Este é um protocolo para preparação aguda de fatias de hipocampi de camundongos adultos e envelhecidos que se aproveita da perfusão transcárrica e corte de fatias com NMDG-aCSF gelado para reduzir danos hipóxicos ao tecido. As fatias resultantes permanecem saudáveis durante muitas horas, e são adequadas para grampos de remendo de longo prazo e gravações de campo.
As fatias agudas de hipocampal permitiram que gerações de neurocientistas explorassem propriedades sinápticas, neuronais e circuitos em detalhes e com alta fidelidade. A exploração de mecanismos LTP e LTD, a computação dendrítica de neurônio único e as mudanças dependentes da experiência nos circuitos não teriam sido possíveis sem esta preparação clássica. No entanto, com algumas exceções, a pesquisa mais básica usando fatias de hipocampal agudas tem sido realizada usando fatias de roedores de idades relativamente jovens, ~P20-P40, embora mecanismos de excitabilidade sináptica e intrínseca tenham uma longa cauda de desenvolvimento que ultrapassa p60. O principal apelo do uso de jovens fatias hipocampais é a preservação da saúde neuronal auxiliada pela maior tolerância aos danos hipóxicos. No entanto, é preciso entender a função neuronal em estágios mais maduros de desenvolvimento, ainda mais acentuados pelo desenvolvimento de vários modelos animais de doenças neurodegenerativas que requerem uma preparação cerebral envelhecida. Aqui descrevemos uma modificação em uma preparação aguda de fatia hipocampal que fornece fatias saudáveis de hipocampi de camundongos adultos e envelhecidos. Os passos críticos do protocolo são a perfusão transcárdica e o corte com NMDG-aSCF sem sódio frio. Juntos, essas etapas atenuam a queda induzida pela hipóxia no ATP após a decapitação, bem como o edema citotóxico causado por fluxos passivos de sódio. Demonstramos como cortar fatias transversais de hipocampo mais córtex usando um microtoma vibrante. As fatias hipocampais agudas obtidas desta forma são confiáveis e saudáveis ao longo de muitas horas de gravação, e são apropriadas tanto para gravações de campo quanto para gravações direcionadas de grampos de remendo, incluindo o alvo de neurônios fluorescentes rotulados.
O advento das preparações de fatias cerebrais agudas de mamíferos facilitou experimentos no nível celular e sináptico que antes eram possíveis apenas em preparações de invertebrados como a Aplysia1. O desenvolvimento de fatias hipocampais agudas foi de particular significado, pois é uma estrutura responsável pela formação da memória e do contexto, e possui um circuito tri-sináptico especializado que é amenable à fácil manipulação fisiológica. No entanto, a grande maioria das fatias cerebrais agudas ainda são preparadas a partir de camundongos e ratos relativamente jovens, pois é mais fácil preservar neurônios e circuitos saudáveis, e as fatias permanecem viáveis por períodos mais longos de tempo2,3,4. Aqui, introduzimos modificações nos protocolos de corte padrão que resultam em maior viabilidade de fatias hipocampais agudas de camundongos adultos e envelhecidos.
O principal impedimento para a viabilidade ex vivo a longo prazo do parenchyma cerebral mamífero é o dano hipóxico inicial que ocorre rapidamente quando o fluxo sanguíneo para o cérebro pára após a decapitação. A perda de oxigênio resulta no rápido consumo metabólico dos principais recursos energéticos do cérebro, sendo a perda de fosfo-creatina (P-creatina) a mais rápida, seguida por glicose, adenosina triptofato (ATP) e glicógeno4. A preservação da ATP é de particular importância para a saúde a longo prazo das fatias cerebrais, pois a ATP é necessária para manter o potencial de membrana através do ATPase Na-K e, consequentemente, da atividade neural5,,6. O nível ATP no cérebro de roedor adulto é de ~2,5 mM, e cai vertiginosamente dentro de 20 s de decapitação para alcançar um estado basal estável (~0,5 mM) em torno de 1 min pós-decapitação4,,7,,8. Em animais jovens, leva mais tempo para observar a mesma queda em ATP (~2 min); com anestesia fenobarbital é ainda mais retardada para 4 min4. Essas considerações mostram que prevenir a perda de ATP e outros recursos energéticos é uma estratégia necessária para evitar danos hipóxicos ao cérebro e, por sua vez, manter a saúde das fatias cerebrais por períodos mais longos de tempo, especialmente em animais adultos.
Baixas temperaturas atrasam o metabolismo. Consequentemente, foi demonstrado que a hipotermia modesta protege as reservas de energia cerebral: em animais jovens, reduzindo a temperatura corporal em seis graus, de 37 °C para 31 °C, preserva os níveis de ATP para cerca de 80% dos níveis normais acima de 4h de hipóxia controlada9. Os níveis de p-creatina são igualmente preservados, bem como o potencial global de fosforilação9. Isso sugere que a redução da temperatura corporal antes da decapitação pode ser neuroprotetora, uma vez que os níveis quase normais de ATP poderiam ser mantidos através dos períodos de corte de fatias e recuperação de fatias.
Na medida em que uma queda de ATP não pode ser completamente impedida após a decapitação, espera-se uma função parcialmente prejudicada do ATPase Na-K, seguida de despolarização via influxo passivo de sódio. Como o fluxo passivo de sódio é seguido pela entrada de água nas células, causa edema citotóxico e, eventualmente, pyknose. Em ratos adultos, substituir íons Na+ por sacarose em soluções de corte de fatias tem sido uma estratégia bem sucedida para aliviar a carga do edema citotóxico10,11. Mais recentemente, as cáras orgânicas metiladas que diminuem a permeabilidade do canal de sódio12 têm mostrado oferecer proteção mais eficaz do que a sacarose, especialmente em fatias de camundongos adultos, com n-metil-D-glucamine (NMDG) sendo mais amplamente aplicável em diferentes idades e regiões cerebrais13,,14,,15,,16.
Numerosos protocolos de corte cerebral envolvem o uso de temperaturas frias apenas durante a etapa de corte de fatias, às vezes em combinação com a estratégia de substituição de íons Na+ 16,17. Em animais jovens, esses protocolos parecem oferecer neuroproteção suficiente, uma vez que os cérebros podem ser extraídos rapidamente após a decapitação porque o crânio ainda é fino e fácil de remover3. No entanto, essa estratégia não produz fatias saudáveis de animais adultos. Com o tempo, vários laboratórios que estudam roedores adultos introduziram perfusão transcárrica com uma solução gelada para diminuir a temperatura corporal do animal e, portanto, danos hipóxicos ao cérebro, antes da decapitação. Este procedimento foi aplicado com sucesso para produzir fatias cerebelares18, fatias de cérebro médio19, fatias neocorticais11,20, córtex perirhinal21, hipocampo de rato10,22,23, bulbo olfativo24, estriado ventral25, córtex visual26.
Apesar das vantagens oferecidas pela perfusão transcárdia e substituiçãode íons na preparação de fatias de ratos e em algumas regiões cerebrais em camundongos, o hipocampo de camundongos continua sendo uma das áreas mais desafiadoras para proteger da hipóxia13,20. Até o momento, uma das abordagens mais comuns para cortar hipocampo de camundongos envelhecidos e modelos de camundongos de neurodegeneração envolve o corte rápido clássico do hipocampo isolado27. No protocolo aqui descrito, minimizamos a perda de ATP no cérebro adulto introduzindo hipotermia antes da decapitação, perfumando transcardialmente o animal com Na+– fluido cerebrospinal artificial à base de NMDG (NMDG-aCSF). As fatias são então cortadas em Na+-free NMDG-aCSF. Com este protocolo aprimorado, obtemos fatias hipocampais agudas de camundongos adultos e envelhecidos que são saudáveis por até 10 h após o corte e são apropriados para gravações de campo de longo prazo e estudos de grampo de remendo.
O protocolo descrito aqui demonstra que as fatias hipocampais obtidas de camundongos adultos e envelhecidos podem permanecer saudáveis e viáveis por muitas horas após o corte. As fatias preparadas usando este protocolo são apropriadas para gravações de grampos de remendo, bem como gravações de campo de longa duração nas regiões ca1.
Há dois passos críticos neste protocolo. O primeiro passo é o passo de perfusão transcárvia com uma solução gelada. A liberação rápida do sang…
The authors have nothing to disclose.
Carla J. Shatz por conselhos e apoio, e Dr. Barbara K. Brott e Michelle K. Drews por lerem criticamente o manuscrito. O trabalho é apoiado pelo NIH EY02858 e pela Mathers Charitable Foundation concede ao CJS.
“60 degree” tool | made in-house | ||
#10 scalpel blade | Bard-Parker (Aspen Surgical) | 371110 | |
1M CaCl2 | Fluka Analytical | 21114 | |
95%O2/5%CO2 | Praxiar or another local supplier | ||
Acepromazine maleate (AceproJect) | Henry Schein | 5700850 | |
Agar | Fisher | BP1423-500 | |
Beakers, measuring cylinders, reagent bottles | |||
Brushes size 00-2 | Ted Pella | Crafts stores are another source of soft brushes, with larger selection and better quality than Ted Pella. | |
CCD camera | Olympus | XM10 | |
Choline bicarbonate | Pfalz & Bauer | C21240 | |
Cyanoacrilate glue | Krazy glue | Singles | |
Decapitation scissors | FST | 14130-17 | |
Feather blades | Feather | FA-10 | |
Filter paper #2 | Whatman | Either rounds or pieces cut from a bigger sheet work well. | |
Forceps | A. Dumont & Fils | Inox 3c | |
Glass bubblers (Robu glass borosillicate microfilter candles) – porosity 3 | Robuglas.com | 18103 or 18113 | Glass bubblers are more expensive than bubbling stones used in aquaria. However, they are easy to clean and sterilize, and can last a long time. |
Glucose | Sigma-Aldrich | G8270 | |
HCl | Fisher | A144SI-212 | |
Ice buckets | |||
KCl | Sigma-Aldrich | P4504 | |
Ketamine HCl (KetaVed) | VEDCO | NDC 50989-996-06 | |
KH2PO4 | Sigma-Aldrich | P0662 | |
Leica Tissue slicer VT1000S | The cutting settings are 1 mm horizontal blade amplitude, frequency dial at 9, and speed setting at 2 | ||
Magnetic stirrers and stir bars | |||
Mg2SO4 x 7H2O | Sigma-Aldrich | 230391 | |
MgCl2 | Sigma-Aldrich | M9272 | |
MilliQ water machine | Millipore | Source for 18 Mohm water | |
Na-ascorbate | Sigma-Aldrich | A4035 | |
Na-pyruvate | Sigma-Aldrich | P8574 | |
NaCl | Sigma-Aldrich | S3014 | |
NaHCO3 | EMD | SX0320-1 | |
Needle 27G1/2 | |||
NMDG | Sigma-Aldrich | M2004 | |
Paper tape | |||
Peristaltic pump | Cole-Parmer | #7553-70 | |
Peristaltic pump head | Cole-Parmer | Masterflex #7518-00 | |
Personna blades | Personna double edge | Amazon | |
pH meter | |||
Recovery chamber | in-house made | ||
Scalpel blade handle size 3 | Bard-Parker (Aspen Surgical) | 371030 | |
Scissors angled blade | FST | 14081-09 | |
Single edge industrial razor blade #9 | VWR | 55411 | |
Spatulas | |||
Transfer pipettes | Samco Scientific | 225 | |
Upright microscope | Olympus BX51WI | ||
Xylazine HCl (XylaMed) | VetOne | 510650 |