Summary

Neisseria meningitidis Infectie van geïnduceerde pluripotente stamcel-afgeleide endotheelcellen in de hersenen

Published: July 14, 2020
doi:

Summary

Het hier beschreven protocol belicht de belangrijkste stappen in de differentiërende geïnduceerde pluripotente stamcel-afgeleide hersenachtige endotheelcellen, de voorbereiding van Neisseria meningitidis voor infectie en het verzamelen van monsters voor andere moleculaire analyses.

Abstract

Meningokokkenmeningitis is een levensbedreigende infectie die optreedt wanneer Neisseria meningitidis (meningokokken, Nm) toegang kan krijgen tot het centrale zenuwstelsel (CZS) door zeer gespecialiseerde endotheelcellen van de hersenen (BEC’s) binnen te dringen. Aangezien Nm een mensspecifieke ziekteverwekker is, maakt het gebrek aan robuuste in vivo modelsystemen de studie van de gastheer-pathogeen interacties tussen Nm en BEC’s een uitdaging en stelt het vast dat er behoefte is aan een op mensen gebaseerd model dat inheemse BEC’s nabootst. BEC’s hebben strakkere barrière-eigenschappen in vergelijking met perifere endotheelcellen die worden gekenmerkt door complexe tight junctions en verhoogde trans-endotheliale elektrische weerstand (TEER). Veel in vitro modellen, zoals primaire BEC’s en onsterfelijke BEC’s, missen of verliezen echter snel hun barrière-eigenschappen na verwijdering uit de oorspronkelijke neurale micro-omgeving. Recente ontwikkelingen in menselijke stamceltechnologieën hebben methoden ontwikkeld voor het afleiden van hersenachtige endotheelcellen uit geïnduceerde pluripotente stamcellen (iPSC’s) die BEC’s beter fenokopiëren in vergelijking met andere in vitro menselijke modellen. Het gebruik van iPSC-afgeleide BEC’s (iPSC-BEC’s) om Nm-BEC-interactie te modelleren, heeft het voordeel dat menselijke cellen worden gebruikt die BEC-barrière-eigenschappen bezitten, en kan worden gebruikt om barrièrevernietiging, aangeboren immuunactivering en bacteriële interactie te onderzoeken. Hier laten we zien hoe iPSC-BEC’s kunnen worden afgeleid uit iPSC’s, naast bacteriële voorbereiding, infectie en monsterverzameling voor analyse.

Introduction

De bloed-hersenbarrière (BBB) en de meningeale bloed-CSF-barrière (mBCSFB) zijn extreem strakke cellulaire barrières die de bloedsomloop scheiden van het centrale zenuwstelsel (CZS) en bestaan voornamelijk uit zeer gespecialiseerde hersenendotheelcellen (BEC’s)1,2. Samen handhaven BEC’s een goede hersenhomeostase door voedingsstoffen en afvalproducten in en uit de hersenen te reguleren, terwijl veel gifstoffen, medicijnen en ziekteverwekkers wordenuitgesloten1,2. Bacteriële meningitis treedt op wanneer door bloed overgedragen bacteriën in staat zijn om te interageren met en door de barrière te dringen die wordt gevormd door BEC’s en ontstekingen te veroorzaken. Neisseria meningitidis (Nm, meningokokken) is een Gram-negatieve bacterie die de neusdarm van 10-40% van de gezonde personen koloniseert, maar in sommige gevallen ernstige systemische ziekten kanveroorzaken3. Bij getroffen personen kan Nm toegang krijgen tot de bloedbaan, waar het purpura fulminans kan veroorzaken en BEC’s kan binnendringen en toegang kan krijgen tot het CZS enmeningitis kan veroorzaken. Nm is wereldwijd een belangrijke oorzaak van bacteriële meningitis en ondanks vaccinatie-inspanningen is het nog steeds een primaire oorzaak van meningitis4. Moderne medische interventies, zoals antibioticabehandeling, hebben deze aandoeningen overleefbaar gemaakt, maar degenen die getroffen zijn door meningitis blijven vaak achter met permanente neurologische schade 5,6.

Eerdere studies hebben bacteriële factoren en gastheersignalering geïdentificeerd die bijdragen aan Nm-BEC-interacties 7,8,9,10,11. De geïdentificeerde adhesinen en invasinen zoals het opaciteitseiwit Opc en type-IV pili, evenals receptoren zoals CD147, zijn in vitro uitgevoerd op verschillende BEC-modellen, maar deze modellen missen veel bepalende BBB-eigenschappen 7,9,11,12. Volledig begrip van Nm-BEC-interacties blijft ongrijpbaar, deels vanwege het onvermogen om in vivo modellen te gebruiken, onvolledige vaccinatiebescherming en het ontbreken van robuuste menselijke BEC-modellen in vitro.

Het modelleren van hBEC’s in vitro was een uitdaging vanwege de unieke eigenschappen van BEC’s. Vergeleken met perifere endotheelcellen hebben BEC’s een aantal fenotypes die hun barrière-eigenschappen versterken, zoals een hoge trans-endotheliale elektrische weerstand (TEER) als gevolg van complexe tight junctions12. Eenmaal verwijderd uit de micro-omgeving van de hersenen, verliezen BEC’s snel hun barrière-eigenschappen, waardoor het nut van primaire of onsterfelijke in-vitromodellen die slechts een zwakke barrière vormen, wordt beperkt12,13. De combinatie van de menselijke specificiteit van Nm-infecties, het gebrek aan robuuste in vivo modellen en uitdagingen bij het modelleren van menselijke BEC’s in vitro creëert een behoefte aan betere modellen om de complexe gastheer-pathogeen interactie tussen Nm en BEC’s te begrijpen. Onlangs zijn met behulp van modeltechnologieën voor menselijke geïnduceerde pluripotente stamcellen (iPSC) BEC-achtige cellen afgeleid van iPSC’s die BEC’s beter nabootsen in vivo12,13,14,15. iPSC-BEC’s zijn van menselijke oorsprong, gemakkelijk schaalbaar en bezitten verwachte BEC-fenotypes in vergelijking met hun primaire of onsterfelijke tegenhangers12,13,14,15. Bovendien hebben wij en anderen aangetoond dat iPSC-BEC’s nuttig zijn voor het modelleren van verschillende ziekten van het CZS, zoals gastheer-pathogeen interactie, de ziekte van Huntington en MCT8-deficiëntie die het Allan-Hurndon-Dudley-syndroom veroorzaakt 16,17,18,19,20,21. Hier demonstreren we hoe iPSC-BEC’s kunnen worden afgeleid uit hernieuwbare iPSC-bronnen en de infectie van iPSC-BEC’s met Nm die leidt tot activering van de aangeboren immuunrespons. Wij zijn van mening dat dit model nuttig is om gastheer-pathogeen interactie te ondervragen die niet kan worden gerecapituleerd in andere in vitro modellen en vooral nuttig is bij het onderzoeken van interacties met mensspecifieke pathogenen zoals Nm.

Protocol

OPMERKING: Alle stappen voor de bereiding van media/reagens, het onderhoud van stamcellen en de differentiatie zijn overgenomen van Stebbins et al.22. 1. Voorbereiding van materialen die nodig zijn voor iPSC-cultuur en BEC-differentiatie. Matrixcoating van weefselkweek (TC) kunststof voor IMR90-4 iPSC-kweekAliquot basale membraanmatrixgel (bijv. Matrigel) in aliquots van 2,5 mg en bewaren bij -20 °C.OPMERKING: Werk snel bij het hanteren van de mat…

Representative Results

Het hier beschreven protocol is aangepast van Stebbins et al. en belicht het proces om iPSC’s te differentiëren in hersenachtige endotheelcellen die BBB-eigenschappen bezitten, en hoe dit model kan worden gebruikt voor infectiestudies met behulp van iPSC-BEC’s met Nm19,22. De iPSC-BEC’s vertonen, wanneer ze op de juiste manier worden gedifferentieerd, strakke barrière-eigenschappen gemeten met TEER die vaak groter zijn dan 2000 Ω·cm2, en brengen en…

Discussion

Het modelleren van BEC’s en de BBB heeft uitdagingen gekend, aangezien primaire en onsterfelijke menselijke BEC’s, in vitro, de neiging hebben om robuuste barrièrefenotypes te missen. De komst van menselijke stamceltechnologieën heeft het mogelijk gemaakt om van iPSC afgeleide BEC-achtige cellen te genereren die de verwachte kenmerkende BBB-fenotypes behouden, zoals endotheelmarkers, tight junction-expressie, barrière-eigenschappen, respons op andere CZS-celtypen en functionele effluxtransporters 12,13,14,15,…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

L.M.E. wordt ondersteund door het DFG-onderzoekstrainingsprogramma GRK2157 getiteld “3D Tissue Models for Studying Microbial Infections by Human Pathogens”, toegekend aan A.S-U. B.J.K. wordt ondersteund door een postdoctoraal fellowship van de Alexander von Humboldt Stichting. Daarnaast erkennen we Lena Wolter voor haar technische assistentie bij het genereren van de iPSC-BEC’s in cultuur.

Materials

Accutase (1x) Sigma A6964 Enzymatic cell dissociation reagent
Acetic acid Sigma A6283
All-trans retinoic acid (RA) Sigma R2625
Anti-CD31 (PECAM-1) Thermo Scientific (Labvision) RB-10333
Anti-Claudin-5 Invitrogen 4C3C2
Anti-Glut-1 Thermo Scientific (Labvision) SPM498 (MA5-11315)
Anti-Occludin Invitrogen 33-1500
Anti-VE-cadherin Santa Cruz sc-52751
Anti-ZO-1 Invitrogen 33-9100
Bacto Proteose Peptone BD 211684
b-Mercaptoethanol Merck (Sigma-Aldrich) 805740
Cell culture plates and flasks Sarstedt
Centrifuge (Heraeus Megafuge 1.0R) Thermo Scientific
Class II biosafety cabinet Nuaire NU-437-400E
CO2 Incubator (DHD Autoflow CO2 Air-Jacketed Incubator) Nuaire
Collagen IV Sigma C5533
Columbia ager + 5 % sheep blood Biomerieux 43049
Costar Transwell polyester filters (12- or 24-well) Corning 3460, 3470
D(+)-Glucose Merck (Sigma-Aldrich) G8270
DAPI Invitrogen D1306
DMEM/F12 Gibco 31330-038
DMSO ROTH A994.1
Dulbecco's phosphate-buffered saline (DPBS) Gibco 21600-069
Epithelial Volt-Ohm Meter (Millicell ERS-2) with STX electrode Merck (Millipore) MERS00002
Fe(NO3)3 ROTH 5632.1
Fibronectin Sigma F1141
Fluoresence microscope (Eclipse Ti) Nikon
Hemacytometer (Neubauer) A. Hartenstein ZK06
Human basic fibroblast growth factor (bFGF) PeproTech 100-18B
Human Endothelial Serum Free Medium (hESFM) Gibco 11111-044
Inverted microscope (Wilovert) Hund (Will Wetzlar)
iPS(IMR90)-4 cells WiCell
Kellogg's supplement To prepare 110 ml of Kellogg's supplement, prepare 100 ml of 4 g/ml glucose, 0.1 g/ml glutamine, and 0.2 mg/ml thiamine pyrophosphate and 10 ml of 5 mg/ml Fe(NO3)3 and combine the solutions. Filter sterilize and store aliquoted at -20 °C.
Knockout serum replacement (KOSR) Gibco 10828-028
L-glutamine (GlutaMAX) Invitrogen 35050-038
LunaScript RT SuperMix Kit NEB E3010L cDNA synthesis kit
Matrigel Matrix Corning 354230
Methanol ROTH 4627.5
MgCl2 ROTH KK36.1
Micropipettes (Research Plus) Eppendorf
NaHCO3 ROTH 6329
Nonessential amino acids (NEAA) Gibco 11140-035
NucleoSpin RNA isolation kit Machery-Nagel 740955 RNA isolation kit
Pipette boy (Accu-Jet Pro) Brand
Platelet poor plasma-derived serum, bovine (PDS) Fisher 50-443-029
PowerUp SYBR Green Master Mix Applied Biosystems A25742 qPCR master mix
qPCR film (MicroAmp Optical Adhesive Film) Applied Biosystems 4211971
qPCR plates (MicroAmp Fast 96-well) Applied Biosystems 4346907
ROCK inhibitor, Y27632 dihydrochloride Tocris 1254
RT-PCR thermo cycler (StepOnePlus) Applied Biosystems 4376600
Serological pipettes Sarstedt
StemFlex basal medium + 50x StemFlex supplement Gibco A3349401 Stem-cell maintenance medium
Swinging Bucket Rotor (Heraeus #2704) Thermo Scientific
Thiamine pyrophosphate Sigma C8754-5G
Trypan Blue Solution, 0.4% Gibco 15250061
Versene Gibco 15040-033 Non-enzymatic cell dissociation reagent (EDTA)

References

  1. Rua, R., McGavern, D. B. Advances in Meningeal Immunity. Trends in Molecular Medicine. 24 (6), 542-559 (2018).
  2. Abbott, N. J., Patabendige, A. A. K., Dolman, D. E. M., Yusof, S. R., Begley, D. J. Structure and function of the blood-brain barrier. Neurobiology of Disease. 37 (1), 13-25 (2010).
  3. Rouphael, N. G., Stephens, D. S. Neisseria meningitidis: Biology, microbiology, and epidemiology. Methods in Molecular Biology. , (2012).
  4. Stephens, D. S., Greenwood, B., Brandtzaeg, P. Epidemic meningitis, meningococcaemia, and Neisseria meningitidis. Lancet. 369 (9580), 2196-2210 (2007).
  5. Le Guennec, L., Coureuil, M., Nassif, X., Bourdoulous, S. Strategies used by bacterial pathogens to cross the blood-brain barrier. Cellular Microbiology. , (2020).
  6. Doran, K. S., et al. Host-pathogen interactions in bacterial meningitis. Acta Neuropathologica. 131 (2), 185-209 (2016).
  7. Cunha, C. S. E., Griffiths, N. J., Virji, M. Neisseria meningitidis opc invasin binds to the sulphated tyrosines of activated vitronectin to attach to and invade human brain endothelial cells. PLoS Pathogens. , (2010).
  8. Coureuil, M., et al. Meningococcus hijacks a β2-adrenoceptor/β-arrestin pathway to cross brain microvasculature endothelium. Cell. 143 (7), 1149-1160 (2010).
  9. Bernard, S. C., et al. Pathogenic Neisseria meningitidis utilizes CD147 for vascular colonization. Nature Medicine. 20 (7), 725-731 (2014).
  10. Slanina, H., Hebling, S., Hauck, C. R., Schubert-Unkmeir, A. Cell invasion by neisseria meningitidis requires a functional interplay between the focal adhesion kinase, Src and cortactin. PLoS ONE. 7 (6), (2012).
  11. Unkmeir, A., et al. Fibronectin mediates Opc-dependent internalization of Neisseria meningitidis in human brain microvascular endothelial cells. Molecular Microbiology. 46 (4), 933-946 (2002).
  12. Helms, H. C., et al. In vitro models of the blood-brain barrier: An overview of commonly used brain endothelial cell culture models and guidelines for their use. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. , (2015).
  13. Lippmann, E. S., et al. Derivation of Blood-Brain Barrier Endothelial Cells from Human Pluripotent Stem Cells. Nature Biotechnology. 30 (8), 783-791 (2012).
  14. Lippmann, E. S., Al-Ahmad, A., Azarin, S. M., Palecek, S. P., Shusta, E. V. A retinoic acid-enhanced, multicellular human blood-brain barrier model derived from stem cell sources. Scientific Reports. 4, 4160 (2014).
  15. Hollmann, E. K., Bailey, A. K., Potharazu, A. V., Neely, M. D., Bowman, A. B., Lippmann, E. S. Accelerated differentiation of human induced pluripotent stem cells to blood-brain barrier endothelial cells. Fluids and Barriers of the CNS. , (2017).
  16. Kim, B. J., et al. Modeling Group B Streptococcus and Blood-Brain Barrier Interaction by Using Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Brain Endothelial Cells. mSphere. , (2017).
  17. Kim, B. J., et al. Streptococcus agalactiae disrupts P-glycoprotein function in brain endothelial cells. Fluids and Barriers of the CNS. 16 (1), 26 (2019).
  18. Kim, B. J., Shusta, E. V., Doran, K. S. Past and Current Perspectives in Modeling Bacteria and Blood–Brain Barrier Interactions. Frontiers in Microbiology. , (2019).
  19. Martins Gomes, S. F., et al. Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Brain Endothelial Cells as a Cellular Model to Study Neisseria meningitidis Infection. Frontiers in Microbiology. , (2019).
  20. Vatine, G. D., et al. Modeling Psychomotor Retardation using iPSCs from MCT8-Deficient Patients Indicates a Prominent Role for the Blood-Brain Barrier. Cell Stem Cell. , (2016).
  21. Lim, R. G., et al. Huntington’s Disease iPSC-Derived Brain Microvascular Endothelial Cells Reveal WNT-Mediated Angiogenic and Blood-Brain Barrier Deficits. Cell Reports. 19 (7), 1365-1377 (2017).
  22. Stebbins, M. J., Wilson, H. K., Canfield, S. G., Qian, T., Palecek, S. P., Shusta, E. V. Differentiation and characterization of human pluripotent stem cell-derived brain microvascular endothelial cells. Methods. 101, 93-102 (2016).
  23. Neal, E. H., et al. A Simplified, Fully Defined Differentiation Scheme for Producing Blood-Brain Barrier Endothelial Cells from Human iPSCs. Stem Cell Reports. 12 (6), 1380-1388 (2019).
  24. Wilson, H. K., Canfield, S. G., Hjortness, M. K., Palecek, S. P., Shusta, E. V. Exploring the effects of cell seeding density on the differentiation of human pluripotent stem cells to brain microvascular endothelial cells. Fluids and Barriers of the CNS. , (2015).
  25. Wilson, H. K., Faubion, M. G., Hjortness, M. K., Palecek, S. P., Shusta, E. V. Cryopreservation of brain endothelial cells derived from human induced pluripotent stem cells is enhanced by rho-associated coiled coil-containing kinase inhibition. Tissue Engineering – Part C: Methods. , (2016).
  26. Qian, T., et al. Directed differentiation of human pluripotent stem cells to blood-brain barrier endothelial cells. Science Advances. , (2017).
  27. Sances, S., et al. Human iPSC-Derived Endothelial Cells and Microengineered Organ-Chip Enhance Neuronal Development. Stem Cell Reports. , (2018).
  28. Canfield, S. G., et al. An isogenic blood-brain barrier model comprising brain endothelial cells, astrocytes, and neurons derived from human induced pluripotent stem cells. Journal of Neurochemistry. , (2017).
  29. Kurosawa, H. Application of Rho-associated protein kinase (ROCK) inhibitor to human pluripotent stem cells. Journal of Bioscience and Bioengineering. , (2012).
  30. Schubert-Unkmeir, A., Sokolova, O., Panzner, U., Eigenthaler, M., Frosch, M. Gene expression pattern in human brain endothelial cells in response to Neisseria meningitidis. Infection and Immunity. 75 (2), 899-914 (2007).
  31. Sokolova, O., et al. Interaction of Neisseria meningitidis with human brain microvascular endothelial cells: Role of MAP- and tyrosine kinases in invasion and inflammatory cytokine release. Cellular Microbiology. 6 (12), 1153-1166 (2004).
  32. Alimonti, J. B., et al. Zika virus crosses an in vitro human blood brain barrier model. Fluids and Barriers of the CNS. , (2018).
  33. Kim, B. J., Schubert-unkmeir, A. In vitro Models for Studying the Interaction of Neisseria meningitidis with Human Brain Endothelial Cells. Neisseria meningitidis: Methods and Protocols, Methods in Molecular Biology. 1969, 135-148 (2019).
  34. Kim, B. J., et al. Bacterial induction of Snail1 contributes to blood-brain barrier disruption. Journal of Clinical Investigation. 125 (6), 2473-2483 (2015).

Play Video

Cite This Article
Endres, L. M., Hathcock, S. F., Schubert-Unkmeir, A., Kim, B. J. Neisseria meningitidis Infection of Induced Pluripotent Stem-Cell Derived Brain Endothelial Cells. J. Vis. Exp. (161), e61400, doi:10.3791/61400 (2020).

View Video