zenuwvezels kan geen geschikte verbindingen maken die een overschatting van het aantal functionele verbindingen14,15,19,20kunnen veroorzaken . De beste en klinisch meest relevante meting om de juiste renervatie van eindorganen aan te tonen , blijft de beoordeling van spierfunctie21,22,23. Het maken van motorische functiebeoordelingstools voor diermodellen is echter een uitdaging. Medinaceli et al. beschreven voor het eerst de wandelrouteanalyse, die sindsdien de meest gebruikte methode is om functioneel herstel te evalueren in experimentele perifere zenuwstudies21,24,25,26,27,28. De wandelpadanalyse kwantificeert de ischias functionele index (SFI) op basis van metingen van pootafdrukken van wandelende ratten21,29. Grote beperkingen van de analyse van het wandelpad, zoals teencontracturen, automutilatie, uitstrijkjes van de afdruk en slechte correlatie met andere metingen van renervatie, hebben het gebruik van andere parameters voor kwantificering van functioneel herstel30,31noodzakelijk gemaakt .
In eerdere studies bij Lewis ratten32 en Nieuw-Zeelandse konijnen33, hebben we de isometrische tetanische kracht (ITF) meting voor de tibialis anterior (TA) spier gevalideerd en de effectiviteit ervan aangetoond bij de evaluatie van spierherstel na verschillende soorten zenuwherstel34,35,36,37,38,39. De TA-spier is zeer geschikt vanwege zijn relatief grote omvang, innervatie door de peroneale tak van de heupzenuw en goed opgehelderde biochemische eigenschappen40,41,42,43. Wanneer spierlengte (voorspanningskracht) en elektrische parameters zijn geoptimaliseerd, biedt de ITF een zij-aan-zij variabiliteit van respectievelijk 4,4% en 7,5% bij ratten32 en konijnen33.
Dit artikel biedt een gedetailleerd protocol van de ITF-meting in het ischiaszenuwmodel van de rat, inclusief een grondige beschrijving van de noodzakelijke prechirurgische planning, chirurgische aanpak en dissectie van de gemeenschappelijke peroneale zenuw en de distale TA-spierpees. Met behulp van vooraf bepaalde waarden voor de stimulusintensiteit en -duur worden de optimale spierlengte en stimuluspulsfrequentie gedefinieerd. Met deze vier parameters kan de ITF vervolgens consistent en nauwkeurig worden gemeten.
Protocol
Representative Results
Discussion
Dit protocol beschrijft een eerder gevalideerde methode voor het verkrijgen van nauwkeurige maximale ITF-metingen van de TA-spier in het rattenmodel32. Het herstel van maximale kracht na experimentele zenuwreconstructiebehandelingen is van primair belang in de klinische setting, omdat het bewijst dat de zenuw niet alleen regenereerde, maar ook werkverbindingen maakte met de doelspier. De ITF kan worden gebruikt in een klein zenuwspleetmodel, zoals het rat ischiaszenuwmodel32</sup…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Onderzoek dat in deze publicatie werd gerapporteerd, werd ondersteund door het National Institute of Neurological Disorders and Stroke van de National Institutes of Health onder awardnummer RO1 NS 102360. De inhoud valt uitsluitend onder de verantwoordelijkheid van de auteurs en vertegenwoordigt niet noodzakelijkerwijs de officiële opvattingen van de National Institutes of Health.
Materials
| 0.9% Sodium Chloride | Baxter Healthcare Corporation, Deerfield, IL, USA | G130203 | |
| 1 mm Kirshner wires | Pfizer Howmedica, Rutherford, NJ | N/A | |
| Adson Tissue Forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | MTK-6801226 | |
| Bipolar electrode cables | Grass Instrument, Quincy, MA | N/A | |
| Bipolar stimulator device | Grass SD9, Grass Instrument, Quincy, MA | N/A | |
| Cotton-tip Applicators | Cardinal Health, Waukegan, IL, USA | C15055-006 | |
| Curved Mosquito forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | MTK-1201112 | |
| Force Transducer MDB-2.5 | Transducer Techniques, Temecula, CA | N/A | |
| Gauze Sponges 4×4 | Covidien, Mansfield, MA, USA | 2733 | |
| Ground cable | Grass Instrument, Quincy, MA | N/A | |
| Isoflurane chamber | N/A | N/A | Custom-made |
| Ketamine | Ketalar, Par Pharmaceutical, Chestnut, NJ | 42023-115-10 | |
| LabView Software | National Instruments, Austin, TX | ||
| Loop | N/A | N/A | Custom-made |
| Microsurgical curved forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | JFA-5B | |
| Microsurgical scissors | ASSI, Westbury, NY, USA | SAS-15R-8-18 | |
| Microsurgical straight forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | JF-3 | |
| Retractor | ASSI, Westbury, NY, USA | AG-124426 | |
| Scalpel Blade No. 15 | Bard-Parker, Aspen Surgical, Caledonia, MI, USA | 371115 | |
| Slim Body Skin Stapler | Covidien, Mansfield, MA, USA | 8886803512 | |
| Subminiature electrode | Harvard Apparatus, Holliston, MA | N/A | |
| Surgical Nerve Stimulator | Checkpoint Surgical LCC, Cleveland, OH, USA | 9094 | |
| Terrell Isoflurane | Piramal Critical Care Inc., Bethlehem, PA, USA | H961J19A | |
| Testing platform | N/A | N/A | Custom-made |
| Tetontomy Scissors | ASSI, Westbury, NY, USA | ASIM-187 | |
| Traceable Big-Digit Timer/Stopwatch | Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | S407992 | |
| USB-6009 multifunctional I/O data acquisition (DAQ) device | National Instruments, Austin, TX | 779026-01 | |
| Vacuum Base Holder | Noga Engineering & Technology Ltd., Shlomi, Isreal | N/A | Attached clamp is custom-made |
| Weight (10 g) | Denver Instruments, Denver, CO, USA | 820010.4 | |
| Weight (20 g) | Denver Instruments, Denver, CO, USA | 820020.4 | |
| Weight (50 g) | Denver Instruments, Denver, CO, USA | 820050.4 | |
| Xylazine | Xylamed, Bimeda MTC Animal Health, Cambridge, Canada | 1XYL002 |
References
- Taylor, C. A., Braza, D., Rice, J. B., Dillingham, T. The incidence of peripheral nerve injury in extremity trauma. American Journal of Physical Medicine & Rehabilitation. 87 (5), 381-385 (2008).
- Huckhagel, T., Nuchtern, J., Regelsberger, J., Lefering, R., TraumaRegister, D. G. U. Nerve injury in severe trauma with upper extremity involvement: evaluation of 49,382 patients from the TraumaRegister DGU(R) between 2002 and 2015. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 26 (1), 76 (2018).
- Tapp, M., Wenzinger, E., Tarabishy, S., Ricci, J., Herrera, F. A. The Epidemiology of Upper Extremity Nerve Injuries and Associated Cost in the US Emergency Departments. Annals of Plastic Surgery. 83 (6), 676-680 (2019).
- Grinsell, D., Keating, C. P. Peripheral nerve reconstruction after injury: a review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 698256 (2014).
- Terzis, J., Faibisoff, B., Williams, B. The nerve gap: suture under tension vs. graft. Plastic and Reconstructive Surgery. 56 (2), 166-170 (1975).
- Millesi, H. Forty-two years of peripheral nerve surgery. Microsurgery. 14 (4), 228-233 (1993).
- Wood, M. D., Kemp, S. W., Weber, C., Borschel, G. H., Gordon, T. Outcome measures of peripheral nerve regeneration. Annals of Anatomy-Anatomischer Anzeiger. 193 (4), 321-333 (2011).
- Alvites, R., et al. Peripheral nerve injury and axonotmesis: State of the art and recent advances. Cogent Medicine. 5 (1), 1466404 (2018).
- Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Journal of Neurology Research. 39 (10), 926-939 (2017).
- Irintchev, A. Potentials and limitations of peripheral nerve injury models in rodents with particular reference to the femoral nerve. Annals of Anatomy. 193 (4), 276-285 (2011).
- Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
- Vleggeert-Lankamp, C. L. The role of evaluation methods in the assessment of peripheral nerve regeneration through synthetic conduits: a systematic review. Laboratory investigation. Journal of Neurosurgery. 107 (6), 1168-1189 (2007).
- Deumens, R., Marinangeli, C., Bozkurt, A., Brook, G. A. Assessing motor outcome and functional recovery following nerve injury. Methods in Molecular Biology. 1162, 179-188 (2014).
- Dellon, A. L., Mackinnon, S. E. Selection of the appropriate parameter to measure neural regeneration. Annals of Plastic Surgery. 23 (3), 197-202 (1989).
- Munro, C. A., Szalai, J. P., Mackinnon, S. E., Midha, R. Lack of association between outcome measures of nerve regeneration. Muscle Nerve. 21 (8), 1095-1097 (1998).
- Varejao, A. S., Melo-Pinto, P., Meek, M. F., Filipe, V. M., Bulas-Cruz, J. Methods for the experimental functional assessment of rat sciatic nerve regeneration. Journal of Neurology Research. 26 (2), 186-194 (2004).
- Hadlock, T. A., Koka, R., Vacanti, J. P., Cheney, M. L. A comparison of assessments of functional recovery in the rat. Journal of the Peripheral Nervous System. 4 (3-4), 258-264 (1999).
- Kanaya, F., Firrell, J. C., Breidenbach, W. C. Sciatic function index, nerve conduction tests, muscle contraction, and axon morphometry as indicators of regeneration. Plastic and Reconstructive Surgery. 98 (7), 1264-1271 (1996).
- Nichols, C. M., et al. Choosing the correct functional assay: a comprehensive assessment of functional tests in the rat. Behavioural Brain Research. 163 (2), 143-158 (2005).
- Terzis, J. K., Smith, K. J. Repair of severed peripheral nerves: comparison of the “de Medinaceli” and standard microsuture methods. Experimental Neurology. 96 (3), 672-680 (1987).
- de Medinaceli, L., Freed, W. J., Wyatt, R. J. An index of the functional condition of rat sciatic nerve based on measurements made from walking tracks. Experimental Neurology. 77 (3), 634-643 (1982).
- Doi, K., Hattori, Y., Tan, S. H., Dhawan, V. Basic science behind functioning free muscle transplantation. Clinics in Plastic Surgery. 29 (4), (2002).
- Vathana, T., et al. An Anatomic study of the spinal accessory nerve: Extended harvest permits direct nerve transfer to distal plexus targets. Clinical Anatomy. 20 (8), 899-904 (2007).
- Chaiyasate, K., Schaffner, A., Jackson, I. T., Mittal, V. Comparing FK-506 with basic fibroblast growth factor (b-FGF) on the repair of a peripheral nerve defect using an autogenous vein bridge model. Journal of Investigative Surgery. 22 (6), 401-405 (2009).
- Lee, B. K., Kim, C. J., Shin, M. S., Cho, Y. S. Diosgenin improves functional recovery from sciatic crushed nerve injury in rats. Journal of Exercise Rehabilitation. 14 (4), 566-572 (2018).
- Lubiatowski, P., Unsal, F. M., Nair, D., Ozer, K., Siemionow, M. The epineural sleeve technique for nerve graft reconstruction enhances nerve recovery. Microsurgery. 28 (3), 160-167 (2008).
- Luis, A. L., et al. Use of PLGA 90:10 scaffolds enriched with in vitro-differentiated neural cells for repairing rat sciatic nerve defects. Tissue Engineering, Part A. 14 (6), 979-993 (2008).
- Shabeeb, D., et al. Histopathological and Functional Evaluation of Radiation-Induced Sciatic Nerve Damage: Melatonin as Radioprotector. Medicina. 55 (8), (2019).
- Bain, J. R., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. Functional evaluation of complete sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 83 (1), 129-138 (1989).
- Monte-Raso, V. V., Barbieri, C. H., Mazzer, N., Yamasita, A. C., Barbieri, G. Is the Sciatic Functional Index always reliable and reproducible. Journal of Neuroscience Methods. 170 (2), 255-261 (2008).
- Lee, J. Y., et al. Functional evaluation in the rat sciatic nerve defect model: a comparison of the sciatic functional index, ankle angles, and isometric tetanic force. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (5), 1173-1180 (2013).
- Shin, R. H., et al. Isometric tetanic force measurement method of the tibialis anterior in the rat. Microsurgery. 28 (6), 452-457 (2008).
- Giusti, G., et al. Description and validation of isometric tetanic muscle force test in rabbits. Microsurgery. 32 (1), 35-42 (2012).
- Bulstra, L. F., et al. Functional Outcome after Reconstruction of a Long Nerve Gap in Rabbits Using Optimized Decellularized Nerve Allografts. Plastic and Reconstructive Surgery. 145 (6), 1442-1450 (2020).
- Giusti, G., et al. The influence of vascularization of transplanted processed allograft nerve on return of motor function in rats. Microsurgery. 36 (2), 134-143 (2016).
- Giusti, G., et al. The influence of nerve conduits diameter in motor nerve recovery after segmental nerve repair. Microsurgery. 34 (8), 646-652 (2014).
- Hundepool, C. A., et al. Comparable functional motor outcomes after repair of peripheral nerve injury with an elastase-processed allograft in a rat sciatic nerve model. Microsurgery. 38 (7), 772-779 (2018).
- Lee, J. Y., et al. The effect of collagen nerve conduits filled with collagen-glycosaminoglycan matrix on peripheral motor nerve regeneration in a rat model. Journal of Bone and Joint Surgery. 94 (22), 2084-2091 (2012).
- Shin, R. H., Friedrich, P. F., Crum, B. A., Bishop, A. T., Shin, A. Y. Treatment of a segmental nerve defect in the rat with use of bioabsorbable synthetic nerve conduits: a comparison of commercially available conduits. Journal of Bone and Joint Surgery. 91 (9), 2194-2204 (2009).
- Coombes, J. S., et al. Effects of vitamin E deficiency on fatigue and muscle contractile properties. Eur J Appl Physiol. 87 (3), 272-277 (2002).
- Kauvar, D. S., Baer, D. G., Dubick, M. A., Walters, T. J. Effect of fluid resuscitation on acute skeletal muscle ischemia-reperfusion injury after hemorrhagic shock in rats. Journal of the American College of Surgeons. 202 (6), 888-896 (2006).
- Murlasits, Z., et al. Resistance training increases heat shock protein levels in skeletal muscle of young and old rats. Experimental Gerontology. 41 (4), 398-406 (2006).
- Zhou, Z., Cornelius, C. P., Eichner, M., Bornemann, A. Reinnervation-induced alterations in rat skeletal muscle. Neurobiology of Disease. 23 (3), 595-602 (2006).
- Schmoll, M., et al. In-situ measurements of tensile forces in the tibialis anterior tendon of the rat in concentric, isometric, and resisted co-contractions. Physiological Reports. 5 (8), (2017).
- Heinzel, J. C., Hercher, D., Redl, H. The course of recovery of locomotor function over a 10-week observation period in a rat model of femoral nerve resection and autograft repair. Brain and Behavior. 10 (4), 01580 (2020).
- Kingery, W. S., Vallin, J. A. The development of chronic mechanical hyperalgesia, autotomy and collateral sprouting following sciatic nerve section in rat. Pain. 38 (3), 321-332 (1989).
- Weber, R. A., Proctor, W. H., Warner, M. R., Verheyden, C. N. Autotomy and the sciatic functional index. Microsurgery. 14 (5), 323-327 (1993).
- Kunst, G., Graf, B. M., Schreiner, R., Martin, E., Fink, R. H. Differential effects of sevoflurane, isoflurane, and halothane on Ca2+ release from the sarcoplasmic reticulum of skeletal muscle. Anesthesiology. 91 (1), 179-186 (1999).
- Schmoll, M., et al. A novel miniature in-line load-cell to measure in-situ tensile forces in the tibialis anterior tendon of rats. PLoS One. 12 (9), 0185209 (2017).
- Paul, R. J., Sperelakis, N. . Cell Physiology Source Book (Fourth Edition). , 801-821 (2012).
