Summary

Ex Vivo Presurizado Hippocampal Capillary-Parenchymal Arteriole Preparación para Estudio Funcional

Published: December 18, 2019
doi:

Summary

El presente manuscrito detalla cómo aislar las arterias y capilares del hipocampo del cerebro del ratón y cómo presurizarlas para miografía a presión, inmunofluorescencia, bioquímica y estudios moleculares.

Abstract

Desde alteraciones conductuales sutiles hasta demencia en etapa sorpresa, el deterioro cognitivo vascular generalmente se desarrolla después de la isquemia cerebral. El accidente cerebrovascular y el paro cardíaco son enfermedades notablemente dimórficas sexualmente, y ambas inducen isquemia cerebral. Sin embargo, el progreso en la comprensión del deterioro cognitivo vascular, y luego el desarrollo de tratamientos específicos del sexo, se ha visto en parte limitado por los desafíos en la investigación de la microcirculación cerebral de los modelos de ratón en estudios funcionales. Aquí, presentamos un enfoque para examinar la señalización capilar-a-arteriola en una preparación ex vivo del arteriolo capilar-parenquimal del hipocampo (HiCaPA) del cerebro del ratón. Describimos cómo aislar, canalizar y presurizar la microcirculación para medir el diámetro arteriolar en respuesta a la estimulación capilar. Mostramos qué controles funcionales apropiados se pueden utilizar para validar la integridad de la preparación hiCaPA y mostrar resultados típicos, incluyendo la prueba de potasio como un agente de acoplamiento neurovascular y el efecto del inhibidor recientemente caracterizado de la familia de canales de potasio de retificación interna Kir2, ML133. Además, comparamos las respuestas en los preparados obtenidos de ratones machos y hembras. Si bien estos datos reflejan investigaciones funcionales, nuestro enfoque también se puede utilizar en estudios de biología molecular, inmunoquímica y electrofisiología.

Introduction

La circulación pial en la superficie del cerebro ha sido objeto de mucho estudio, en parte debido a su accesibilidad experimental. Sin embargo, la topología de la vasculatura cerebral crea regiones distintas. A diferencia de la robusta red pial rica en anastomosas con capacidad sustancial para redirigir el flujo sanguíneo, las arteriolas parénquimas intracerebrales (PA) presentan un suministro colateral limitado, cada uno de ellos perdiendo un volumen discreto de tejido nervioso1,2. Esto crea un efecto cuello de botella en el flujo sanguíneo que, combinado con características fisiológicas únicas3,4,5,6,7,8, hace que las arterias intracerebrales un sitio crucial para la regulación del flujo sanguíneo cerebral (CBF)9,10. A pesar de los desafíos técnicos inherentes al aislamiento y la cannulación de los PA, en la última década se ha visto un mayor interés en los estudios funcionales ex vivo utilizando recipientes presurizados11,12,13,14,15,16,17. Una de las razones de este mayor interés es el considerable esfuerzo de investigación realizado en el acoplamiento neurovascular (NVC), el mecanismo que sostiene la hiperemia funcional cerebral18.

Regionalmente, CBF puede aumentar rápidamente después de la activación neuronal local19. Los mecanismos celulares y las propiedades de señalización que controlan NVC se entienden incompletamente. Sin embargo, identificamos un papel previamente imprevisto para los capilares cerebrales durante la nCV en la observación de la actividad neuronal y traduciéndolo en una señal eléctrica hiperpolarizadora para dilatar las arterias aguas arriba20,21,22. Potenciales de acción23,24 y apertura de canales de gran conducta ca2+-activados K+ (BK) en los pies de extremo astrocíticos25,26 aumentan la concentración de iones de potasio intersticial [K+] o ,loque resulta en la activación de fuertes canales rectificadores internos K+ (Kir) en el endotelio vascular de los capilares. Este canal es activado por K+ externo, pero también por hiperpolarización en sí. La corriente hiperpolarizante se regenera en las células endoteliales capilares adyacentes hasta la arteriola, donde provoca relajación de los miocitos y aumento de la CBF20,21. El estudio de este mecanismo nos llevó a desarrollar una preparación capilar-parénquimal presurizada (CaPA) para medir el diámetro arteriolar durante la estimulación capilar con agentes vasoactivos. La preparación de CaPA se compone de un segmento de arteriolas intracerebrales canulados con una ramificación capilar intacta y aguas abajo. Los extremos capilares se comprimen contra el fondo del cristal de la cámara mediante un micropipeta, que ocluye y estabilice toda la formación vascular20,21.

Anteriormente realizamos innovaciones instrumentales mediante la toma de imágenes de los preparativos de CaPA a partir de la corteza del ratón20,21 y arterioles de la amígdala de rata13 y el hipocampo16,17. A medida que la vasculatura del hipocampo recibe más atención debido a su susceptibilidad a las condiciones patológicas, aquí proporcionamos un método paso a paso para la preparación de CaPA desde el hipocampo de ratón (HiCaPA) que no sólo se puede utilizar en estudios funcionales de NVC, sino también en biología molecular, inmunoquímica y electrofisiología.

Protocol

Todos los experimentos fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad de Colorado, Anschutz Medical Campus y se realizaron de acuerdo con las directrices de los Institutos Nacionales de Salud. 1. Soluciones Utilice la solución salina con búfer MOPS para la disección y para mantener las muestras a 4 oC antes de su utilización. No gasgaste la solución. Preparar solución salina tamponada MOPS con la siguiente composición: 135 …

Representative Results

Los canales Endoteliales de pequeña conductancia (SK) e intermedio de conductividad (IK) Ca2+-sensibles K+ ejercen una influencia dilatoria sobre el diámetro de los PA. Aplicación de baño de 1 M NS309, un agonista sintético del canal IK y SK, causado cerca de la dilatación máxima(Figura 2A, B). Sin embargo, las células endoteliales capilares carecen de canales IK y SK y no hiperpolarizan en respuesta a NS309<sup …

Discussion

La preparación presurizada HiCaPA (arteriola capilar-parénquimal del hipocampo) descrita en el presente manuscrito es una extensión de nuestro procedimiento bien establecido para aislar, presurizar y estudiar arteriolas parénquimas29. Recientemente informamos que los canales Kir2.1 en las células endoteliales capilares cerebrales detectan aumentos en [K+]o asociados con la activación neuronal, y generan una señal de hiperpolarización ascendente que dilata los arteriol…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Los autores quieren agradecer a Jules Morin por comentarios perspicaces sobre el manuscrito. Esta investigación fue financiada por premios de la organización sin fines de lucro CADASIL Together We Have Hope, el Center for Women’s Health and Research y el NHLBI R01HL136636 (FD).

Materials

0.22µm Syringe Filters CELLTREAT Scientific Products 229751
12-0 Nylon (12cm) Black Microsurgery Instruments, Inc S12-0 NYLON
Automatic Temperature Controller Warner Instruments TC-324B
Borosilicate Glass O.D.: 1.2 mm, I.D.: 0.68 mm Sutter Instruments B120-69-10
Bovine serum albumin Sigma-Aldrich A7030
CaCl2 dihydrate Sigma-Aldrich C3881
D-(+)-Glucose Sigma-Aldrich G5767
Dissection Scope Olympus SZ11
ECOLINE VC-MS/CA 4-12 — complete Pump with Drive and MS/CA 4-12 pump-head Ismatec ISM 1090
EGTA Sigma-Aldrich E4378
Fine Scissors – Sharp Fine Science Tools 14063-09
Inline Water Heater Warner Instruments SH-27B
Integra™ Miltex™Tissue Forceps Fisher Scientific 12-460-117
KCl Sigma-Aldrich P9333
KH2PO4 Sigma-Aldrich P5379
Magnesium sulfate heptahydrate Sigma-Aldrich M1880
MgCl Anhydrous Sigma-Aldrich M8266
Micromanipulator Narishige MN-153
ML 133 hydrochloride Tocris 4549
MOPS Sigma-Aldrich M1254
NaCl Sigma-Aldrich S9625
NaH2PO4 Sigma-Aldrich S9638
NaHCO3 Sigma-Aldrich S8875
NS309 Tocris 3895
Picospritzer III – Intracellular Microinjection Dispense Systems, 2-channel Parker Hannifin 052-0500-900
Pressure Servo Controller with Peristaltic Pump Living Systems Instrumentation PS-200
Sodium pyruvate Sigma-Aldrich P3662
Super Fine Forceps Fine Science Tools 11252-20
Surgical Scissors – Sharp-Blunt Fine Science Tools 14001-13
Vertical Micropipette Puller Narishige PP-83

References

  1. Nishimura, N., Schaffer, C. B., Friedman, B., Lyden, P. D., Kleinfeld, D. Penetrating arterioles are a bottleneck in the perfusion of neocortex. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (1), 365-370 (2007).
  2. Shih, A. Y., et al. Robust and fragile aspects of cortical blood flow in relation to the underlying angioarchitecture. Microcirculation (New York, N.Y.:1994). 22 (3), 204-218 (2015).
  3. Cipolla, M. J., Smith, J., Kohlmeyer, M. M., Godfrey, J. A. SKCa and IKCa Channels, Myogenic Tone, and Vasodilator Responses in Middle Cerebral Arteries and Parenchymal Arterioles: Effect of Ischemia and Reperfusion. Stroke. 40 (4), 1451-1457 (2009).
  4. Nystoriak, M. A., et al. Fundamental increase in pressure-dependent constriction of brain parenchymal arterioles from subarachnoid hemorrhage model rats due to membrane depolarization. AJP: Heart and Circulatory Physiology. 300 (3), H803-H812 (2011).
  5. Dabertrand, F., Nelson, M. T., Brayden, J. E. Acidosis dilates brain parenchymal arterioles by conversion of calcium waves to sparks to activate BK channels. Circulation Research. 110 (2), 285-294 (2012).
  6. Dabertrand, F., Nelson, M. T., Brayden, J. E. Ryanodine receptors, calcium signaling, and regulation of vascular tone in the cerebral parenchymal microcirculation. Microcirculation (New York, N.Y.:1994). 20 (4), 307-316 (2013).
  7. Cipolla, M. J., et al. Increased pressure-induced tone in rat parenchymal arterioles vs. middle cerebral arteries: role of ion channels and calcium sensitivity. Journal of Applied Physiology. 117 (1), 53-59 (2014).
  8. De Silva, T. M., Modrick, M. L., Dabertrand, F., Faraci, F. M. Changes in Cerebral Arteries and Parenchymal Arterioles with Aging: Role of Rho Kinase 2 and Impact of Genetic Background. Hypertension. 71 (5), 921-927 (2018).
  9. Shih, A. Y., et al. The smallest stroke: occlusion of one penetrating vessel leads to infarction and a cognitive deficit. Nature Neuroscience. 16 (1), 55-63 (2013).
  10. Koide, M., et al. The yin and yang of KV channels in cerebral small vessel pathologies. Microcirculation (New York, N.Y.:1994). 25 (1), (2018).
  11. Girouard, H., et al. Astrocytic endfoot Ca2+ and BK channels determine both arteriolar dilation and constriction. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (8), 3811-3816 (2010).
  12. Dabertrand, F., et al. Prostaglandin E2, a postulated astrocyte-derived neurovascular coupling agent, constricts rather than dilates parenchymal arterioles. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 33 (4), 479-482 (2013).
  13. Longden, T. A., Dabertrand, F., Hill-Eubanks, D. C., Hammack, S. E., Nelson, M. T. Stress-induced glucocorticoid signaling remodels neurovascular coupling through impairment of cerebrovascular inwardly rectifying K+ channel function. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (20), 7462-7467 (2014).
  14. Dabertrand, F., et al. Potassium channelopathy-like defect underlies early-stage cerebrovascular dysfunction in a genetic model of small vessel disease. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (7), E796-E805 (2015).
  15. Pires, P. W., Sullivan, M. N., Pritchard, H. A. T., Robinson, J. J., Earley, S. Unitary TRPV3 channel Ca2+ influx events elicit endothelium-dependent dilation of cerebral parenchymal arterioles. AJP: Heart and Circulatory Physiology. 309 (12), H2031-H2041 (2015).
  16. Johnson, A. C., Cipolla, M. J. Altered hippocampal arteriole structure and function in a rat model of preeclampsia: Potential role in impaired seizure-induced hyperemia. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 37 (8), 2857-2869 (2016).
  17. Johnson, A. C., Miller, J. E., Cipolla, M. J. Memory impairment in spontaneously hypertensive rats is associated with hippocampal hypoperfusion and hippocampal vascular dysfunction. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. , (2019).
  18. Iadecola, C. The Neurovascular Unit Coming of Age: A Journey through Neurovascular Coupling in Health and Disease. Neuron. 96 (1), 17-42 (2017).
  19. Roy, C. S., Sherrington, C. S. On the Regulation of the Blood-supply of the Brain. The Journal of Physiology. 11 (1-2), 85-158 (1890).
  20. Longden, T. A., et al. Capillary K+-sensing initiates retrograde hyperpolarization to increase local cerebral blood flow. Nature Neuroscience. 20 (5), 717-726 (2017).
  21. Harraz, O. F., Longden, T. A., Dabertrand, F., Hill-Eubanks, D., Nelson, M. T. Endothelial GqPCR activity controls capillary electrical signaling and brain blood flow through PIP2 depletion. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (15), E3569-E3577 (2018).
  22. Harraz, O. F., Longden, T. A., Hill-Eubanks, D., Nelson, M. T. PIP2 depletion promotes TRPV4 channel activity in mouse brain capillary endothelial cells. eLife. 7, 351 (2018).
  23. Hodgkin, A. L., Huxley, A. F. A quantitative description of membrane current and its application to conduction and excitation in nerve. The Journal of Physiology. 117 (4), 500-544 (1952).
  24. Ballanyi, K., Doutheil, J., Brockhaus, J. Membrane potentials and microenvironment of rat dorsal vagal cells in vitro during energy depletion. The Journal of Physiology. 495 (Pt 3), 769-784 (1996).
  25. Filosa, J. A., et al. Local potassium signaling couples neuronal activity to vasodilation in the brain. Nature Neuroscience. 9 (11), 1397-1403 (2006).
  26. Attwell, D., et al. Glial and neuronal control of brain blood flow. Nature. 468 (7321), 232-243 (2010).
  27. Coyle, P. Vascular patterns of the rat hippocampal formation. Experimental Neurology. 52 (3), 447-458 (1976).
  28. Wang, H. R., et al. Selective inhibition of the K(ir)2 family of inward rectifier potassium channels by a small molecule probe: the discovery, SAR, and pharmacological characterization of ML133. ACS Chemical Biology. 6 (8), 845-856 (2011).
  29. Pires, P. W., Dabertrand, F., Earley, S. Isolation and Cannulation of Cerebral Parenchymal Arterioles. Journal of Visualized Experiments. (111), 1-11 (2016).
  30. Bayliss, W. M. On the local reactions of the arterial wall to changes of internal pressure. The Journal of Physiology. 28 (3), 220-231 (1902).
  31. Montagne, A., et al. Blood-brain barrier breakdown in the aging human hippocampus. Neuron. 85 (2), 296-302 (2015).
  32. Zhang, X., et al. Circulating heparin oligosaccharides rapidly target the hippocampus in sepsis, potentially impacting cognitive functions. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (19), 9208-9213 (2019).
  33. Kim, K. J., Filosa, J. A. Advanced in vitro approach to study neurovascular coupling mechanisms in the brain microcirculation. The Journal of Physiology. 590 (7), 1757-1770 (2012).

Play Video

Cite This Article
Rosehart, A. C., Johnson, A. C., Dabertrand, F. Ex Vivo Pressurized Hippocampal Capillary-Parenchymal Arteriole Preparation for Functional Study. J. Vis. Exp. (154), e60676, doi:10.3791/60676 (2019).

View Video