JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
의학

Ортопедическая трансплантация почек в свиной модели с использованием 24 часов сохранения органов и непрерывной телеметрии

Published: August 21, 2020
doi:
10.3791/61591
, , , , , , , , , , , , ,
1Department of Surgery and Transplantation, Faculty of Medicine,University Hospital RWTH Aachen, 2Institute for Laboratory Animal Science, Faculty of Medicine,University Hospital RWTH Aachen, 3Department of General-, Visceral-, and Transplantation Surgery,University Hospital Muenster, 4Department of Surgery,Maastricht University Medical Centre (MUMC), 5Institute of Pathology, Faculty of Medicine,University Hospital RWTH Aachen, 6Department of Surgery, Campus Charité Mitte | Campus Virchow-Klinikum,Charité-Universitätsmedizin

Summary

Крупные модели животных играют важную роль в доклинкологических исследованиях трансплантации. Благодаря своему сходств с клинической установкой, свиная модель ортопедической трансплантации почек, описанная в этой статье, обеспечивает отличную установку in vivo для тестирования методов сохранения органов и терапевтических вмешательств.

Abstract

В нынешнюю эпоху трансплантации органов с критической нехваткой органов используются различные стратегии по расширению пула доступных алотрансплантатов для трансплантации почек (КТ). Несмотря на то, что использование алотрансплантатов из расширенных критериев доноров (ECD) может частично облегчить нехватку доноров органов, органы ECD несут потенциально более высокий риск для более низких исходов и послеоперационных осложнений. Динамические методы сохранения органов, модуляция ишемии-реперфузии и сохранения травмы, и алотрансплантат терапии находятся в центре внимания научного интереса в усилиях по улучшению использования алотрансплантата и исходов пациентов в КТ.

Доклинные эксперименты на животных играют важную роль в трансляционных исследованиях, особенно в области медицинского устройства и разработки лекарственных препаратов. Основное преимущество свиной ортопедической модели автоматической трансплантации по сравнению с ex vivo или небольшими исследованиями на животных заключается в хирургическо-анатомическом и физиологическом сходств с клиническими установками. Это позволяет изутовить новые терапевтические методы и методы и обеспечивает облегченный клинический перевод выводов. Данный протокол содержит комплексное и проблемно-ориентированное описание модели автоматической трансплантации свиной ортопедической почки с использованием времени сохранения 24 часов и мониторинга телеметрии. Сочетание сложных хирургических методов с высокостандартизированными и современными методами анестезии, жилья для животных, периоперационного контроля и мониторинга обеспечивает воспроизводимость и успех этой модели.

Introduction

С момента первой успешной трансплантации почек человека между идентичными близнецами в 1954 году, выполненной новаторской группой лауреата Нобелевскойпремии хирурга Джозефа Мюррея 1, трансплантация почек (KT) превратилась в основу лечения пациентов с конечной стадией заболевания почек (ESRD)2. КТ показывает превосходные долгосрочные клинические исходы и качество жизни по сравнению с диализом2. Краткосрочные и долгосрочные показатели выживаемости после КТ постоянно улучшались, благодаря достижениям в области хирургических методов, сохранения органов, иммуносупрессивной терапии и критической помощи, следовательно, КТ стал широко доступенв глобальном масштабе 2,3,4.

Из-за критической нехватки органов, существует постоянно увеличиваемый разрыв между спросом ипредложением алотрансплантата 3,5,6. В 2018 году около 12 031 пациента ждали КТ в Германии, однако, только менее 20% (2291 пациент) могли получить донорскую почку из-за крайней нехватки органов для трансплантации7. К сожалению, за последние десятилетия снизилось не только абсолютное количество доноров органов, но и общее качество алотрансплантатов,предлагаемых длятрансплантации. Растущая тенденция наблюдалась в количестве предповрежденных или “маргинальных” алотрансплантатов почек, которые должны были быть приняты для трансплантации10. Использование алотрансплантатов ECD может сократить время ожидания и лист ожидания заболеваемости и смертности, это, однако, связано с увеличением частоты связанных с трансплантатом осложнений, таких как первичный трансплантат не функционируют (PNF) и / или задержки функции трансплантата (DGF)8,9,10. Дальнейшие исследования необходимы для оптимизации использования алотрансплантата, расширения донорского пула и защиты и восстановления маргинальных алотрансплантатов, которые в конечномитоге могут улучшить исходы пациентов 3,6.

В связи с ресурсоемким и сложным характером крупных моделей трансплантации животных, большое количество исследований проводится с использованием мелких животных или в ex vivoнастройки 11,12,13,14,15. Хотя эти модели могут предоставлять важные научные данные, перевод этих выводов в клинические условия часто ограничен. Свиная модель ортопической трансплантации почек является устоявшейся и воспроизводимой моделью, которая позволяет протестировать новые инновационные подходы к лечению в клинически значимых условиях in vivo, с потенциально более длительными периодами последующей деятельности и обильными возможностями для повторногосбора образцов 16,17. Помимо преимущества сопоставимого размера, который позволяет относительно прямой перевод в клинических условиях (в частности, для разработки медицинского устройства и дозировки препарата), хирургически-анатомические и физиологические сходства с точки зрения ишемии-реперфузии травмы (IRI) ответ и повреждение почек, поддерживают использование этой модели в трансляционныхисследований 17,18,19. Эта модель также предоставляет прекрасную возможность обучения для подготовки молодых хирургов-трансплантологов к техническим проблемам клинической трансплантацииорганов 20.

Есть также несколько различий по сравнению с человеческой обстановке и различные технические модификациимодели можно найти в литературе 16,17,19,20,21. В этой статье подробно описаны технические детали, подводные камни и рекомендации, которые могут помочь установить модель свиной ортопедической трансплантации почек. Описанный метод телеметрии и видеонаблюдения, а также наш специально разработанный жилой комплекс позволяют проводить оценку тяжести крупным планом и клиническое наблюдение за животными. Использование перкутанного мочевого катетера и назначенных свиных курток обеспечивает возможность детальной оценки функции почек без использования метаболических клеток. Эти технические модификации описаны в качестве потенциальных решений для выполнения современных задач 3R-принципа (Замена, сокращение и уточнение) и улучшения экспериментов на животных с использованием крупных моделейживотных 22.

Protocol

Настоящее исследование было разработано в соответствии с принципами ARRIVE (Исследования животных: Отчет об экспериментах In Vivo) руководящих принципов23. Эксперименты проводились в соответствии с институциональными руководящими принципами и федеральным законом Германии о защите животных. Полное этичное предложение было одобрено ответственными органами (Правительственный комитет по уходу за животными и использованию, LANUV NRW – “Landesamt f’re Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen”, Recklinghausen, Германия, Протокол ID: 81-02.04.2018.A051). Все животные в настоящем исследовании получили гуманный уход в соответствии с принципами “Руководство по уходу и использованию лабораторных животных” (8-е издание, NIH Publication, 2011, США) и Директива 2010/63/EU о защите животных, используемых в научных целях (Официальный журнал Европейского Союза, 2010). Самки немецких свиней были получены из гигиенически оптимизированного барьерного племенного предприятия (Heinrichs GbR, Heinsberg, Nordrhein-Westfalen). На рисунке 1 изображено резюме описанного экспериментального протокола. 1. Звери и жилье Для этого протокола используйте самок немецких свиней сухопутных свиней (или сопоставимых). Доставка животных в научно-исследовательский центр за 14 дней до первой операции (телеметрическая имплантация) для акклиматизации и их обитания в температурно-контролируемой барьерной среде с 12-часовым световым и темным циклом (рисунок 2). На потолке комнаты установлены два приемника телеметрии, что позволяет передавать зарегистрированные данные непосредственно на компьютер, расположенный в смотровой комнате. Убедитесь, что животные наблюдаются визуально во время регулярных визитов ветеринарных врачей и смотрителя животных (каждые 8 ч и по требованию).ПРИМЕЧАНИЕ: Кроме того, в этом эксперименте были использованы кадры камеры в режиме реального времени со встроенными тепловизионными изображениями, подключенными к локальной сети. Подробная информация о жилом объекте, используемом в данном исследовании, изображена на рисунке 2. 2. Основные методы и общие процедуры Быстрый животных на ночь перед операцией. Премедикат путем первоначальной внутримышечной инъекции азаперона (4 мг/кг) и атропина (0,1 мг/кг), а затем инъекции кетамина (15 мг/кг) через 10 мин. После предустановления взвесить животное и перенести его непосредственно из жилого помещения в центральную комнату подготовки анестезии или объекта. Cannulate один из больших вен уха с помощью 18 G периферического венозного катетера. Мониторинг животного с помощью стандартной ЭКГ и оксиметрии пульса. Инициировать анестезию пропофолом (3 мг/кг). Выставить голосовой шнур с ларингоскопом и вставить 7,5 мм эндотрахеальной трубки. Манжета блокируется воздухом в соответствии с рекомендациями производителя. Вставьте оро-желудочную дренажную трубку для удаления жидкости и воздуха из желудка. Вставьте мочевой катетер через уретру. Впоследствии обрезать кожу в области хирургического разреза. Нанесите мазь глаза, чтобы предотвратить высыхание роговицы во время операции. После олонтрахеальной инкубации поддерживайте анестезию изофлураном (окончательный срок действия 1,45-2,0 вол.%) и фентанилом (3 -7,5 мкг/кг/ч). Обеспечить активный внутриоперационный температурный контроль животного с помощью грелки и с использованием подогретого воздуха. Вставьте ректальный зонд для мониторинга температуры тела (целевая температура 36,5 градусов по Цельсию – 37,5 градусов по Цельсию). Администрирование антибиотикопрофилактической системы с использованием цефуроксима (35 мг/кг i.v.). Настоять раствор Ringer при 4 мл/кг/ч и увеличить до 8 мл/кг/ч после разреза кожи. Администрирование профилактической дозы пантопразола (40 мг i.v.) над доступом к вене уха. Выполняем все хирургические процедуры в стерильных условиях в соответствии с общими принципами хирургического асепсиса и антисепсиса. Дезинфицировать хирургическое поле раствором повидоне-йода и накрыть хирургическими шторами. 3. Имплантация телеметрии Подготовка животного к операции после шагов, описанных в разделе 2 протокола и подтвердить правильную анестезию снижением сердечного ритма и отсутствие сознательного движения животного. Соберите образцы крови и мочи для определения индивидуальных базовых лабораторных значений. Отметь места разреза с помощью постоянного маркера. Для имплантации артериального датчика транспондера телеметрии выполните разрез в паху на 3-4 см. Разоблачить и вскрыть артерию в 360 “мода. Используя зажим Overholt, протяните петли из двух сосудов ниже артерии и закрепите их зажимами для комаров. После сделать артериотомию с помощью #11 скальпеля лезвия, вставьте артериальный датчик. Закройте артериотомию с помощью 5-0 полипропиленового шва с помощью одного узла швы и обеспечить артериальный датчик с помощью одного из этих швов. Сделайте 3-4 см большой разрез на левом фланге животного и создайте подкожный мешок для транспондера тупым вскрытием. Туннель телеметрии транспондера на фланг и зафиксировать его на мышечной фасции (3-0 полипропилен, один узел). Туннель красных и белых электродов ЭКГ в правую и левую сторону грудной клетки. Сделайте два разреза на 1 см и закрепте электроды в мышечной ткани, чтобы обеспечить хороший экГ-сигнал с помощью одного узла швов (3-0 полиглактина). Начало регистрации телеметрии данных и проверка различных сигналов (например, температуры тела, зарегистрированной транспондером самого тела, артериального кровяного давления и ЭКГ сигналов). Закройте разрезы в паху, на левом фланге и два небольших торакальных разреза с использованием мышечных и подкожных швов (3-0 полиглактина) и закройте кожу с помощью непоглощаемого монофиламентного шва (например, 2-0 Пролен). Используйте спрей пленка соусом для уплотнения места разреза. В это время приготовьте животное надеть назначенную свиную куртку, которую животное носит до конца периода исследования. Замените куртки чистой курткой после каждого хирургического вмешательства.ПРИМЕЧАНИЕ: Для записи стабильных базовых данных, телеметрические транспондеры имплантируются за 14 дней до индексной хирургии (левая нефрэктомия, пожалуйста, также см. Обсуждение). 4. Нефрэктомия и извлечение трансплантата почек Подготовь животное к операции по извлечению трансплантата после процедур, описанных в разделе 2. После индукции анестезии, cannulate внешней яремной вены. После стерильной дезинфекции хирургического поля, 4 см разрез делается на правой стороне в яремной канавке. Рассекайте подкожные ткани и мышцы, чтобы разоблачить внешнюю яремную вену. Разоблачить и вскрыть вену в 360 “мода. Используя зажим Overholt, протяните петли из двух сосудов ниже вены и закрепите их зажимами для комаров. Туннель яремного катетера к задней части животного. Для этого, положение свиньи на левой стороне. Используйте метод Seldinger для вставки яремного катетера. Закройте отверстие на вене и закрепите катетер с помощью 5-0 полипропиленового шва. Закройте разрез двумя слоями (например, 3-0 полиглактина для мышц и подкожного и 2-0 полипропилен для кожи). Закрепив катетер к коже несколькими швами (2-0 полипропилен). Проверьте яремной вены катетер для свободного аспирации и инъекции. Впоследствии переключитесь внутривенно с канюлы вены уха на центральную венозную линию. После хирургической дезинфекции и драпировки, выполнить медианную лапаротомию, чтобы открыть живот (25-30 см). Используйте стандартный брюшной ретрактор, чтобы разоблачить хирургическое поле. Используйте влажные и теплые брюшные полотенца, чтобы покрыть толстой кишки и мелкой кишки. Попросите второго помощника держать кишечник в направлении правого геми-абдомен, обнажая почки и ее сосудистые структуры. Откройте брюшной слой и вскрыть левую почку и мочеточник из любой ткани адепта с помощью монополярной колеи, биполярных типсов и тонких ножниц. Ligate и разделить левый мочеточник (3-0 полиглактин) оставляя по крайней мере от 10 до 12 см длиной сегмента. Завершите вскрытие левой почечной вены (ы) и артерии к их происхождению от нижней полой вены и аорты, соответственно.ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте травм и открытия крупных лимфатических сосудов в этой анатомической области. Также имейте в виду потенциальную травму азыго-поясничной вены, присоединяясь к почечной вене, близкой к ее происхождению от вены. Вскрыть и лигаты азыго-поясничной вены между двумя лигатурами (3-0 полиглактина). Подготовка к вскрытию задней стола с помощью миски со льдом и стерильной крышкой. Чтобы получить трансплантат почки, зажим почечной артерии и почечной вены близко к аорты и вены кавы с сосудистыми зажимами. Удалите пересадку почки, разрезая сосуды ножницами близко к зажимам, затем переведать почку команде за столом. Закройте пень почечной артерии с помощью 5-0 полипропиленового шва. Закройте почечную вену двухслойным непрерывным швом с 5-0 полипропиленом. Удалите сосудистые зажимы. После проверки области на кровотечение или лимфатической утечки, закрыть живот в 4 слоях.ПРИМЕЧАНИЕ: Перитонеум: 3-0 полиглактина работает шов; фасция: 0 полиглактина работает шов; подкожный слой: 3-0 полиглактина работает шов; кожа: скреплеры кожи после операции по извлечению почек, чтобы облегчить повторное открытие живота на следующий день и 2-0 полипропилена одного узла швы после процедуры трансплантации для окончательного закрытия. Применив стерильную раневую повязку, верните животное в жилище и дайте возможность восстановиться после эндотрахеальной экстубации. Для послеоперационной анальгезии используйте бупренорфин (0,05 – 0,1 мг/кг) внутримышечно каждые 8 ч до автоматической трансплантации. 5. Сохранение бэк-стола и органов После извлечения трансплантата, немедленно cannulate почечной артерии с помощью стандартного 14 G (оранжевый) периферический катетер и исправить его с помощью турникета, подготовленного из 3-0 полиглактина. Промыть почку холодным раствором для сохранения органов. После промывки 500 мл раствора для сохранения органов удалите артериальную канюлю, оберните пересадку почки в стерильные пакеты органов и храните в растворе для сохранения органов с целевым холодным ишемическим временем (CIT) 24 ч при 4 градусах цельсия с помощью управляемой компьютером схемы охлаждения.ПРИМЕЧАНИЕ: Краткий пост-сохранения флеш рекомендуется использовать 500 мл 4 КК нормального солевого раствора. 6. Контралатеральная нефрэктомия и ортотопическая трансплантация почек Во время операции реципиента, адаптировать предустановку и начальную анестезию к ограниченному метаболизму почек и избежать использования кетамина. Индукция выполняется с пропофолом (3-5 мг/кг i.v.), мидазоламом (0,25 мг/кг i.v.) и атропином (0,1 мг/кг i.m.). После этого предоперационная подготовка идентична процедурам, описанным в разделе 2. Поддерживать анестезию с изофлораном (окончательный срок действия 1,45-2,0 vol.%) и фентанилом (3 – 7,5 мкг/кг/ч) и пропофолом (2 – 4 мг/кг/ч). Проверяйте и постоянно следите за ЭКГ, оксиметрией пульса, ректальной температурой и функцией транспондера телеметрии.ПРИМЕЧАНИЕ: Строгая анестезия и контроль артериального давления имеют решающее значение во время процедуры имплантации. В редких случаях, когда артериальный сигнал артериального давления, зарегистрированный по транспондеру телеметрии, не является удовлетворительным из-за положения на спине животного, поместите дополнительный артериальный катетер в правую бедренную артерию с помощью перкутанного прокола и техники Селдингера. После стерильной драпировки, вновь открыть среднюю лапаротомию и подвергать хирургического поля с помощью брюшного ретрактора. Толстой кишки и мелкой кишки помещаются на левую сторону живота, чтобы разоблачить нетронутыми правой почки. Подобно донорской процедуре, вскрывать противоконасную почку и ее сосуды из окружающих тканей. Рассекаете правую почечную вену и почечную артерию в направлении рукоятки почки, чтобы обеспечить достаточную длину сосуда для анатомоза. За 5 минут до зажима сосудов вводят натрий-гепарин внутривенно (100 И.У./кг). Зажим правой почечной артерии и правой почечной вены с помощью сосудистых зажимов. Правая почка удаляется. Сосуды проверяются на целостность перед запуском анастомосов. Поместите сохраненную трансплантатную почку в брюшную полость и начните венозные и артериальные анастомозы. С этого момента, держать среднее артериальное давление более 80-90 мм рт. ст., чтобы обеспечить хорошую раннюю перфузию трансплантата почек после реперфузии. Достичь этого частично за счет адекватного управления объемом и частично путем введения норадреналина (0,1 – 1,0 мкг/кг/мин в качестве непрерывного вливания с использованием среднего артериального кровяного давления и сердечного ритма для мониторинга эффективности). Выполните эндо-энд-асатомоз почечной вены: После размещения двух угловых стежков с использованием 5-0 полипропилена, шв задняя стенка в непрерывной моды. Свяжите черепный угол стежка и свяжите его вместе с нитью, используемой для задней стенки. После завершения задней стенки, используйте черепный угол стежка шва передней стены в кранио-каудаль направлении. Промыть вену ахепаринизированным солевым раствором (100 I.U./mL). Свяжите хвостовой угловой стежок.ПРИМЕЧАНИЕ: В случае несоответствия размера между донором и реципиентом стороны, небольшой фактор роста может быть использован для обеспечения широкого и достаточного анатомоза. Существует множество возможных вариаций ветвей свиной почечной вены. В случае сложной венозной анатомии необходим модифицированный подход к анатомозу (см. рисунок 3). Выполните энд-энд-асатомоз почечной артерии: Используйте 6-0 полипропиленового черепного углового стежка для выполнения артериального анатомоза. Размещение дальнейшего caudal, поддерживая угловой стежок, который позже удаляется, является необязательным. Шов задней стенки в непрерывной моды с использованием парашютной техники. После прибытия в хвостовой угол удалите второй угловой стежок (если это применимо). Шов передней стены с другим концом двусвоещенного 6-0 полипропиленового шва. Промыть артерию гепаринизированным солевым раствором (100 I.U./mL). Свяжите две нити на хвостовом углу. Завехать время, необходимое для выполнения обоих анастомозов с целевой теплой ишемии время Lt;40 мин. Reperfuse почки, открыв венозный сосудистый зажим, а затем артериальный зажим. Проверьте наличие значительных кровотечений. Если не наблюдается значительных кровотечений из анастомозов, разверните пересадку почки и вылейте теплый нормальный солевой раствор в брюшной полости, покрывающий перероснутый трансплантат. Перепозиционировать трансплантат, если это необходимо, чтобы обеспечить однородную реперфузию и избежать заторов. Администрирование папаверина местно снаружи почечной артерии и артериального анатомоза (5 мл неразбавленных). После реперфузии влить 250 мл 20% раствора глюкозы, чтобы вызвать осмотический дирезис с последующим введения одной дозы 80 мг фуросемида.ПРИМЕЧАНИЕ: После этого, начальное производство мочи может наблюдаться. Для обеспечения дренажа мочевыводящих путей, пройти 12 французский детский катетер мочи через брюшную стенку правого фланга животного, ретроперитонно. Защитите катетер в мочеточнике с помощью лигатур (2-0 полиглактина) и блокируйте катетер 2 мл солевым раствором. Дальнейшие швы используются для адаптации и обеспечения мочеточника к брюшной стенке (2-0 полипропилена). Катетер также обеспечивается кожу, по крайней мере два одного узла швы (2-0 полипропилен). Закройте брюшной слой над почкой, чтобы предотвратить вывих трансплантата почки и изломы сосудистых анастомозов (3-0 полиглактина). Закройте брюшную полость в подобном способе 4-слоя как описано более раньше для поиска трансплантата. После закрытия брюшной полости, поддерживать нормотермию на столе или.ПРИМЕЧАНИЕ: Среднее артериальное кровяное давление должно поддерживаться более 80 мм рт. ст., пока животное не бодрствует и находится в склонном положении. После закрытия брюшной полости используйте цвет доплеровского ультразвука для обеспечения адекватной артериальной и венозной перфузии трансплантата почек(рисунок 4). Внимательно следите за животным до тех пор, пока оно не проснется полностью и не сможет ходить и пить спонтанно. На этапе восстановления животным дается 1 л раствора Ringer. Впоследствии верните животное в свою коробку в жилом комплексе. 7. Последующие такие времени, выборка и сбор данных Обеспечить животных воды объявление libitum, как только они могут пить спонтанно. Обеспечить твердую пищу с послеоперационного дня 1. При послеоперационной анальгезии вводят бупренорфин (0,05 – 0,1 мг/кг) внутримышечно каждые 8 ч на 72 ч, дают пантозол (40 мг и.в.) один раз в день по 72 ч. Обеспечить лечение антибиотиками (цефуроксим 35 мг/кг т.д. 2x в день) и профилактика тромбоза (500 мг ацетилсалициловой кислоты с послеоперационного дня 1) в течение всего периода наблюдения до окончания эксперимента.ПРИМЕЧАНИЕ: Если возникают осложнения кровотечения, аспирин прекращается. Зарегистрируйте непрерывные данные телеметрии в течение всего периода наблюдения. Убедитесь, что животные посещаются по крайней мере каждые 8 ч ветеринарным врачом и / или опытным ветеринарным техником и их клиническое состояние оценивается с помощью листа, который используется в качестве основы для преждевременного прекращения эксперимента, если того требует клиническое состояние животного.ПРИМЕЧАНИЕ: Эти так называемые гуманные критерии конечной точки определяются как описаноранее 24. Выполняйте ежедневный сбор образцов с помощью центральной венозной линии и перкутанного мочевого катетера. Изменение мочевых мешков (2000 мл) 2x в день. После сбора образцов или введения жидкостей или препаратов, блокировать центральный венозный катетер с гепаринизированным солевым раствором (100 I.U./mL) между каждым использованием, чтобы избежать окклюзии и покрыть его новой стерильной крышкой. После соответствующего периода наблюдения от 5 до 7 дней, жертвовать животных в глубокой анестезии после релапаротомии, сбора образцов и эксплантации трансплантата почек. Пожертвование выполняется с помощью одной инъекции пентобарбитала (50 – 60 мг/кг i.v.).ПРИМЕЧАНИЕ: В соответствии с принципом 3R, остальные органы и ткани принесенных в жертву животных могут быть использованы для различных исследований ex vivo и образовательных целей в собственных институтах.

Representative Results

Наша группа имеет опыт работы с моделями трансплантации твердых органов у мелких и крупных животных и использовала свиную ортопедическую модель трансплантации почек, получая воспроизводимые результатыв различных экспериментальных условиях 16,25,26,27. В зависимости от экспериментальной установки, мы рекомендуем выполнять от 3 до 5 автоматических трансплантаций в качестве предварительных экспериментов, что обеспечивает достаточную кривую обучения всей экспериментальной команды. В нынешних условиях 5 трансплантаций были необходимы для подготовки хирурга, с 8 лет предыдущего экспериментального и 5 лет клинического хирургического опыта в области трансплантации хирургии, в выполнении этих экспериментов. Это может отличаться в зависимости от предыдущего воздействия хирурга на эти методы. В рамках этого протокола продемонстрирована результаты набора из 5 экспериментов по аутоплантологии морских ортопедических почек. Имплантация транспондера была успешной у каждого животного с достаточным количеством телеметрии сигналов на протяжении всего периода наблюдения (за исключением одного животного с частичной дисфункцией транспондера). Интервал от ножа к коже для имплантации транспондера составил 85 мин ± 5 мин(таблица 1). После извлечения трансплантата все животные хорошо выздоровели в жилом комплексе. Интервал от ножа к коже для операции по извлечению составил 135 мин ± 32 мин (в том числе примерно 30-45 мин для вставки, туннелирования и обеспечения яремного катетера). Левая почка хранилась в холодной водяной бане с целевым временем холодной ишемии 24 ч (24 ч ± 30 мин). На следующий день, после индукции анестезии и релапаротомии, контралатеральная (правая) почка была удалена с последующим ортопедической автоматической трансплантацией холодного хранимого трансплантата левой почки, как описано ранее. Интервал от ножа к коже для операции по автоматической трансплантации составил 168 мин ± 27 мин (включая эксплантацию правой почки). Теплое время ишемии было 34 ± 7 мин. Каждый имплантированный трансплантат почек имел минимальное, но прямое производство мочи после сперфузии. После закрытия брюшной полости, цвет Доплер УЗИ показали удовлетворительные артериальные и венозные перфузии почек во всех случаях(рисунок 4). Все животные оправились от анестезии и никаких значительных осложнений не наблюдалось в течение всего периода наблюдения. Были собраны ежедневные образцы крови и мочи. Все свиньи были в хорошем клиническом состоянии во время последующей деятельности и были принесены в жертву через 5 дней. Значения креатинина и калия в сыворотке крови достигли пика на POD3-4. РН крови остался в пределах нормы(рисунок 5). Выход мочи восстановился до нормальных значений в течение первых четырех послеоперационных дней. Количество белых кровяных телец было несколько увеличено в конце периода последующей деятельности(рисунок 5). Температура тела, измеряемая непрерывным мониторингом телеметрии, показала небольшие колебания в послеоперационном периоде. Рисунок 1: Изучение flowchart и протокола. Используемые аббревиатуры: POD-послеоперационный день; ЭКГ-электрокардиография. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры. Рисунок 2: Жилой комплекс для животных с мониторингом телеметриидо 6 животных в режиме реального времени. (A)Схематический план нашего объекта подходит для жилищного и телеметрического мониторинга до 6 животных. Размер одиночных ящиков был определен на основе руководящих принципов Директивы ЕС 2010/63 и приложения ETS 123 A. Панели A-E показывают репрезентативные изображения организации нашего объекта. (B)Комната для животных для снабжения жилищем 6 животных. (C)Комната наблюдения с компьютером, используемым для непрерывной регистрации телеметрии данных. (D)Видео и тепловые кадры животных в режиме реального времени. (E)Индивидуальное проведение обеспечения акустического и обонятельного контакта животных со своими спутниками, чтобы избежать социальной изоляции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры. Рисунок 3: Ортотопическая пересадка почек и анатомические вариации и возможности реконструкции.(A,B)Шаги модели аутоплантологии ортопедических почек в случае “стандартной” сосудистой анатомии. (C) Вариация 1: в то время как одна большая вена поставляется с донорской почки, Есть две вены на стороне получателя. Управление: меньшая вена закрывается лигатурой и анатомоз выполняется от конца до конца между почечной вены. (D)Вариант 2: в то время как одна большая вена поставляется с донорской почкой, нет подходящего сосуда реципиента на контралатеральной стороне (например, несоответствие размера). Управление: конец в сторону анатомоз почечной вены к нижней вены кавы. (E)Вариант 3: две вены аналогичного размера с обеих сторон. Управление: реконструкция двумя венозными анастомозами. (F)Вариация 4: в то время как два вены аналогичного размера приходят с донорской почкой, нет подходящего сосуда реципиента на контралатеральной стороне. Управление: конец в сторону анатомоз почечной вены к нижней вены кавы в случае двух почечных вен. (G)Вариация 5: донорская почка поставляется с веной, показывающей раннюю бифуркацию, в то время как есть одна большая вена на контралатеральной стороне. Управление: от конца до конца анатомоз короткого общего канала донорской почечной вены с одной большой вены на стороне реципиента. (H)Вариация 6: в то время как донорская почка поставляется с одной почечной вены с ранней бифуркации, нет подходящего реципиентного сосуда на контралатеральной стороне. Управление: конец в сторону анатомоз короткого общего канала донорской почечной вены к нижней вены кавы. Эта цифра изображает несколько более частых вариаций и не является статистически всеобъемлющей с точки зрения всех возможных вариаций в немецких свиней landrace. Используемые аббревиатуры: КГ-почечный трансплантат; РК-правая почка; IVC-нижний вена кава; AO-aorta Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры. Рисунок 4: Представитель цвета Доплер ультразвуковые изображения, сразу после ортотопической почки авто-трансплантации и брюшной закрытия. (A)Цвет Доплер ультразвук проводится непосредственно после имплантации почек и брюшной замыкания, чтобы обеспечить хорошую артериальную и венозную перфузию трансплантата почки и для проверки на потенциальные ятрогенные сосудистые изломы. Ультразвук также использовался ежедневно и по требованию, на основе клинической производительности животного для проверки на различные проблемы. (B-E) Репрезентативные ультразвуковые изображения трансплантата почки после имплантации. Изображение трансплантата почки с и без цвета Doppler (B,C) показывает отличную артериальную(D)и венозную перфузию (E). На этой цифре показаны репрезентативные изображения одного и того же животного. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры. Рисунок 5: Репрезентативные лабораторные результаты и телеметрические данные модели аутоплантологии ортопедических почек с холодной ишемией 24 ч. (A) Значения калия в сыворотке крови(B)Значения креатинина сыворотки (C )pH(D) Количество белых кровяных клеток (WBC) (E) Выход мочи. (F)Средняя температура тела, зарегистрированная телеметрическим мониторингом в течение всего периода наблюдения в четырех последовательных трансплантации почек (нет данных, представленных от5-го животного из-за частичной дисфункции транспондера). Используемые аббревиатуры: POD-послеоперационный день. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры. Рисунок 6: Примеры возможных пери-оперативных осложнений и подводных камней. (A-C) Послеоперационный затор пересаженной пересадки почки на POD3 после ортопедической любопытной автоматической трансплантации. (D)Причина перегрузки была определена как катетер излом из-за затянутого шва на уровне кожи. После корректировки шва заторов решен почти полностью в 24 ч. (E) Здесь показан другой трансплантат почки на POD2 после ортотопической трансплантации почек. Asterix (я) показывает коллекцию жидкости вокруг подполья трансплантата (кровавый сбор против лимфоцеле). Из-за нашей техники с закрытием брюшной полыши над почками эти коллекции, как правило, самоограничения из-за выгодных последствий местного сжатия. За животными следует внимательно следить с точки зрения местного нахождения, признаков кровотечения или инфекции. (F)Квалифицированное цветное УЗИ Доплера, выполняемое ежедневно (и по требованию) в жилом комплексе, имеет, помимо его академического использования (например, документацию, регистрацию индексов артериальной резистии), решающую диагностическую роль в признании потенциальных осложнений на ранней субклинной фазе. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры. Экспериментальная задача/шаг Дни недели Время (мин) Хирург Ветеринарный врач Ветеринарный техник Лаборант Докторант Общая Nr Предопрофильный уход Д-29 к Д-15 Неприменимо. 1 1 1 3 Операция по имплантации телеметрии Д-15 85±5 1 1 1 1 1 5 Послеоперационная помощь после имплантации телеметрии Д-15 к Д-1 Неприменимо. 1 1 1 3 Хирургия извлечения трансплантата Д-1 135±32 1 2 1 2 2 8 Хирургия автоматической трансплантации почек D 0 168 ±27 1 2 1 2 2 8 Послеоперационная помощь после автоматической трансплантации почек D от 0 до D5 Неприменимо. 2 1 2 5 Жертву D 5 Неприменимо. 2 1 1 4 Таблица 1. Описание необходимых людских ресурсов и графиков выполнения различных экспериментальных этапов модели аутоплантологии свиной почки.

Discussion

Свиная модель КТ позволяет изутовить новые терапевтические подходы и медицинские приборы в клинически значимых крупныхживотных настройки 15,17,21. Анатомическое, патофизиологическое и хирургическо-техническое сходство между свиной и человеческой обстановкой может облегчить клиническую интерпретацию данных и быстрый перевод полученных результатови методов в клинические испытания 15,16,17,18,19,21.

Модель ортотопической трансплантации почек не только соответствует принципу 3R, уменьшая количество необходимых животных по сравнению с ало-трансплантацией, например, не требует отдельного донорского животного, но и предоставляет уникальную возможность исследовать последствия ИРИ и сохранения травмы без путаницы эффектов иммунологического реагирования и иммуносупрессивныхпрепаратов 17,21.

Незначительные изменения протокола позволяют моделировать широкий спектр клинических ситуаций. Чтобы имитировать КТ с помощью донорства после смерти кровообращения (DCD) почек, сосудистые структуры зажимаются в течение 30 до 60 минут на месте до извлечения почки, в то время как длительное время ишемии холода (24 часа и дольше) могут быть применены для моделирования обширныхтравм сохранения 16,17,28,29.

Хотя, свиная модель КТ является хирургически менее сложным, чем твердые модели трансплантации органов у мелких животных (например, крыси мышей) 26, Есть несколько технических аспектов и ловушек, которые должны иметь в виду, чтобы улучшить результаты и избежать конкретныхосложнений 17.

Неспособность избежать крупных лимфатических сосудов вокруг нижней полой вены и аорты во время извлечения трансплантата или имплантации из-за технической ошибки или анатомических вариаций, может привести к высокой выходной лимфатической свищ и послеоперационного сбора брюшной жидкости, инфекции и потенциально технической неисправности. Лимфатические сосуды следует полностью избегать во время операции или закрыть с 5-0 или 6-0 полипропиленовых швов. Целесообразно также избегать использования биполярного или любого другого устройства свертывания в случае лимфатических утечек. Это обычно приводит к ухудшению ситуации. В случае низкой утечки лимфатики, наша команда имеет хороший опыт применения фибрина основе коллагена патчи (например, Tachosil)30, однако, их высокая стоимость ограничивает их применение в этой обстановке.

В настоящем протоколе мы демонстрируем трансперитонеальный подход к поиску почек и автоматической трансплантации. Это серьезное техническое отличие по сравнению с клинической ситуацией, когда трансплантаты почек обычно имплантируются в подвиховую ямку с использованием экстраперитонеального подхода. Хотя, большинство групп используют трансперитонеальный и ортопедический подход в свиной модели, гетеротопная трансплантация подвиха фосса также возможно усвиней 31. Однако, из-за относительно низкого диаметра внешней подвиховой артерии в 30-40 кг свиней и его склонность к вазоспасму делает его иногда трудно выполнить из-за бокового анатомоза почечной артерии к внешней подвиховнойартерии 31. Что касается того факта, что мы извлекаем левую почку с помощью трансперитонеального подхода для выполнения последующей автоматической трансплантации, то более возможно выполнить имплантацию путем повторного открытия того же разреза и с использованием straigtforward ортопедический подход, особенно, что за протокол также требуется удалить родную правую почку, чтобы убедиться, что животное будет восстанавливаться только с одним predamaged kindey. Всеобъемлющее описание всех возможных технических вариаций модели выходит за рамки настоящего протокола и было обобщено другими в статьях31 всеобъемлющего обзора.

Дислокация пересаженного трансплантата почки и последующее изломы сосудистого анастоза является основным источником отказа в модели свиного КТ, быстро приводит к окклюзии сосудов и полному провалу эксперимента из-за хирургического осложнения. Чтобы избежать этого, после автоматической трансплантации мы закрываем брюшовый слой над почкой с помощью бегущего шва с использованием 3-0 полиглактина. Кроме того, цвет доплеровского ультразвука проводится непосредственно после имплантации почек и брюшной полости, чтобы обеспечить хорошую артериальную и венозную перфузию трансплантата почки. Ультразвук также используется ежедневно и по требованию, на основе клинической производительности животного, для проверки перфузии почек, пост-почечных проблем (например, обструкция или излом мочевого катетера), и сбор жидкости из-за лимфатической свищей, кровотечения или инфекции(рисунок 4 и рисунок 6).

Поскольку 24 часа холодной ишемии часто приводит к функциональным нарушениям и задержке функции трансплантата, животные могут потребовать медицинской терапии по требованию, если это считается необходимым ветеринарным врачом. Это может включать в себя инфузионные терапии с использованием 5% глюкозы и / или Ringer раствор вводят через центральную венозную линию, furosemide болус инъекции (в случае олигурии / анурии в зависимости от клинического состояния и лабораторных результатов, 60-80 мг уколов болюса до 200 мг/день), и устное введение sodium Polystyrene Sulfonate (Resonium A) в случае тяжелойгиперкемии 32. Чтобы избежать экспериментальной предвзятости, ветеринарный врач, ответственный за после трансплантации ветеринарной помощи животным, должен быть ослеплен для прикладного лечения и группировки.

Хотя, анатомия почечной артерии довольно проста в немецких свиней landrace с обычно одной артерии, чтобы реконструировать, есть широкий спектр анатомических вариаций ветвей почечной вены, которые требуют определенного хирургического творчества во время венозной реконструкции. Часто две (или более) ветви почечных вен соединяются на разных уровнях между hilum почки и нижней вены кавы. Наиболее часто наблюдаемые вариации и возможные варианты реконструкции17 показаны на рисунке 3.

После первого хирургического вмешательства (день -15, телеметрическая имплантация) все животные получают свиную куртку, которую они носят на протяжении всего периода экспериментов. Это обеспечивает отличную защиту от случайных травм и вывиха имплантированных катетеров и обеспечивает место для хранения мешков для сбора мочи. Использование этих курток также является возможным решением для устранения необходимости метаболических клеток для оценки клиренса креатинина в качестве метода уточнения в соответствии с принципом 3R.

Наш жилой комплекс интегрирует использование телеметрии и видео-пери-оперативного мониторинга. Хотя эти методы не могут заменить регулярные визиты ветеринарного офицера и техников, они облегчают быстрое вмешательство и улучшают оценку степени тяжести для дальнейшего совершенствования наших экспериментальных условий на будущее. Существует широкий спектр показаний для использования имплантируемого телеметрического устройства в крупных моделях животных33. Хотя, тесный мониторинг клинических парамтеров после крупных операций, таких как ЭКГ, кровяное давление, температура считается стандартной в клинических условиях человека хирургического интенсивного и промежуточного ухода, в экспериментальной хирургии мониторинга в основном прекращено, когда животное просыпается отанестезии 33,34,35. Таким образом, телеметрия обеспечивает осуществимый способ непрерывного мониторинга этих животных. Мы считаем, что все эти данные способствуют раннему выявлению возможных послеоперационных осложнений точно и своевременно (например, геморрагический шок или сепсис, выявленный при повышении температуры, гипотонии и тахикардии). Это может способствовать своевременному вмешательству (например, введение терапевтической антибиотикотерапии, замена жидкости, прекращение антикоагуляции или жертвоприношение животного, чтобы избежать страданий). Помимо этих “в режиме реального времени” мониторинга аспект, наша группа в настоящее время упором на оценку тяжестии уточнения экспериментов на животных 36,37,38. Ретроспективный анализ большого количества собранных телеметрических данных в этих экспериментах может позволить нам лучше расслоить тяжесть такого рода хирургических вмешательств и оптимизировать периоперационный уход (например, анальгезия) у лабораторных животных.

С точки зрения имплантируемой телеметрии рекомендуется период не менее 12 дней после имплантации измерительных систем для обеспечения стабильных и оптимальных данных измерений (на основе личного общения). Обсудив этот вопрос с различными производителями, предоставляющими телеметрические решения для крупных животных, а также с другими исследовательскими группами, использующими эти системы в различных экспериментальных условиях, мы решили интегрировать 14-дневный период между имплантацией телеметрии и трансплантацией почек. В предыдущие дни, отклонения все еще могут произойти из-за движения животного, как рубцы и процессы заживления по-прежнему незавершенными.

Несмотря на свои преимущества, вышеописаемая модель имеет определенные ограничения. Сложность и необходимые ресурсы и инфраструктура являются наиболее важными ограничениями модели. Много времени экспериментальный протокол, сложные методы, и интенсивные пери-оперативной последующей деятельности требуют наличия значительного жилья и OR потенциала и требуют участия более широкой команды, в том числе докторантов, хирургов, ветеринарных офицеров и техников (таблица 1). Поэтому, основываясь на наших эмпирических наблюдениях, обычно неосуществимо выполнять более двух процедур в день. Еще одним недостатком свиной модели по сравнению с моделями мелких животных является ограниченная возможность механистических и молекулярно-биологических исследований. В настоящем протоколе сообщалось лишь о пяти днях последующей деятельности. Это было целесообразным для демонстрации наиболее важных экспериментальных характеристик модели, однако этого относительно короткого последующего действия может оказаться недостаточно для ответа на определенный конкретный исследовательский вопрос (например, долгосрочное восстановление функции по сравнению с острым ущербом). Таким образом, может потребоваться расширение последующей деятельности, связанное с проектом. Эта рукопись описывает нашу нынешнюю «лучшую практику» в экспериментальной обстановке свиной ортопедической трансплантации почек. Хотя определенные шаги являются обязательными для успешного установления этой модели, незначительные аспекты (например, интраоперационное использование катетера мочевого пузыря, размещение артериального катетера в бедренной артерии против сонной артерии) являются емкими и могут быть избежать / изменены по усмотрению следователей. Описание и обоснование каждого методического аспекта выходит за рамки настоящего протокола и обсуждается в других местах31. Наконец, это также трудно повторить точную клиническую ситуацию ECD КТ в свиной модели, где пожилые доноры, алотрансплантаты с острой травмой почек и доноров с несколькими со-заболеваемости и хронических заболеваний, таких как гипертония, сахарный диабет или атеросклероз представляют собой большую частьмаргинального донорского пула 8,9.

Несмотря на вышеупомянутые ограничения, а также технические и материально-технические проблемы, эта устоявшаяся и воспроизводимая крупная модель КТ предоставляет уникальную возможность исследовать новые методы лечения и методы для улучшения сохранения органов и клинических исходов и представляет собой отличную платформу для молодых хирургов, чтобы освоить методы трансплантации органов в большой модели животных.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы хотели бы выразить благодарность Паскаля Пасхенды, Марейке Шульц, Бритте Бунгардт, Анне Кюммеке за их умелую техническую помощь.

Авторы заявляют о финансировании, в частности, программы СНВ Медицинского факультета, Университета RWTH Aachen (#23/19-З.C.), от Фонда Б.Брауна, Мелсунгена, Германия (BBST-S-17-00240 до З.C.), Немецкого исследовательского фонда (Deutsche Forschungsgemeinschaft – DFG; ДЛЯ-2591, ДО 542/5-1, ДО 542/6-1; 2016 к R.T. и SFB/TRR57, SFB/TRR219, BO3755/3-1, BO3755/6-1 к P.B.) и Министерство образования и исследований Германии (BMBF: STOP-FSGS-01GM1901A p.B.), без участия спонсоров в разработке исследований, сборе данных, анализе данных, подготовке рукописей или принятии решения о публикации.

Materials

Anesthesia materials, drugs and medications
Aspirin 500mg i.v., powder for solution for injection  Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany 4324188 antiplatelet agents
Atropine sulfate solution for injection, 100mg Dr. Franz Köhler Chemie GmbH, Bensheim, Germany  1821288 parasympatholytic agent, premedication
Bepanthen ointment for eyes and nose Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany 1578675 eye ointment
BD Discardit II syringes, 2ml, 5ml, 10ml,20ml Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany 300928, 309050,309110, 300296  syringes
BD Micolance 3 (20G yellow) Cannula Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany 305888 venous catheter
BD Venflon Pro Safety (20G pink) Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany 4491101 venous catheter
Buprenorphine (Buprenovet) Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany 794-996 analgesia
Cefuroxime 750mg, powder for preparing  injection solution FRESENIUS KABI Deutschland GmbH, Bad Homburg, Germany J01DC02 antibiotics
Covidien Hi-Contour, Endotracheal Tube 7,5 with Cuffed Murphy Eye Covidien Deutschland GmbH,Neustadt/Donau, Germany COV-107-75E endotracheal Tube
FENTANYL 0,5 mg Rotexmedica solution for injection  Rotexmedica GmbH Arzneimittelwerk, Trittau, Germany 4993593 opioide analgetic agent
Furosemide-ratiopharm 250 mg/25 ml solution for injection Ratiopharm GmbH, Ulm, Germany 1479542 loop diuretics
Glucose 5% solution for infusion (500ml, 250ml) B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  3705273,03705422 infusion fluid
Glucose 20% solution for infusion B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  4164483 osmotic diuresis
Heparin-Sodium 5000 I.E./ml B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  15782698 anticoagulant
Isoflurane-Piramal (Isoflurane) Piramal Critical Care Deutschland GmbH, Hallbergmoos, Germany 9714675 volatile anaesthetic agent
Ketamine (Ketamine hydrochloride) 10% Medistar Arzneimittelvertrieb GmbH, Ascheberg, Germany 0004230 general anaestetic agent
MIDAZOLAM 15mg/3ml Rotexmedica GmbH Arzneimittelwerk, Trittau, Germany 828093 hybnotica, sedative agent
NaCl 0,9% solution for infusion (500ml,1000ml) B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  864671.8779 infusion fluid
Norepinephrine (Arterenol) Sanofi-Aventis Deutschland GmbH, Frankfurt, Germany 16180 increase in blood pressure 
Organ preservation solution (e.g. HTK) Dr. Franz Köhler Chemie GmbH, Bensheim, Germany  should be decided based on preference and experimental design organ preservation
Pantoprazole 40mg/solution for injection Laboratorios Normon,Madrid, Spain 11068 proton pump inhibitor
Paveron N 25mg/ml solution for injection (Papaverine Hydrochloride) LINDEN Arzneimittel-Vertrieb-GmbH, Heuchelheim, Germany 2748990 spasmolytic agent for vasodilatation
Pentobarbital (Narcoren) Boehringer Ingelheim vetmedica GmbH, Ingelheim, Germany 1,204,924,565 used for euthanasia
Propofol 1% (10mg/ml) MCT Fresenius FRESENIUS KABI Deutschland GmbH, Bad Homburg, Germany 654210 general anaesthetic agent
Ringer solution B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  1471411 infusion fluid
Sterofundin ISO solution for infusion (1000ml) B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  1078961 Infusion fluid
Stresnil (Azaperone) 40mg/ml Elanco 797-548 sedative
Urine catheter ruffle 12CH  Wirutec Rüsch
Medical Vertriebs GmbH, Sulzbach, Germany		 RÜSCH-180605-12 transurethral urinecatheter
Surgical materials
Appose ULC Skin Stapler Covidien Deutschland GmbH,Neustadt/Donau, Germany 8886803712 skin stapler
Cavafix Certo 375  B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  4153758 central venous catheter
EMKA Easytel +L-EPTA Transponder emka TECHNOLOGIES S.A.S,Paris,France L-EEEETA 100 telemetry transponder
EMKA Reciever and Data Analyzer System emka TECHNOLOGIES S.A.S,Paris,France Reviever  telemetry receiver
Feather Disposable Scapel (11)(21) Feather, Japan 8902305.395 scapel
Prolene 2-0, blue monofil VISI-BLACK, FS needle Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany EH7038H skin
Prolene 3-0,blue monofil,FS1 needle Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany EH7694H skin
Prolene 5-0 (simply angulated, C1 needle) blue monofil VISI-BLACK Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany EH7227H vascular
Prolene 5-0 (double armed, C1 needle) 60cm Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany KBB5661H vascular
Prolene 6-0 (double armed, C1 needle) 60cm Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany EH7228H vascular
Sempermed derma PF Surgical Gloves Seril Gr. 7, 7.5, 8  Semperit investment Asia Pte Ltd, Singapore 4200782,4200871,4200894 surgical gloves
Sentinex® PRO Surgical Gowns Spunlace XL 150cm Lohmann & Rauscher GmbH & Co. KG, Neuwied, Germany 19302 surgical gown
Tachosil Takeda Pharma Vertrieb GmbH & Co. KG, Berlin, Germany MAXI 9,5 x 4,8 cm haemostasis
Telasorp Belly wipes (green 45x45cm) PAUL HARTMANN AG,Heidenheim, Germany 4542437 abdominal towel
Pediatric urine catheter Uromed Kurt Drews KG, Oststeinbeck, Germany PZN 03280856 used for the uretero-cutaneus stoma
VICRYL- 0 MH Plus Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany V324 fascial closure
VICRYL – 3-0, SH1 Plus needle, 75cm Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany W9114 subcutaneous suture, peritoneal suture, 
VICRYL – 3-0, SH1 Plus needle, 4*45cm Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany V780 subcutaneous suture, peritoneal suture, 
VICRYL – ligatures Sutupak purple braided, 3-0 Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany V1215E threats for ligature
3M™ Standard Surgical Mask 1810F 3M Deutschland GmbH, Neuss, Germany 3M-ID 7000039767 surgical mask
Surgical instruments
Anatomical forceps Standard ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  PZ0260 anatomical forceps
Atraumatic tweezers steel, De Bakey Tip 1,5mm 8" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  GF0840 anatmical atraumatic forceps
Bipolar forceps 16 cm straight, Branch 0,30 mm pointed, universal fit Bühler Instrumente Medizintechnik GmbH,Tuttlingen, Germany 08/0016-A biopolar forceps
Bulldog clamp atraumatic,curved, De bakey 78 mm, 3" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  GF0900 bulldog clamps
DE BAKEY-SATINSKY vascular clamp 215mm ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  GF1661 vascular clamp
Dissecting scissors Mayo,250 mm, 10" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  SC2232   Scissors for dissection
Dissecting scissors Metzenbaum-Fino, 260 mm, 101/4" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  SC2290 Scissors for dissection
Draeger CATO Anesthetic machine with PM8050 Monitor Dräger, Drägerwerk AG & Co. KGaA, Lübeck, Germany  106782 Ventilation System
 Fine Tweezers, ADSON 180 mm ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  ADSONPZ0571 fine forceps
Gosset abdomenal wall spreader CHIRU-INSTRUMENTE, Kaierstuhl,Germany 09-621512 abdominal retractor
HALSTEAD MOSQUITO,curved, surgical 125mm ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  KL2291 mosquite clamps
HF surgical device ICC 300, Electrocautery Erbe Elektromedizin Gmbh; Tübingen, Germany 20132-043 cautery, biopolar
MICRO HALSTED-MOSQUITO 100mm, curved ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  KL2187 mosquite clamps
Micro steel needle holder straight 0,5mm, with spring lock ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  MN1324D microsurgical needle holder
Microsurgical/watermaker tweezers LINZ 150mm 6" Ergo round handle ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  MN0087 fine microsurgical forceps
needle holder Mayo-hegar,190 mm, 71/2" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  NH1255 needle holder
Overhold Slimline Fig. 0 8 1/2" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  KL4400 overholds
Sterile Gauze 10X10 Paul HaRTMANN AG,Heidenheim, Germany 401725 sterile gauze
Suction tip OP-Flex Handpiece Yankauer Pfm Medical AG, Köln, Germany 33032182 suction
surgical forceps Standard 5 3/4"  ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  PZ1260 surgical forceps
surgical scissors standard pointed-blunt (thread/cloth scissors)175 mm, 7" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  SC1522 surgical Scissors
Titanit vascular scissors POTTS-SMITH,185 mm, 71/4"60° ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  SC8562 Pott scissors
Tunneling instrument Marina Medical Instruments Inc,Davies,US MM-TUN06025 subcutaneous tunneling
Vessel loops Medline International Germany GmbH,Kleve, Germany VLMINB hold and adjust the vessel
Wound spreaders Weitlander, Stump,110 mm, 41/4" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  WH5210 wound care
Further material
Heating pad Eickemeyer – Medizintechnik für Tierärzte KG, Tuttlingen, Germany 
648050 MHP-E1220		 maintain body temperature during surgery
Laryngoscope, customized Wittex GmbH, Simbach, Germany 333222230  expose the vocal cord
Rectal temperature probe Asmuth Medizintechnik, Minden, Germany ASD-RA4 measure body temperature
Spray wound film Mepro-Dr. Jaeger und Bergmann GmbH, Vechta, Germany 2830  keep sterile condition
Sterile organ bag Raguse Gesellschaft für medizinische Produkte, Ascheberg, Germany 800059 organ preservation
swine jacket small, adult Landrasse swine 30-50kg, customized for Emka Telemetry and urinary catheterization  Lomir Biomedical Inc., United Kingdom SS J1LAPMP swine jackets to pretect implanted catheters and store urine bag
 Ultrasound device, Sonosite Edge-II FUJIFILM SonoSite GmbH, Frankfurt, Germany V21822 ultrasound and color Doppler
Urine bag 2000ml Volume ASID BONZ GmbH, Herrenberg, Germany  2062578 disposable urine bag connected to the uretero-cutaneous fistula catheter
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Watts, G. Joseph Murray: innovative surgeon and pioneer of transplantation. Lancet. 377 (9770), 987 (2011).
  2. Merion, R. M., et al. Deceased-donor characteristics and the survival benefit of kidney transplantation. Journal of the American Medical Association. 294 (21), 2726-2733 (2005).
  3. Jochmans, I., O’Callaghan, J. M., Pirenne, J., Ploeg, R. J. Hypothermic machine perfusion of kidneys retrieved from standard and high-risk donors. Transplant International. 28 (6), 665-676 (2015).
  4. Czigany, Z., et al. Machine perfusion for liver transplantation in the era of marginal organs-New kids on the block. Liver International. 39 (2), 228-249 (2018).
  5. Fabrizii, V., et al. Patient and graft survival in older kidney transplant recipients: does age matter. Journal of the American Soceity of Nephrology. 15 (4), 1052-1060 (2004).
  6. Jochmans, I., Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. Kidney perfusion: some like it hot others prefer to keep it cool. Current Opinion in Organ Transplantation. 22 (3), 260-266 (2017).
  7. . DSO Jahresbericht Available from: https://www.dso.de/SiteCollectionDocuments/DSO_Jahresbericht_2018.pdf (2018)
  8. Meister, F. A., et al. Hypothermic Oxygenated Machine Perfusion of Extended Criteria Kidney Allografts from Brain Dead Donors: Protocol for a Prospective Pilot Study. JMIR Research Protocols. 8 (10), 14622 (2019).
  9. Meister, F. A., et al. Hypothermic oxygenated machine perfusion-Preliminary experience with end-ischemic reconditioning of marginal kidney allografts. Clinical Transplantation. 33 (10), 13673 (2019).
  10. Siedlecki, A., Irish, W., Brennan, D. C. Delayed graft function in the kidney transplant. American Journal of Transplantation. 11 (11), 2279-2296 (2011).
  11. Plenter, R., Jain, S., Ruller, C. M., Nydam, T. L., Jani, A. H. Murine Kidney Transplant Technique. Journal of Visualized Experiments. (105), e52848 (2015).
  12. Fabry, G., et al. Cold Preflush of Porcine Kidney Grafts Prior to Normothermic Machine Perfusion Aggravates Ischemia Reperfusion Injury. Scientific Reports. 9 (1), 13897 (2019).
  13. Kalenski, J., et al. Improved preservation of warm ischemia-damaged porcine kidneys after cold storage in Ecosol, a novel preservation solution. Annals of Transplantation. 20, 233-242 (2015).
  14. Kalenski, J., et al. Comparison of Aerobic Preservation by Venous Systemic Oxygen Persufflation or Oxygenated Machine Perfusion of Warm-Ischemia-Damaged Porcine Kidneys. European Surgical Research. 57 (1-2), 10-21 (2016).
  15. Kaths, J. M., et al. Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation. Journal of Visualized Experiments. (101), e52909 (2015).
  16. Schreinemachers, M. C., et al. Improved preservation and microcirculation with POLYSOL after transplantation in a porcine kidney autotransplantation model. Nephrology Dialysis Transplantation. 24 (3), 816-824 (2009).
  17. Kaths, J. M., et al. Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol. Journal of Visualized Experiments. (108), e53765 (2016).
  18. De Deken, J., et al. Postconditioning effects of argon or xenon on early graft function in a porcine model of kidney autotransplantation. British Journal of Surgery. 105 (8), 1051-1060 (2018).
  19. Faure, A., et al. An experimental porcine model of heterotopic renal autotransplantation. Transplantation Proceedings. 45 (2), 672-676 (2013).
  20. Golriz, M., et al. Do we need animal hands-on courses for transplantation surgery. Clinical Transplantation. 27, 6-15 (2013).
  21. Gallinat, A., et al. Transplantation of Cold Stored Porcine Kidneys After Controlled Oxygenated Rewarming. Artificial Organs. 42 (6), 647-654 (2018).
  22. Russell, W. M. S., Burch, R. L. . The Principles of Humane Experimental Technique. , (1959).
  23. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8 (6), 1000412 (2010).
  24. Hagemeister, K., et al. Severity assessment in pigs after partial liver resection: evaluation of a score sheet. Laboratory Animals. 54 (3), (2019).
  25. Doorschodt, B. M., et al. Hypothermic machine perfusion of kidney grafts: which pressure is preferred. Annals of Biomedical Engineering. 39 (3), 1051-1059 (2011).
  26. Czigany, Z., et al. Improving Research Practice in Rat Orthotopic and Partial Orthotopic Liver Transplantation: A Review, Recommendation, and Publication Guide. European Surgical Research. 55 (1-2), 119-138 (2015).
  27. Nagai, K., Yagi, S., Uemoto, S., Tolba, R. H. Surgical procedures for a rat model of partial orthotopic liver transplantation with hepatic arterial reconstruction. Journal of Visualized Experiments. (73), e4376 (2013).
  28. Doorschodt, B. M., et al. Evaluation of a novel system for hypothermic oxygenated pulsatile perfusion preservation. The Internation Journal of Artificial Organs. 32 (10), 728-738 (2009).
  29. Kaths, J. M., et al. Continuous Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion Is Superior to Brief Normothermic Perfusion Following Static Cold Storage in Donation After Circulatory Death Pig Kidney Transplantation. American Journal of Transplantation. 17 (4), 957-969 (2017).
  30. Tammaro, V., et al. Prevention of fluid effusion in kidney transplantation with the use of hemostatic biomaterials. Transplantation Proceedings. 46 (7), 2203-2206 (2014).
  31. Golriz, M., et al. Pig kidney transplantation: an up-to-date guideline. European Surgical Research. 49 (3-4), 121-129 (2012).
  32. Higgins, R., et al. Hyponatraemia and hyperkalaemia are more frequent in renal transplant recipients treated with tacrolimus than with cyclosporin. Further evidence for differences between cyclosporin and tacrolimus nephrotoxicities. Nephrology Dialysis and Transplantation. 19 (2), 444-450 (2004).
  33. Markert, M., et al. A new telemetry-based system for assessing cardiovascular function in group-housed large animals. Taking the 3Rs to a new level with the evaluation of remote measurement via cloud data transmission. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 93, 90-97 (2018).
  34. Längin, M., et al. Perioperative Telemetric Monitoring in Pig-to-Baboon Heterotopic Thoracic Cardiac Xenotransplantation. Annals of Transplantation. 23, 491-499 (2018).
  35. Willens, S., Cox, D. M., Braue, E. H., Myers, T. M., Wegner, M. D. Novel technique for retroperitoneal implantation of telemetry transmitters for physiologic monitoring in Göttingen minipigs (Sus scrofa domesticus). Comparative Medicine. 64 (6), 464-470 (2014).
  36. van Dijk, R. M., et al. Design of composite measure schemes for comparative severity assessment in animal-based neuroscience research: A case study focussed on rat epilepsy models. PLoS One. 15 (5), 0230141 (2020).
  37. Zieglowski, L., et al. Severity assessment using three common behavioral or locomotor tests after laparotomy in rats: a pilot study. Laboratory Animals. , (2020).
  38. Bleich, A., Bankstahl, M., Jirkof, P., Prins, J. B., Tolba, R. H. Severity Assessment in animal based research. Laboratory Animals. 54 (1), 16 (2020).

Tags

Artificial IntelligenceAI Writing AssistantContent GenerationCopywritingText GenerationAI-powered WritingAutomated Content Creation

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Liu, W., Ernst, L., Doorschodt, B., Bednarsch, J., Becker, F., Nakatake, R., Masano, Y., Neumann, U. P., Lang, S. A., Boor, P., Lurje, I., Lurje, G., Tolba, R., Czigany, Z. Orthotopic Kidney Auto-Transplantation in a Porcine Model Using 24 Hours Organ Preservation And Continuous Telemetry. J. Vis. Exp. (162), e61591, doi:10.3791/61591 (2020).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image