الحد الأقصى لقياس القوة التاثنية متساوي القياس من العضلة الأمامية تيبيليس في الجرذ
Summary
تقييم الانتعاش الحركي لا يزال قياس النتيجة المرجعية في الدراسات العصبية الطرفية التجريبية. قياس القوة التايتاني متساوي القياس من العضلة الأمامية الساق في الفئران هو أداة لا تقدر بثمن لتقييم النتائج الوظيفية بعد إعادة بناء عيوب العصب الوركي. وترد تفاصيل الأساليب والفروق الدقيقة في هذه المقالة.
Abstract
إصابات الأعصاب الرضية تؤدي إلى فقدان وظيفي كبير وعيوب الأعصاب القطاعية غالبا ما تتطلب استخدام ترقيع العصب التوسطي الذاتي. نظرا لتوافرها المحدود وما يرتبط بها من مراضة جانب المانحين ، تركز العديد من الدراسات في مجال تجديد الأعصاب على تقنيات بديلة لسد فجوة عصبية مجزأة. من أجل التحقيق في نتائج خيارات العلاج الجراحي أو الدوائي التجريبي ، غالبا ما يستخدم نموذج العصب الوركي للفئران كطاسة بيولوجية. هناك مجموعة متنوعة من قياسات النتائج المستخدمة في نماذج الفئران لتحديد مدى تجديد الأعصاب. تبقى قوة الإنتاج القصوى للعضلات المستهدفة هي النتيجة الأكثر ملاءمة للترجمة السريرية للعلاجات التجريبية. وقد سبق وصف قياس القوة متساوي القياس من تقلص العضلات التيتانيك كبقنية استنساخها وصحيحة لتقييم الانتعاش الحركي بعد إصابة الأعصاب أو إصلاح في كل من الفئران والأرانب نماذج. في هذا الفيديو، سوف نقدم تعليمات خطوة بخطوة من هذا الإجراء لا تقدر بثمن لتقييم الانتعاش الوظيفي للعضلات الأمامية الساق في نموذج عيب العصب الوركي الفئران باستخدام المعلمات الأمثل. سوف نقوم بوصف الاستعدادات اللازمة قبل الجراحة بالإضافة إلى النهج الجراحي وتشريح العصب الثاقب المشترك وتر العضلات الأمامية الساقي. وسيتم تفصيل تقنية قياس القوة التيتازية متساوي القياس. يتم شرح تحديد طول العضلات الأمثل وتواتر نبض التحفيز وقياس الحد الأقصى لانكماش العضلات التيتيني.
Introduction
فقدان الوظيفة الحركية بعد إصابة العصب المحيطي الرضية له تأثير كبير على نوعية الحياة والوضع الاجتماعي والاقتصادي للمرضى1،2،3. تشخيص هذه السكان المريض لا يزال ضعيفا بسبب الحد الأدنى من التحسينات في التقنيات الجراحية على مدى السنوات4. مباشرة من طرف إلى طرف خالية من التوتر إصلاح فوق الجافية يشكل إعادة بناء الذهب الجراحية القياسية. ومع ذلك، في الحالات مع الفجوات العصبية الموسعة تداخل الكسب غير المشروع العصب الذاتي ثبت أن متفوقة5،6. وقد فرضت المراضة موقع المانحة المرتبطة بها وتوافر محدود من الطعوم العصبية الذاتية الحاجة إلى تقنيات بديلة7،8.
وقد استخدمت نماذج تجريبية للحيوانات لتوضيح آلية تجديد الأعصاب الطرفية وتقييم نتائج مجموعة متنوعة من خيارات العلاج الترميمي والصيدلاني8،9. نموذج العصب الوركي الفئران هو النموذج الحيواني الأكثر استخداما10. حجمها الصغير يجعلها سهلة للتعامل مع والمنزل. نظرا لإمكاناتها العصبية الفائقة ، يمكن أن يؤدي الوقت المتضائل بين التدخل وتقييم النتائج إلى تكاليف أقل نسبيا11و12. وتشمل المزايا الأخرى لاستخدامه أوجه التشابه المورفولوجية مع الألياف العصبية البشرية والعدد الكبير من الدراسات المقارنة / التاريخية13. على الرغم من أنه ينبغي التعامل مع هذه الأخيرة بحذر، حيث أن مجموعة واسعة من مقاييس النتائج المختلفة بين الدراسات تجعل من الصعب مقارنة النتائج14و15و16و17و18.
تتراوح مقاييس النتائج لتقييم تجديد الأعصاب من الفيزيولوجيا الكهربية إلى قياس الأنسجة ، ولكن هذه الأساليب تنطوي على ارتباط ولكنها لا تقيس بالضرورة بشكل مباشر عودة الوظيفة الحركية14،15. تجديد الألياف العصبية قد لا تجعل الاتصالات المناسبة التي يمكن أن تسبب المبالغة في تقدير عدد الاتصالات الوظيفية14،15،19،20. يبقى أفضل وقياس سريريا الأكثر صلة لإثبات reinnervation الصحيح من الأجهزة نهاية تقييم وظيفة العضلات21،22،23. ومع ذلك، فإن إنشاء أدوات لتقييم الوظائف الحركية للنماذج الحيوانية يشكل تحديا. وقد وصف مديناسيلي وآخرون لأول مرة تحليل مسار المشي، الذي كان منذ ذلك الحين الطريقة الأكثر استخداما لتقييم الانتعاش الوظيفي في دراسات الأعصاب الطرفية التجريبية21و24و25و26و27و28. تحليل مسار المشي كميا مؤشر وظيفي الوركي (SFI) على أساس قياسات بصمات الكفوف من الفئران المشي21،29. القيود الرئيسية لتحليل مسار المشي ، مثل انكماش إصبع القدم ، automutilation ، تشويه الطباعة وضعف الارتباط مع تدابير أخرى لإعادة إعادة التصنيع ، وقد استلزم استخدام معايير أخرى لقياس كمي من الانتعاش الوظيفي30،31.
في دراسات سابقة في الفئران لويس32 ونيوزيلندا الأرانب33، ونحن التحقق من صحة قياس القوة التايتانية متساوي القياس (ITF) للعضلات الأمامية الساق (TA) وأظهر فعاليته في تقييم استعادة العضلات بعد أنواع مختلفة من إصلاح الأعصاب34،35،36،37،38،39. العضلات TA هو مناسبة تماما بسبب حجمها الكبير نسبيا، ال الداخلي من قبل فرع الشهم من العصب الوركي وخصائص البيوكيميائية أوضح جيدا40،41،42،43. عندما طول العضلات (قوة التحميل المسبق) والمعلمات الكهربائية هي الأمثل ال ITF يوفر تقلب جنبا إلى جنب من 4.4٪ و 7.5٪ في الفئران32 والأرانب33،على التوالي.
تقدم هذه المقالة بروتوكولا مفصلا لقياس ال ITF في نموذج العصب الوركي للفئران ، بما في ذلك وصف شامل للتخطيط اللازم قبل الجراحة ، والنهج الجراحي وتشريح العصب النهم المشترك وتر عضلة TA البعيدة. باستخدام قيم محددة سلفا لكثافة التحفيز ومدته، سيتم تحديد طول العضلات الأمثل وتردد نبض التحفيز. مع هذه المعلمات الأربعة، يمكن قياس ال ITF لاحقا بشكل متسق ودقيق.
Protocol
Representative Results
Discussion
يصف هذا البروتوكول طريقة تم التحقق منها مسبقا للحصول على قياسات ال ITF القصوى الدقيقة لعضلات TA في نموذج الفئران32. استعادة أقصى قدر من القوة بعد العلاجات التجريبية لإعادة بناء الأعصاب هو من الاهتمام الرئيسي في الإعداد السريري لأنه يثبت أن العصب ليس فقط تجدد، ولكن أيضا جعل اتصال…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
تم دعم الأبحاث التي تم الإبلاغ عنها في هذا المنشور من قبل المعهد الوطني للاضطرابات العصبية والسكتة الدماغية للمعاهد الوطنية للصحة تحت الجائزة رقم RO1 NS 102360. المحتوى هو فقط مسؤولية المؤلفين ولا يمثل بالضرورة وجهات النظر الرسمية للمعاهد الوطنية للصحة.
Materials
| 0.9% Sodium Chloride | Baxter Healthcare Corporation, Deerfield, IL, USA | G130203 | |
| 1 mm Kirshner wires | Pfizer Howmedica, Rutherford, NJ | N/A | |
| Adson Tissue Forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | MTK-6801226 | |
| Bipolar electrode cables | Grass Instrument, Quincy, MA | N/A | |
| Bipolar stimulator device | Grass SD9, Grass Instrument, Quincy, MA | N/A | |
| Cotton-tip Applicators | Cardinal Health, Waukegan, IL, USA | C15055-006 | |
| Curved Mosquito forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | MTK-1201112 | |
| Force Transducer MDB-2.5 | Transducer Techniques, Temecula, CA | N/A | |
| Gauze Sponges 4×4 | Covidien, Mansfield, MA, USA | 2733 | |
| Ground cable | Grass Instrument, Quincy, MA | N/A | |
| Isoflurane chamber | N/A | N/A | Custom-made |
| Ketamine | Ketalar, Par Pharmaceutical, Chestnut, NJ | 42023-115-10 | |
| LabView Software | National Instruments, Austin, TX | ||
| Loop | N/A | N/A | Custom-made |
| Microsurgical curved forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | JFA-5B | |
| Microsurgical scissors | ASSI, Westbury, NY, USA | SAS-15R-8-18 | |
| Microsurgical straight forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | JF-3 | |
| Retractor | ASSI, Westbury, NY, USA | AG-124426 | |
| Scalpel Blade No. 15 | Bard-Parker, Aspen Surgical, Caledonia, MI, USA | 371115 | |
| Slim Body Skin Stapler | Covidien, Mansfield, MA, USA | 8886803512 | |
| Subminiature electrode | Harvard Apparatus, Holliston, MA | N/A | |
| Surgical Nerve Stimulator | Checkpoint Surgical LCC, Cleveland, OH, USA | 9094 | |
| Terrell Isoflurane | Piramal Critical Care Inc., Bethlehem, PA, USA | H961J19A | |
| Testing platform | N/A | N/A | Custom-made |
| Tetontomy Scissors | ASSI, Westbury, NY, USA | ASIM-187 | |
| Traceable Big-Digit Timer/Stopwatch | Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | S407992 | |
| USB-6009 multifunctional I/O data acquisition (DAQ) device | National Instruments, Austin, TX | 779026-01 | |
| Vacuum Base Holder | Noga Engineering & Technology Ltd., Shlomi, Isreal | N/A | Attached clamp is custom-made |
| Weight (10 g) | Denver Instruments, Denver, CO, USA | 820010.4 | |
| Weight (20 g) | Denver Instruments, Denver, CO, USA | 820020.4 | |
| Weight (50 g) | Denver Instruments, Denver, CO, USA | 820050.4 | |
| Xylazine | Xylamed, Bimeda MTC Animal Health, Cambridge, Canada | 1XYL002 |
References
- Taylor, C. A., Braza, D., Rice, J. B., Dillingham, T. The incidence of peripheral nerve injury in extremity trauma. American Journal of Physical Medicine & Rehabilitation. 87 (5), 381-385 (2008).
- Huckhagel, T., Nuchtern, J., Regelsberger, J., Lefering, R., TraumaRegister, D. G. U. Nerve injury in severe trauma with upper extremity involvement: evaluation of 49,382 patients from the TraumaRegister DGU(R) between 2002 and 2015. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 26 (1), 76 (2018).
- Tapp, M., Wenzinger, E., Tarabishy, S., Ricci, J., Herrera, F. A. The Epidemiology of Upper Extremity Nerve Injuries and Associated Cost in the US Emergency Departments. Annals of Plastic Surgery. 83 (6), 676-680 (2019).
- Grinsell, D., Keating, C. P. Peripheral nerve reconstruction after injury: a review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 698256 (2014).
- Terzis, J., Faibisoff, B., Williams, B. The nerve gap: suture under tension vs. graft. Plastic and Reconstructive Surgery. 56 (2), 166-170 (1975).
- Millesi, H. Forty-two years of peripheral nerve surgery. Microsurgery. 14 (4), 228-233 (1993).
- Wood, M. D., Kemp, S. W., Weber, C., Borschel, G. H., Gordon, T. Outcome measures of peripheral nerve regeneration. Annals of Anatomy-Anatomischer Anzeiger. 193 (4), 321-333 (2011).
- Alvites, R., et al. Peripheral nerve injury and axonotmesis: State of the art and recent advances. Cogent Medicine. 5 (1), 1466404 (2018).
- Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Journal of Neurology Research. 39 (10), 926-939 (2017).
- Irintchev, A. Potentials and limitations of peripheral nerve injury models in rodents with particular reference to the femoral nerve. Annals of Anatomy. 193 (4), 276-285 (2011).
- Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
- Vleggeert-Lankamp, C. L. The role of evaluation methods in the assessment of peripheral nerve regeneration through synthetic conduits: a systematic review. Laboratory investigation. Journal of Neurosurgery. 107 (6), 1168-1189 (2007).
- Deumens, R., Marinangeli, C., Bozkurt, A., Brook, G. A. Assessing motor outcome and functional recovery following nerve injury. Methods in Molecular Biology. 1162, 179-188 (2014).
- Dellon, A. L., Mackinnon, S. E. Selection of the appropriate parameter to measure neural regeneration. Annals of Plastic Surgery. 23 (3), 197-202 (1989).
- Munro, C. A., Szalai, J. P., Mackinnon, S. E., Midha, R. Lack of association between outcome measures of nerve regeneration. Muscle Nerve. 21 (8), 1095-1097 (1998).
- Varejao, A. S., Melo-Pinto, P., Meek, M. F., Filipe, V. M., Bulas-Cruz, J. Methods for the experimental functional assessment of rat sciatic nerve regeneration. Journal of Neurology Research. 26 (2), 186-194 (2004).
- Hadlock, T. A., Koka, R., Vacanti, J. P., Cheney, M. L. A comparison of assessments of functional recovery in the rat. Journal of the Peripheral Nervous System. 4 (3-4), 258-264 (1999).
- Kanaya, F., Firrell, J. C., Breidenbach, W. C. Sciatic function index, nerve conduction tests, muscle contraction, and axon morphometry as indicators of regeneration. Plastic and Reconstructive Surgery. 98 (7), 1264-1271 (1996).
- Nichols, C. M., et al. Choosing the correct functional assay: a comprehensive assessment of functional tests in the rat. Behavioural Brain Research. 163 (2), 143-158 (2005).
- Terzis, J. K., Smith, K. J. Repair of severed peripheral nerves: comparison of the “de Medinaceli” and standard microsuture methods. Experimental Neurology. 96 (3), 672-680 (1987).
- de Medinaceli, L., Freed, W. J., Wyatt, R. J. An index of the functional condition of rat sciatic nerve based on measurements made from walking tracks. Experimental Neurology. 77 (3), 634-643 (1982).
- Doi, K., Hattori, Y., Tan, S. H., Dhawan, V. Basic science behind functioning free muscle transplantation. Clinics in Plastic Surgery. 29 (4), (2002).
- Vathana, T., et al. An Anatomic study of the spinal accessory nerve: Extended harvest permits direct nerve transfer to distal plexus targets. Clinical Anatomy. 20 (8), 899-904 (2007).
- Chaiyasate, K., Schaffner, A., Jackson, I. T., Mittal, V. Comparing FK-506 with basic fibroblast growth factor (b-FGF) on the repair of a peripheral nerve defect using an autogenous vein bridge model. Journal of Investigative Surgery. 22 (6), 401-405 (2009).
- Lee, B. K., Kim, C. J., Shin, M. S., Cho, Y. S. Diosgenin improves functional recovery from sciatic crushed nerve injury in rats. Journal of Exercise Rehabilitation. 14 (4), 566-572 (2018).
- Lubiatowski, P., Unsal, F. M., Nair, D., Ozer, K., Siemionow, M. The epineural sleeve technique for nerve graft reconstruction enhances nerve recovery. Microsurgery. 28 (3), 160-167 (2008).
- Luis, A. L., et al. Use of PLGA 90:10 scaffolds enriched with in vitro-differentiated neural cells for repairing rat sciatic nerve defects. Tissue Engineering, Part A. 14 (6), 979-993 (2008).
- Shabeeb, D., et al. Histopathological and Functional Evaluation of Radiation-Induced Sciatic Nerve Damage: Melatonin as Radioprotector. Medicina. 55 (8), (2019).
- Bain, J. R., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. Functional evaluation of complete sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 83 (1), 129-138 (1989).
- Monte-Raso, V. V., Barbieri, C. H., Mazzer, N., Yamasita, A. C., Barbieri, G. Is the Sciatic Functional Index always reliable and reproducible. Journal of Neuroscience Methods. 170 (2), 255-261 (2008).
- Lee, J. Y., et al. Functional evaluation in the rat sciatic nerve defect model: a comparison of the sciatic functional index, ankle angles, and isometric tetanic force. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (5), 1173-1180 (2013).
- Shin, R. H., et al. Isometric tetanic force measurement method of the tibialis anterior in the rat. Microsurgery. 28 (6), 452-457 (2008).
- Giusti, G., et al. Description and validation of isometric tetanic muscle force test in rabbits. Microsurgery. 32 (1), 35-42 (2012).
- Bulstra, L. F., et al. Functional Outcome after Reconstruction of a Long Nerve Gap in Rabbits Using Optimized Decellularized Nerve Allografts. Plastic and Reconstructive Surgery. 145 (6), 1442-1450 (2020).
- Giusti, G., et al. The influence of vascularization of transplanted processed allograft nerve on return of motor function in rats. Microsurgery. 36 (2), 134-143 (2016).
- Giusti, G., et al. The influence of nerve conduits diameter in motor nerve recovery after segmental nerve repair. Microsurgery. 34 (8), 646-652 (2014).
- Hundepool, C. A., et al. Comparable functional motor outcomes after repair of peripheral nerve injury with an elastase-processed allograft in a rat sciatic nerve model. Microsurgery. 38 (7), 772-779 (2018).
- Lee, J. Y., et al. The effect of collagen nerve conduits filled with collagen-glycosaminoglycan matrix on peripheral motor nerve regeneration in a rat model. Journal of Bone and Joint Surgery. 94 (22), 2084-2091 (2012).
- Shin, R. H., Friedrich, P. F., Crum, B. A., Bishop, A. T., Shin, A. Y. Treatment of a segmental nerve defect in the rat with use of bioabsorbable synthetic nerve conduits: a comparison of commercially available conduits. Journal of Bone and Joint Surgery. 91 (9), 2194-2204 (2009).
- Coombes, J. S., et al. Effects of vitamin E deficiency on fatigue and muscle contractile properties. Eur J Appl Physiol. 87 (3), 272-277 (2002).
- Kauvar, D. S., Baer, D. G., Dubick, M. A., Walters, T. J. Effect of fluid resuscitation on acute skeletal muscle ischemia-reperfusion injury after hemorrhagic shock in rats. Journal of the American College of Surgeons. 202 (6), 888-896 (2006).
- Murlasits, Z., et al. Resistance training increases heat shock protein levels in skeletal muscle of young and old rats. Experimental Gerontology. 41 (4), 398-406 (2006).
- Zhou, Z., Cornelius, C. P., Eichner, M., Bornemann, A. Reinnervation-induced alterations in rat skeletal muscle. Neurobiology of Disease. 23 (3), 595-602 (2006).
- Schmoll, M., et al. In-situ measurements of tensile forces in the tibialis anterior tendon of the rat in concentric, isometric, and resisted co-contractions. Physiological Reports. 5 (8), (2017).
- Heinzel, J. C., Hercher, D., Redl, H. The course of recovery of locomotor function over a 10-week observation period in a rat model of femoral nerve resection and autograft repair. Brain and Behavior. 10 (4), 01580 (2020).
- Kingery, W. S., Vallin, J. A. The development of chronic mechanical hyperalgesia, autotomy and collateral sprouting following sciatic nerve section in rat. Pain. 38 (3), 321-332 (1989).
- Weber, R. A., Proctor, W. H., Warner, M. R., Verheyden, C. N. Autotomy and the sciatic functional index. Microsurgery. 14 (5), 323-327 (1993).
- Kunst, G., Graf, B. M., Schreiner, R., Martin, E., Fink, R. H. Differential effects of sevoflurane, isoflurane, and halothane on Ca2+ release from the sarcoplasmic reticulum of skeletal muscle. Anesthesiology. 91 (1), 179-186 (1999).
- Schmoll, M., et al. A novel miniature in-line load-cell to measure in-situ tensile forces in the tibialis anterior tendon of rats. PLoS One. 12 (9), 0185209 (2017).
- Paul, R. J., Sperelakis, N. . Cell Physiology Source Book (Fourth Edition). , 801-821 (2012).
